Un método de interferencia de ARN (RNAi), mediante la inyección de dsRNA en las garrapatas alimentadas se describe. El ARNi es el más utilizado silenciamiento génico técnica en las garrapatas, donde ha sido el uso de otros métodos de manipulación genética limitada.
Las garrapatas son ectoparásitos hematófagos obligados de los animales salvajes y domésticos y los seres humanos, y se considera que todo el mundo segundo a los mosquitos como vectores de enfermedades humanas 1 y los vectores más importantes que afectan a la industria ganadera a nivel mundial 2. Las garrapatas se clasifican en la subclase Acari, Parasitiformes orden, suborden Ixodida y se distribuyen en todo el mundo desde el Ártico a las regiones tropicales 3. A pesar de los esfuerzos para controlar la infestación por garrapatas, estos ectoparásitos siguen siendo un problema grave para la salud humana y animal 4,5.
ARN de interferencia (RNAi) 6 es un ácido nucleico enfoque basado en genética inversa que consiste en la interrupción de la expresión génica con el fin de determinar la función del gen o su efecto sobre una vía metabólica. Pequeños RNAs de interferencia (siRNA) son las moléculas efectoras de la vía de RNAi que se inicia por ARN de doble cadena (dsRNA) y los resultados en una secuencia específica de potentes degradación de los ARNm citoplasmático que contiene la misma secuencia que el gatillo dsRNA 7-9. Post-transcripcional mecanismos de silenciamiento de genes iniciada por dsRNA se han descubierto en todos los eucariotas estudiados hasta ahora, y RNAi se ha desarrollado rápidamente en una variedad de organismos como una herramienta para estudios de genómica funcional y otras aplicaciones 10.
RNAi se ha convertido en el más utilizado silenciamiento génico técnica en las garrapatas y otros organismos en distintos criterios para la manipulación genética no están disponibles o no son fiables 5,11. La caracterización genética de las garrapatas se ha limitado hasta la reciente aplicación de RNAi 12,13. En el poco tiempo que el ARNi ha estado disponible, ha demostrado ser una herramienta valiosa para estudiar la función génica garrapata, la caracterización de la interfaz de garrapata-patógeno y la detección y caracterización de antígenos de garrapatas de protección 14. En esto, un método para RNAi a través de la inyección de dsRNA en las garrapatas alimentadas se describe. Es probable que el conocimiento obtenido a partir de este enfoque experimental contribuirá notablemente a la comprensión de los sistemas básicos biológicos y el desarrollo de vacunas para controlar las infestaciones de garrapatas y prevenir la transmisión de patógenos transmitidos por garrapatas 15-19.
Aunque otros métodos han sido descritos por RNAi en pasos de 14, 33, la inyección de dsRNA se describe aquí es el más utilizado en los dos sin alimento (Tabla 1) y se alimentan las garrapatas 16,25,34. ARNi ha demostrado ser una herramienta valiosa para el estudio de la función de marcar los genes, la caracterización de la interfaz de garrapata-patógeno y la detección y caracterización de antígenos de garrapatas de protección 14,35. En particular, el ARNi se ha convertido en la herramienta más valiosa para el análisis funcional de las garrapatas 35.
Metodológicamente, el ARNi es probable que evolucionar hacia métodos más eficientes que permitan caída de genes en un gran número de personas. El mecanismo de dsRNA inducida por RNAi en las garrapatas debe ser refinado para contribuir a una mejor comprensión y utilización de este enfoque genético de esta especie 35,36. La extensión de los efectos fuera del objetivo de RNAi en las garrapatas es también una cuestión importante que debe abordarse la cuestión 14,27. Por último, el ARNi es muy probable que hagan contribuciones integral para el estudio de la regulación de genes y marque la biología de sistemas y de la garrapata-patógeno y la interfaz puede tener un impacto en el desarrollo de vacunas para controlar la infestación por garrapatas y la transmisión de enfermedades transmitidas por garrapatas patógenos.
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos a los miembros de nuestros laboratorios para un debate fructífero y asistencia técnica. Esta presentación en video fue apoyada por el Decano Asociado para la Investigación y el Departamento de Patología Veterinaria, Centro de Ciencias de la Salud Veterinaria, Universidad Estatal de Oklahoma. La investigación fue financiada por el Ministerio de Ciencia e Innovación, España (proyecto BFU2008-01244/BMC), el proyecto intramural del CSIC PA1002451 a JF, Walter R. Sitlington Cátedra de Investigación en Alimentación Animal de KMK, CVHS 2009 RAC subvención, las emisiones otoacústicas Fondos de Salud Animal y el USDA, la Beca Nacional de Investigación Iniciativa de la competencia, N º 2007-04613.
Material Name | Typ | Company | Catalogue Number | Comment |
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Access RT-PCR system | Promega | A1250 | ||
Purelink PCR purification kit | Invitrogen | K3100-02 | ||
Megascript RNAi kit | Ambion | AM1626M | ||
Red dental wax | Electron Microscopy Sciences | 72674 | ||
Plastic cups, 1.25 oz and lids | Solo Cup Company, Urbana Ill. | |||
Fine forceps | Electron Microscopy Sciences | Various | ||
Insulin syringe | Monoject | Fitted with a ½”, 29 gauge needle | ||
Hamilton syringe | Hamilton | 701SN,33/.375”/45DGR | Custom made | |
TriReagent | Sigma | 93289 | ||
iScript One-Step RT-PCR Kit with SYBR Green | Bio-Rad | 170-8892 | ||
Real-time PCR detection system | Bio-Rad | Several | Please refer to http://www.bio-rad.com/ |