Accès au cerveau porcin par forage pneumatique à grande vitesse
Summary
Ce protocole décrit la réalisation d’une craniectomie à l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse sur un porc Landrace danois âgé de 3 mois. L’accès se fait par l’os frontal et révèle la dure-mère ventrale et les hémisphères cérébraux sous-jacents. Cette procédure permet d’accéder à une grande partie du cerveau du porc.
Abstract
L’utilisation de porcs comme modèle animal expérimental est particulièrement pertinente dans la recherche en neurosciences, car les systèmes nerveux central (SNC) porcin et humain partagent de nombreuses propriétés fonctionnelles et architecturales importantes. Par conséquent, on s’attend à ce que les porcs jouent un rôle de plus en plus important dans les recherches futures sur diverses maladies neurologiques. Ici, une méthode pour effectuer une craniectomie antérieure à travers l’os frontal porcin est décrite. Après une incision médiane et l’exposition ultérieure de l’os frontal porcin, des repères anatomiques sont utilisés pour assurer l’emplacement optimal de la craniectomie. En amincissant soigneusement et progressivement l’os frontal avec une perceuse arrondie, une ouverture rectangulaire vers la dure-mère et les hémisphères cérébraux sous-jacents est obtenue. La méthode présentée nécessite certains matériaux chirurgicaux, y compris une perceuse pneumatique à grande vitesse, et un certain degré d’expérience chirurgicale. Les complications potentielles comprennent des lésions involontaires de la dure-mère ou du sinus sagittal dorsal. Cependant, la méthode est simple, rapide et offre un haut degré de reproductibilité pour les chercheurs. Si elle est correctement exécutée, la technique expose une grande partie du cerveau de porc non affecté à divers contrôles ou analyses neurologiques.
Introduction
En général, les modèles animaux sont utilisés lorsque des limites pratiques et/ou éthiques interdisent l’utilisation de patients humains pour examiner des maladies ou tester des méthodes chirurgicales. De nouveaux modèles animaux sont généralement établis pour fournir de nouvelles connaissances ayant une valeur translationnelle aux conditions humaines. Les rongeurs sont souvent utilisés pour des raisons pratiques et financières, mais ils ont une valeur translationnelle limitée pour les humains, notamment en raison de différences anatomiques substantielles1. Les porcs, cependant, offrent plusieurs avantages par rapport aux rongeurs. Non seulement les porcs partagent plusieurs caractéristiques anatomiques, physiologiques, métaboliques et génétiques clés avec les humains, mais la taille des systèmes d’organes porcins peut être adaptée au poids pour ressembler aux organes humains 2,3. Cela donne aux porcs un rôle unique parmi les modèles animaux chirurgicaux et dans la formation procédurale4. Bien que l’utilisation de modèles porcins nécessite certaines capacités pratiques et financières par rapport à l’utilisation de rongeurs, les porcs offrent une option à la fois financièrement et éthiquement plus acceptable par rapport à l’utilisation de primates non humains.
Le cerveau porcin présente un intérêt particulier dans la recherche translationnelle en neurosciences. Tout d’abord, l’architecture du cerveau du porc est similaire à celle du cerveau humain, car les deux sont prédominants en matière blanche et gyrencéphaliques 3,5,6. Deuxièmement, la taille plus grande du cerveau chez les porcs par rapport aux rongeurs permet l’utilisation d’équipements chirurgicaux et de diverses modalités d’imagerie équivalentes à celles utilisées en milieu clinique 7,8. Par conséquent, divers modèles porcins ont été largement utilisés dans la recherche en neurosciences au cours des dernières décennies9. Cependant, la majorité de ces modèles du SNC porcin nécessitent une analyse directe du tissu cérébral, qui peut être obtenue de diverses manières (par exemple, implantation de cathéters ou d’électrodes, biopsies tissulaires, etc.) 10. Étant donné que la plupart de ces modalités nécessitent un certain degré d’instrumentalisation et un accès direct au cerveau, différentes approches d’accès chirurgical doivent être envisagées.
Cette méthode consiste à effectuer une craniectomie antérieure à travers l’os frontal sur une cochonne danoise Landrace âgée de 3 mois sous sédation. L’objectif général de ce manuscrit est de décrire une méthode permettant d’exposer une grande partie du cerveau porcin ventral par une craniectomie à l’aide d’une perceuse pneumatique à grande vitesse. La première étape consiste à placer le sujet dans une position appropriée avec la tête surélevée. Étant donné que le crâne porcin est très différent de celui de l’homme, la deuxième étape consiste à planifier la mise en place de la craniectomie à l’aide de divers repères anatomiques. La troisième étape consiste à accéder à la dure-mère sous-jacente couvrant les deux hémisphères sans l’endommager.
Protocol
Representative Results
Discussion
La procédure démontrée comporte plusieurs étapes critiques. Tout d’abord, la planification précise de l’emplacement de la craniectomie est cruciale en raison de la composition du crâne porcin. Étant donné que l’épaisseur de l’os frontal porcin augmente sur les bords latéraux, placer l’ouverture trop latéralement11 peut rendre difficile l’atteinte de la dure-mère pendant le forage. De plus, il est important de localiser correctement l’ouverture dans la ligne médiane pour …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Les auteurs tiennent à exprimer leur gratitude pour le soutien et l’expérience technique partagés par le personnel du laboratoire biomédical de l’hôpital universitaire d’Aalborg, au Danemark.
Materials
| 10 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 303219 | |
| 107 Microdialysis pump | M Dialysis | P000127 | 107 Microdialysis Pump |
| 2 mL plastic syrringes | Becton, Dickinson and Company | 300928 | |
| 25 mm, 18 G needles | Becton, Dickinson and Company | 304100 | |
| Bair Hugger heater | 3M | B5005241003 | |
| Bair Hugger heating blanket | 3M | B5005241003 | |
| Batery for microdialysis pump | M Dialysis | 8001788 | Battery 6V, 106 & MD Pump |
| Dissector | Karl Storz | 223535 | Flattended 3 mm dissector |
| Endotracheal tube size 6.5 | DVMed | DVM-107860 | Cuffed endotracheal tube |
| Euthasol Vet | Dechra Veterinary Products A/S | 380019 | phentobarbital for euthanazia, 400 mg/mL |
| Farabeuf Rougine | Mahr Surgical | Flat headed rougine (12 mm) | |
| Foley Catheter 12 F | Becton, Dickinson and Company | D175812E | Catherter with in-built thermosensor |
| Intravenous sheath | Coris Avanti | Avanti Cordis Femoral Sheath 6 F | |
| Microdialysis brain catheters | M Dialysis | P000050 | membrane length 10 mm -shaft 100 mm 4/pkg |
| Microdialysis syringe | M Dialysis | 8010191 | 106 Pump Syringe 20/pkg |
| Microvials for microdialysis sampling | M Dialysis | P000001 | Microvials 250/pkg |
| Operating table | |||
| Pneumatic high-speed drill | Medtronic | Medtronic Midas Rex 7 drill | |
| Primus respirator | Dräger | Respirator with in-built vaporiser for supplementary Sevofluran anesthesia | |
| Rounded diamond drill | Medtronic | 7BA40D-MN | |
| Self-retaining retractor | World Precission Instruments | 501722 | Weitlander retractor, self-retaining, 14 cm blunt |
| Sterile Saline | Fresnius Kabi | 805541 | 1000 mL |
| Sterile surgical swaps | |||
| Surgical scalpel no 24 | Swann Morton | 5.03396E+12 | Swann Morton Sterile Disposable Scalpel No. 24 |
| Zoletil Vet | Virbac | Medical mixture for induction of anesthesia |
References
- Mariager, T., Bjarkam, C., Nielsen, H., Bodilsen, J. Experimental animal models for brain abscess: a systematic review. Br J Neurosurg. , (2022).
- Bassols, A., et al. The pig as an animal model for human pathologies: A proteomics perspective. Proteomics Clin Appl. 8, 715-731 (2014).
- Meurens, F., Summerfield, A., Nauwynck, H., Saif, L., Gerdts, V. The pig: A model for human infectious diseases. Trends Microbiol. 20 (1), 50-57 (2012).
- Swindle, M. M., Makin, A., Herron, A. J., Clubb, F. J., Frazier, K. S. Swine as models in biomedical research and toxicology testing. Vet Pathol. 49 (2), 344-356 (2012).
- Lind, N. M., et al. The use of pigs in neuroscience: Modeling brain disorders. Neurosci Biobehav Rev. 31 (5), 728-751 (2007).
- Hoffe, B., Holahan, M. R. The use of pigs as a translational model for studying neurodegenerative diseases. Front Physiol. 10, 838 (2019).
- Ettrup, K. S., et al. Basic surgical techniques in the göttingen minipig: Intubation, bladder catheterization, femoral vessel catheterization, and transcardial perfusion. J Vis Exp. 52, e2652 (2011).
- Bjarkam, C. R., Glud, A. N., Orlowski, D., Sørensen, J. C. H., Palomero-Gallagher, N. The telencephalon of the Göttingen minipig, cytoarchitecture and cortical surface anatomy. Brain Struct Funct. 222 (5), 2093-2114 (2017).
- Hou, N., Du, X., Wu, S. Advances in pig models of human diseases. Animal Model Exp Med. 5 (2), 141-152 (2022).
- Munk, M., Poulsen, F. R., Larsen, L., Nordström, C. H., Nielsen, T. H. Cerebral metabolic changes related to oxidative metabolism in a model of bacterial meningitis induced by lipopolysaccharide. Neurocrit Care. 29 (3), 496-503 (2018).
- Kyllar, M., et al. Radiography, computed tomography and magnetic resonance imaging of craniofacial structures in pig. J Vet Med C: Anat Histol Embryol. 43 (6), 435-452 (2014).
- Mariager, T., et al. Continuous evaluation of single-dose moxifloxacin concentrations in brain extracellular fluid, cerebrospinal fluid, and plasma: A novel porcine model. J Antimicrobial Chemother. , (2024).
.