Summary

Eletrofisiológica Gravação De<em> Drosophila</em> Labellar Prove sensilla

Published: February 26, 2014
doi:

Summary

Este protocolo descreve gravação extracelular das respostas potenciais de ação disparados pelos neurônios do gosto labellar em Drosophila.

Abstract

A resposta ao gosto periférica de insectos pode ser fortemente investigada com técnicas electrofisiológicas. O método descrito aqui permite ao pesquisador para medir as respostas gustativas diretamente e quantitativamente, refletindo a entrada sensorial que o sistema nervoso do inseto recebe estímulos do paladar em seu ambiente. Este protocolo descreve todos os passos fundamentais na realização desta técnica. Os passos críticos na montagem de um equipamento de eletrofisiologia, como seleção de equipamento necessário e um ambiente adequado para a gravação, são delineadas. Nós também descrevem como se preparar para a gravação, fazendo referência e gravação de eletrodos apropriados e soluções de saborizante. Nós descrevemos detalhadamente o método utilizado para a preparação do inseto pela inserção de um eletrodo de referência de vidro na mosca, a fim de imobilizar a tromba. Mostramos vestígios dos impulsos elétricos disparados por neurônios do gosto em resposta a um açúcar e um composto amargo. Aspectos do protocolo são as technically desafiador e que incluem uma extensa descrição de alguns desafios técnicos comuns que podem ser encontrados, como a falta de sinal ou ruído excessivo no sistema, e as possíveis soluções. A técnica tem limitações, tais como a incapacidade de proporcionar estímulos temporalmente complexos, observar fundo disparar imediatamente anterior ao estímulo de entrega, ou usar compostos de sabor insolúveis em água convenientemente. Apesar destas limitações, esta técnica (incluindo variações menores referenciados no protocolo) é um padrão, procedimento amplamente aceito para a gravação de respostas neuronais Drosophila a gosto compostos.

Introduction

O sentido do gosto permite que um insecto para detectar uma vasta gama de produtos químicos solúveis e desempenha um papel importante para a aceitação de uma substância nutritiva, ou a rejeição de um nocivos ou tóxicos. Gosto também é pensado para jogar um papel na seleção de parceiros, através da detecção de feromônios 1-5. Estas funções importantes e diversificados têm feito o sistema de gosto inseto um alvo atraente de investigação sobre como os sistemas sensoriais traduzir estímulos ambientais em saídas comportamentais relevantes.

A unidade principal do sistema gosto Drosophila melanogaster é o cabelo gosto, ou sensillum. Moléculas entrar no sensillum através de uma poro na sua ponta de 2,6. Sensilas são encontrados no labellum, as pernas, a margem da asa, e a faringe 6. Por labelo, o número ea localização dos sensilla é estereotipado. Existem três classes morfológicas de sensilla com base em comprimento: o comprimento (L), intermediário (I) e curto (S ) Sensilla 7,8. Cada sensillum contém dois (I-tipo) ou quatro (L-e S-type) neurônios receptores gustativos (GRNs) 9. Diferentes GRNs respondem a diferentes tipos de estímulos do paladar: amargo, açúcar, sal e osmolaridade 7,10 e expressar diferentes subconjuntos de receptores gustativos 8,11-13. Apenas I e S-type sensilla conter GRNs amargas-responsive 8,10. O projecto GRNs para o gânglio supraesofágico (SOG) e a sua activação por moléculas de sabor é retransmitida para o sistema nervoso central mais elevada para a descodificação, resulta em uma resposta comportamental 6. O número relativamente pequeno de neurônios ea receptividade para análise molecular e comportamental tornar o sistema gosto Drosophila um excelente modelo para o estudo de sistemas gustativos em geral. A relativa facilidade com a qual o sistema pode ser manipulado através de mutação genética ou o sistema de expressão GAL4-UAS também serve como uma ferramenta valiosa 14,15.

EOR "> Porque estes sensilas sobressaem a partir da superfície do labellum, que constituem excelentes alvos para electrofisiologia. O disparo dos GRNs pode ser monitorizada usando a gravação extracelular. Historicamente, o método de gravação da parede lateral, que utiliza um eléctrodo de vidro inserido no sensillum para registar a actividade neuronal, 26 foi utilizada. No entanto, este método é tecnicamente difícil de executar, e que é difícil de gravar durante muito tempo a partir de cada preparação. método A ponta de gravação, o qual mede a resposta dos neurónios com um eléctrodo que proporciona simultaneamente um saborizante, se tornou o método de escolha 9,16. Ele tem sido utilizado para investigar o sistema de sabor de Drosophila melanogaster 8,10,17,18, bem como um número de outras espécies de insectos 19-23. Tem foi muito facilitado pelo desenvolvimento do amplificador tastePROBE, que supera uma das principais desvantagens do método de ponta de gravação, compensandoa grande diferença de potencial entre o eletrodo de referência eo inseto sensillum, permitindo que os potenciais de ação GRN a ser gravado sem amplificação excessiva ou filtragem 24. Outro desenvolvimento importante foi o uso de citrato de tricholine como eletrólito de gravação 25. TCC suprime respostas do GRN sensível ao osmolaridade e não estimula a GRN sensível ao sal, fazendo com que as respostas geradas por tastants amargo e açúcar muito mais fácil de analisar 25.

Aqui nós descrevemos como gravação ponta Drosophila labellar sensilla está realizado no laboratório Carlson. Este protocolo irá explicar como criar um equipamento adequado eletrofisiologia, como preparar a voar, e como realizar gravações gustativas. Também apresentamos alguns dados representativos obtidos através da gravação de subconjuntos de Drosophila sensilla, bem como alguns problemas comuns e as possíveis soluções que podem ser encontradas ao usar estetécnica.

Protocol

O protocolo a seguir está em conformidade com todas as orientações de cuidados de animais da Universidade de Yale. 1. Reagentes e Equipamentos Preparação Gravar configuração do equipamento (Figura 1A). Escolha uma sala para a instalação equipamento que está livre de grandes variações de temperatura ou umidade e também isolado de fontes de ruído elétrico e mecânico, como geladeiras e centrífugas. <br /…

Representative Results

A Figura 5A mostra a resposta de um L sensillum a um açúcar, sacarose. O mesmo sensillum não responde a um composto amargo, berberina. Figura 5B mostra que uma sensillum tipo I, que contém um neurónio sensível amargo, exibe maiores picos de amplitude em resposta a berberina e menores picos de amplitude em resposta a sacarose. L sensilas exibir uma resposta mínima do fundo para o controlo de solvente, TCC, enquanto sensilas exibir praticamente nenhuma resposta à CTP (Figu…

Discussion

Sensilas Labellar variar na facilidade de gravação devido às diferenças em morfologia e organização anatómica. Às vezes, um sensillum não responder a quaisquer tastants, mesmo aquele que é conhecido por provocar uma resposta positiva. A frequência com que isso ocorre varia dependendo do tipo de sensillum. L sensilla são mais consistentemente ágil e são relativamente fáceis de acessar devido ao seu comprimento. Em geral, S sensilla são sempre sensível, mas sua curta duração e posição no labelo fazer …

Offenlegungen

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabalho foi apoiado por uma concessão 1F31DC012985 predoctoral NRSA (para RD) e por concessões do NIH para JC

Gostaríamos de agradecer ao Dr. Weiss Linnea pelos comentários úteis sobre o manuscrito, o Dr. Ryan Joseph para ajuda compilando números, eo Dr. Frederic Marion-Poll para assessoria técnica útil. Gostaríamos também de agradecer as observações úteis de quatro colaboradores.

Materials

Stereo Zoom Microscope Olympus  SZX12 DFPLFL1.6x PF eyepieces: WHN10x-H/22 capable of ~150x magnification with long working distance table mount stand
Anti-vibration Table Kinetic Systems BenchMate2210
Micromanipulators Narishige NMN-21
Magnetic stands ENCO Model #625-0930
Reference Electrode Holder Harvard Apparatus ESP/W-F10N Can be mounted on 5ml serological pipette for extended range
 Silver Wire World Precision Instruments AGW1510 0.3-0.5mm diameter
Retort Stand generic
Outlet Plastic Tube generic, 1cm diameter
Flexible Plastic Tubing Nalgene  8000-0060 VI grade 1/4 in internal diameter 
500 ml Conical Flask generic,  with side arm
Aquarium Pump Aquatic Gardens Airpump 2000
Fiber Optic Light Source Dolan-Jenner Industries Fiber-Lite 2100
White Card/Paper Whatman 1001-110
Digital Acquisition System Syntech IDAC-4 Alternative: National Instruments NI-6251  
Headstage Syntech DTP-1 Tasteprobe
Tasteprobe Amplifier Syntech DTP-1 Tasteprobe
Alligator Clips Grainger 1XWN7 Any brand is fine
Insulated Electrical Wire Generic
Gold Connector Pins World Precision Instruments 5482
Personal Computer Dell  Vostro Check for compatibility with digital acquisition system and software
Acquisition Software Syntech Autospike Autospike works with IDAC-4; alternatively, use Labview with NI-6251
Aluminum Foil and/or Faraday Cage Electro-magnetic noise shielding
Borosilicate Glass Capillaries World Precision Instruments 1B100F-4
Pipette Puller Sutter Instrument Company Model P-87 Flaming/Brown Micropipette Puller
Beadle and Ephrussi Ringer Solution See recipe in protocol section
Tricholine citrate, 65%  Sigma T0252-100G
Stereo Microscope Olympus VMZ 1x-4x Capable of 10x-40x magnification
Ice Bucket Generic
p200 Pipette Tips Generic
Spinal Needle Terumo SN*2590
1ml Syringe Beckton-Dickenson 301025
Fly Aspirator Assembled from P1000 pipette tips, flexible plastic tubing, and mesh
Modeling Clay Generic
Forceps Fine Science Tools By Dumont 11252-00 #5SF (super-fine tips)
10ml Syringe  Beckton-Dickinson 301029
Plastic Tubing Tygon R-3603

Referenzen

  1. Glendinning, J. I., Jerud, A., Reinherz, A. T. The hungry caterpillar: an analysis of how carbohydrates stimulate feeding in Manduca sexta. The Journal of experimental biology. 210, 3054-3067 (2007).
  2. Yarmolinsky, D. A., Zuker, C. S., Ryba, N. J. Common sense about taste: from mammals to insects. Cell. 139, 234-244 (2009).
  3. Thistle, R., Cameron, P., Ghorayshi, A., Dennison, L., Scott, K. Contact chemoreceptors mediate male-male repulsion and male-female attraction during Drosophila courtship. Cell. 149, 1140-1151 (2012).
  4. Toda, H., Zhao, X., Dickson, B. J. The Drosophila female aphrodisiac pheromone activates ppk23(+) sensory neurons to elicit male courtship behavior. Cell reports. 1, 599-607 (2012).
  5. Lu, B., LaMora, A., Sun, Y., Welsh, M. J., Ben-Shahar, Y. ppk23-Dependent chemosensory functions contribute to courtship behavior in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 8, e1002587 (2012).
  6. Stocker, R. F. The organization of the chemosensory system in Drosophila melanogaster: a review. Cell and tissue research. 275, 3-26 (1994).
  7. Hiroi, M., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Differentiated response to sugars among labellar chemosensilla in Drosophila. Zoological Science. 19, 1009-1018 (2002).
  8. Weiss, L. A., Dahanukar, A., Kwon, J. Y., Banerjee, D., Carlson, J. R. The Molecular and Cellular Basis of Bitter Taste in Drosophila. Neuron. 69, 258-272 (2011).
  9. Falk, R., Bleiser-Avivi, N., Atidia, J. Labellar taste organs of Drosophila melanogaster. Journal of Morphology. 150, 327-341 (1976).
  10. Hiroi, M., Meunier, N., Marion-Poll, F., Tanimura, T. Two antagonistic gustatory receptor neurons responding to sweet-salty and bitter taste in Drosophila. Journal of neurobiology. 61, 333-342 (2004).
  11. Clyne, P. J., Warr, C. G., Carlson, J. R. Candidate taste receptors in Drosophila. Science (New York, N.Y.). 287, 1830-1834 (2000).
  12. Cameron, P., Hiroi, M., Ngai, J., Scott, K. The molecular basis for water taste in Drosophila. Nature. 465, 91-95 (2010).
  13. Croset, V., et al. Ancient protostome origin of chemosensory ionotropic glutamate receptors and the evolution of insect taste and olfaction. PLoS Genet. 6, e1001064 (2010).
  14. Brand, A. H., Perrimon, N. Targeted gene expression as a means of altering cell fates and generating dominant phenotypes. Development (Cambridge, England). 118, 401-415 (1993).
  15. Parks, A. L., et al. Systematic generation of high-resolution deletion coverage of the Drosophila melanogaster genome. Nature genetics. 36, 288-292 (2004).
  16. Hodgson, E. S., Lettvin, J. Y., Roeder, K. D. Physiology of a primary chemoreceptor unit. Science (New York, N.Y.). 122, 417-418 (1955).
  17. Dahanukar, A., Lei, Y. T., Kwon, J. Y., Carlson, J. R. Two Gr genes underlie sugar reception in Drosophila. Neuron. 56, 503-516 (2007).
  18. Lee, Y., Kim, S. H., Montell, C. Avoiding DEET through insect gustatory receptors. Neuron. 67, 555-561 (2010).
  19. Descoins, C., Marion-Poll, F. Electrophysiological responses of gustatory sensilla of Mamestra brassicae (Lepidoptera, Noctuidae) larvae to three ecdysteroids: ecdysone, 20-hydroxyecdysone and ponasterone. A. J Insect Physiol. 45, 871-876 (1999).
  20. Glendinning, J. I., Davis, A., Ramaswamy, S. Contribution of different taste cells and signaling pathways to the discrimination of “bitter” taste stimuli by an insect. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 7281-7287 (2002).
  21. Sanford, J. L., Shields, V. D., Dickens, J. C. Gustatory receptor neuron responds to DEET and other insect repellents in the yellow-fever mosquito, Aedes aegypti. Die Naturwissenschaften. 100, 269-273 (2013).
  22. Merivee, E., Must, A., Milius, M., Luik, A. Electrophysiological identification of the sugar cell in antennal taste sensilla of the predatory ground beetle Pterostichus aethiops. J Insect Physiol. 53, 377-384 (2007).
  23. Popescu, A., et al. Function and central projections of gustatory receptor neurons on the antenna of the noctuid moth Spodoptera littoralis. Journal of comparative physiology. A, Neuroethology. 199, 403-416 (2013).
  24. Marion-Poll, F., Der Pers, J. V. a. n. Un-filtered recordings from insect taste sensilla. Entomologia Experimentalis et Applicata. 80, 113-115 (1996).
  25. Wieczorek, H., Wolff, G. The labellar sugar receptor of Drosophila. J. Comp. Physiol. A. Neuroethol Sens. Neural Behav. Physiol. 164, 825-834 (1989).
  26. Morita, H. Initiation of spike potentials in contact chemosensory hairs of insects. III. D.C. stimulation and generator potential of labellar chemoreceptor of calliphora. Journal of cellular and comparative physiology. 54, 189-204 (1959).
  27. Lacaille, F., et al. An inhibitory sex pheromone tastes bitter for Drosophila males. PLoS One. 2, e661 (2007).
  28. Benton, R., Dahanukar, A. Electrophysiological recording from Drosophila taste sensilla. Cold Spring Harbor protocols. 2011, 839-850 (2011).
  29. Pellegrino, M., Nakagawa, T., Vosshall, L. B. Single sensillum recordings in the insects Drosophila melanogaster and Anopheles gambiae. J. Vis. Exp. , e1725 (2010).
  30. Axon Instruments. . The Axon Guide for Electrophysiology & Biophysics Laboratory Techniques. , (1993).
  31. Fujishiro, N., Kijima, H., Morita, H. Impulse frequency and action potential amplitude in labellar chemosensory neurones of Drosophila melanogaster. Journal of insect physiology. 30, 317-325 (1984).
  32. Marion-Poll, F., Tobin, T. R. Software filter for detecting spikes superimposed on a fluctuating baseline. Journal of neuroscience. 37, 1-6 (1991).
  33. Meunier, N., Marion-Poll, F., Lansky, P., Rospars, J. P. Estimation of the individual firing frequencies of two neurons recorded with a single electrode. Chem Senses. 28, 671-679 (2003).
  34. Meunier, N., Marion-Poll, F., Rospars, J. P., Tanimura, T. Peripheral coding of bitter taste in Drosophila. Journal of neurobiology. 56, 139-152 (2003).
check_url/de/51355?article_type=t

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Diesen Artikel zitieren
Delventhal, R., Kiely, A., Carlson, J. R. Electrophysiological Recording From Drosophila Labellar Taste Sensilla. J. Vis. Exp. (84), e51355, doi:10.3791/51355 (2014).

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