Para investigar la respuesta inmunitaria a los trastornos cerebrales, un enfoque común es analizar los cambios en las células inmunitarias. Aquí, se proporcionan dos protocolos simples y efectivos para aislar células inmunitarias del tejido cerebral murino y la médula ósea del cráneo.
Cada vez hay más pruebas de que la respuesta inmunitaria desencadenada por los trastornos cerebrales (por ejemplo, isquemia cerebral y encefalomielitis autoinmunitaria) no sólo se produce en el cerebro, sino también en el cráneo. Un paso clave para analizar los cambios en las poblaciones de células inmunitarias tanto en el cerebro como en la médula ósea del cráneo después de un daño cerebral (por ejemplo, un accidente cerebrovascular) es obtener un número suficiente de células inmunitarias de alta calidad para los análisis posteriores. Aquí, se proporcionan dos protocolos optimizados para aislar las células inmunitarias del cerebro y la médula ósea del cráneo. Las ventajas de ambos protocolos se reflejan en su simplicidad, rapidez y eficacia para producir una gran cantidad de células inmunitarias viables. Estas células pueden ser adecuadas para una serie de aplicaciones posteriores, como la clasificación de células, la citometría de flujo y el análisis transcriptómico. Para demostrar la eficacia de los protocolos, se realizaron experimentos de inmunofenotipado en cerebros de accidente cerebrovascular y médula ósea de cráneo normal mediante análisis de citometría de flujo, y los resultados se alinearon con los hallazgos de los estudios publicados.
El cerebro, el eje central del sistema nervioso, está protegido por el cráneo. Debajo del cráneo hay tres capas de tejido conectivo conocido como meninges: la duramadre, la aracnoides y la piamadre. El líquido cefalorraquídeo (LCR) circula en el espacio subaracnoideo entre la aracnoidea y la piamadre, amortiguando el cerebro y también eliminando los desechos a través del sistema glinfático 1,2. En conjunto, esta arquitectura única proporciona un entorno seguro y de apoyo que mantiene la estabilidad del cerebro y lo protege de posibles lesiones.
Durante mucho tiempo se ha considerado que el cerebro es inmunoprivilegiado. Sin embargo, esta noción ha sido parcialmente abandonada ya que la creciente evidencia indica que, además de la microglía residente en el parénquima, los bordes del cerebro, incluyendo el plexo coroideo y las meninges, albergan una amplia gama de células inmunitarias3. Estas células desempeñan un papel fundamental en el mantenimiento de la homeostasis, la vigilancia de la salud del cerebro y el inicio de la respuesta inmunitaria a las lesiones cerebrales. En particular, los hallazgos recientes indican que el cráneo está involucrado en la inmunidad de las meninges y puede contribuir a la respuesta inmune en el cerebro después de una lesión. En 2018, Herisson et al. realizaron un descubrimiento seminal de los canales vasculares directos que unen la médula ósea del cráneo con las meninges, estableciendo así una ruta anatómica para la migración de leucocitos 4,5. Más tarde, Cugurra et al. demostraron que muchas células mieloides (por ejemplo, monocitos y neutrófilos) y células B en las meninges no se originan en la sangre6. Utilizando técnicas como el trasplante de colgajo óseo de calvaria y los regímenes de irradiación selectiva, los autores proporcionaron pruebas convincentes de que la médula ósea del cráneo sirve como fuente local de células mieloides en las meninges, así como del parénquima del SNC después de una lesión del SNC6. Además, otro estudio propuso que las células B meníngeas son suministradas constantemente por la médula ósea del cráneo7. Más recientemente, se ha identificado una nueva estructura, denominada salida del manguito aracnoideo (ECA), como una puerta de entrada directa entre la duramadre y el cerebro para el tráfico de células inmunitarias8.
Estos emocionantes hallazgos tienen implicaciones importantes para el origen de la infiltración de células inmunitarias en el cerebro lesionado (por ejemplo, después de un accidente cerebrovascular isquémico). Una gran cantidad de evidencia ha indicado que después de un accidente cerebrovascular, muchas células inmunitarias se infiltran en el cerebro, contribuyendo tanto al daño cerebral agudo como a la recuperación crónica del cerebro. La noción convencional es que estas células son leucocitos circulantes en la sangre que se infiltran en el cerebro, lo que se ve facilitado en gran medida por el daño de la barrera hematoencefálica inducido por un accidente cerebrovascular. Sin embargo, esta noción ha sido cuestionada. En un estudio, las células inmunitarias en el cráneo y la tibia de los ratones se etiquetaron de manera diferente, y a las 6 horas después del accidente cerebrovascular, se encontró una disminución significativamente mayor de neutrófilos y monocitos en el cráneo en comparación con el cráneo. la tibia y más neutrófilos derivados del cráneo estaban presentes en el cerebro isquémico. Estos datos sugieren que en la fase aguda del accidente cerebrovascular, los neutrófilos en el cerebro isquémico se originan principalmente en la médula ósea del cráneo4. Curiosamente, la peste porcina clásica puede guiar esta migración. De hecho, dos informes recientes demostraron que el LCR puede transmitir directamente señales de señalización desde el cerebro a la médula ósea del cráneo a través de los canales del cráneo, e instruir la migración celular y la hematopoyesis en la médula ósea del cráneo después de una lesión del SNC 9,10.
A la luz de estos hallazgos recientes, se ha vuelto importante analizar los cambios en las células inmunitarias tanto en el cerebro como en la médula ósea del cráneo, al estudiar la respuesta inmunitaria a los trastornos cerebrales. En este tipo de investigaciones, se necesita un número suficiente de células inmunitarias de alta calidad para los análisis posteriores, como la clasificación de células, el análisis de citometría de flujo y la secuenciación de ARN de una sola célula (scRNA-seq). Aquí, el objetivo general es presentar dos procedimientos optimizados para preparar suspensiones unicelulares a partir de tejido cerebral y médula ósea del cráneo. Es importante tener en cuenta que la calvaria (hueso frontal, hueso occipital y huesos parietales) del cráneo se utiliza normalmente para extraer la médula ósea, y esta médula ósea se conoce específicamente como médula ósea del cráneo a lo largo de este estudio.
Aquí, se presentan dos protocolos simples pero efectivos para aislar las células inmunitarias del cerebro y la médula ósea del cráneo. Estos protocolos pueden producir de forma fiable una gran cantidad de células inmunitarias viables que pueden ser adecuadas para diversas aplicaciones posteriores, en particular para la citometría de flujo.
Para estudiar la neuroinflamación en diversos trastornos cerebrales, se han establecido muchos protocolos para la preparación de células inmunitar…
The authors have nothing to disclose.
Agradecemos a Kathy Gage por su excelente contribución editorial. Las figuras de ilustración fueron creadas con BioRender.com. Este estudio contó con el apoyo financiero del Departamento de Anestesiología (Centro Médico de la Universidad de Duke) y subvenciones de los NIH NS099590, HL157354 y NS127163.
0.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-066 | |
1.5 mL microcentrifuge tubes | VWR | 76332-068 | |
15 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339651 | |
18 G x 1 in BD PrecisionGlide Needle | BD Biosciences | 305195 | |
1x HBSS | Gibco | 14175-095 | |
50 mL conical tubes | Thermo Fisher Scientific | 339653 | |
96-well V-bottom microplate | SARSTEDT | 82.1583 | |
AURORA flow cytometer | Cytek bioscience | ||
BSA | Fisher | BP9706-100 | |
CD11b-AF594 | BioLegend | 101254 | 1:500 dilution |
CD19-BV785 | BioLegend | 115543 | 1:500 dilution |
CD19-FITC | BioLegend | 115506 | 1:500 dilution |
CD3-APC | BioLegend | 100312 | 1:500 dilution |
CD3-PE | BioLegend | 100206 | 1:500 dilution |
CD45-Alex 700 | BioLegend | 103128 | 1:500 dilution |
CD45-BV421 | Biolegend | 103133 | 1:500 dilution |
Cell Strainer 70 um | Avantor | 732-2758 | |
Dressing Forceps | V. Mueller | NL1410 | |
EDTA | Invitrogen | 15575-038 | |
Fc Block | Biolegend | 101320 | 1:100 dilution |
Forceps | Roboz | RS-5047 | |
LIVE/DEAD Fixable Blue Dead Cell Stain Kit | Thermo Fisher Scientific | N7167 | 1:500 dilution |
Ly6G-BV421 | BioLegend | 127628 | 1:500 dilution |
Ly6G-PerCp-cy5.5 | BioLegend | 127615 | 1:500 dilution |
NK1.1-APC-cy7 | BioLegend | 108723 | 1:500 dilution |
Percoll (density gradient medium) | Cytiva | 17089101 | |
Phosphate buffer saline (10x) | Gibco | 70011-044 | |
RBC Lysis Buffer (10x) | BioLegend | 420302 | |
Scissors | SKLAR | 64-1250 | |
WHEATON Dounce Tissue, 15 mL Size | DWK Life Sciences | 357544 |