Ce protocole présente un cadre méthodologique détaillé pour la transgenèse des cellules cardiaques basée sur l’électroporation dans les cœurs de souris en développement. Les ressources vidéo fournies ici faciliteront l’apprentissage de cette technique polyvalente.
Le cœur de mammifère est un organe complexe formé au cours du développement par des populations très diverses de cellules progénitrices. L’origine, le moment du recrutement et le destin de ces géniteurs sont essentiels au bon développement de cet organe. Les mécanismes moléculaires qui régissent la morphogenèse du cœur sont essentiels pour comprendre la pathogenèse des cardiopathies congénitales et de la régénération cardiaque embryonnaire. Les approches classiques pour étudier ces mécanismes utilisaient la génération de souris transgéniques pour évaluer la fonction de gènes spécifiques au cours du développement cardiaque. Cependant, la transgenèse chez la souris est un processus complexe et long qui ne peut souvent pas être effectué pour évaluer le rôle de gènes spécifiques au cours du développement cardiaque. Pour y remédier, nous avons développé un protocole d’électroporation et de culture efficaces de cœurs embryonnaires de souris, permettant la transgenèse transitoire pour évaluer rapidement l’effet du gain ou de la perte de fonction des gènes impliqués dans le développement cardiaque. En utilisant cette méthodologie, nous avons réussi à surexprimer Meis1 dans le cœur embryonnaire, avec une préférence pour la transfection des cellules épicardiques, démontrant ainsi les capacités de la technique.
Le cœur est le premier organe formé au cours du développement embryonnaire. Ce processus implique la coordination spatio-temporelle de diverses populations de cellules progénitrices à partir de zones distinctes de l’embryon. Tout cela se produit pendant que le cœur en développement continue de battre et de fonctionner, mettant l’accent sur la coordination remarquable nécessaire à sa formation 1,2,3. Compte tenu du rôle crucial du cœur, une régulation stricte aux niveaux cellulaire et moléculaire est essentielle à sa bonne formation 4,5. L’identification des mécanismes qui contrôlent le développement cardiaque a été d’un grand intérêt, car ils sont cruciaux pour démêler les cardiopathies congénitales, qui touchent un nombre important de patients dans le mondeentier 6. De plus, la compréhension du développement cardiaque est essentielle pour déchiffrer la régénération cardiaque, car les cœurs postnatals des mammifères conservent une capacité de régénération qui est perdue ou entravée à l’âge adulte 7,8. Par conséquent, il est impératif de disséquer les régulateurs moléculaires du développement cardiaque pour faire progresser les efforts de recherche sur les cardiopathies congénitales et la régénération cardiaque.
Dans la poursuite de cet objectif, on s’est de plus en plus intéressé à l’étude du rôle de l’épicarde dans le développement et la régénération cardiaques9. L’épicarde est une fine couche de tissu mésothélial qui comprend la couche la plus externe du cœur de mammifère (Figure 1). Des études récentes ont montré l’importance de l’épicarde lors d’une lésion cardiaque, révélant que ce tissu est capable d’envoyer des signaux de prolifération aux cardiomyocytes de la zone touchée pour atténuer les dommages10,11. Malgré l’importance de l’épicarde, son immense hétérogénéité a été difficile à mener d’autres études moléculaires. Des expériences de RNAseq sur cellule unique ont révélé l’hétérogénéité de l’épicarde, abritant plusieurs sous-populations cellulaires avec des signatures transcriptomiques distinctes 12,13,14,15,16. Ainsi, une stratégie de dépistage des régulateurs potentiels du développement cardiaque devrait tenir compte de la diversité des cellules progénitrices épicardiques.
En ce sens, la facilité de modification génétique du modèle murin a facilité l’identification de nombreux gènes cruciaux pour le développement cardiaque, permettant la génération de lignées mutantes avec gain de fonction (GOF) ou perte de fonction (LOF) de gènes spécifiques. Cependant, ces approches impliquent un investissement considérable en temps et en moyens expérimentaux ; Par conséquent, ils ne sont pas pratiques lorsqu’il s’agit d’évaluer les rôles d’un grand nombre de gènes candidats. En outre, les gènes du développement exercent souvent des fonctions pléiotropiques dans différents tissus ou sont nécessaires au développement embryonnaire précoce, ce qui entrave l’interprétation de leur contribution au développement dans un processus spécifique. Bien qu’il soit possible de cibler la fonction des gènes à des structures spécifiques ou à des moments de développement, cela nécessite généralement l’utilisation de constructions génétiques plus complexes, qui peuvent être difficiles à générer ou qui sont généralement indisponibles.
Pour surmonter ces limitations, nous présentons une méthodologie permettant d’électropoler des cœurs embryonnaires de souris pour une transgenèse transitoire (Figure 2). Associée à la culture ex vivo et au tri cellulaire activé par fluorescence (FACS), cette stratégie démontre ses capacités grâce au GOF transitoire de Meis1, un gène bien caractérisé impliqué dans le développement et la régénération cardiaques 17,18,19. Dans cet article, d’autres applications potentielles de cette méthodologie sont également explorées, et ses avantages et limites sont discutés, ainsi que comparés aux protocoles existants pour moduler transitoirement l’expression des gènes. Nous pensons que le cadre et les exemples visuels présentés amélioreront la compréhension de la biologie de l’épicarde au cours du développement et de la maladie.
Figure 1 : Couches cardiaques embryonnaires de souris. Schéma de principe d’une vue coronale d’un cœur embryonnaire de souris E13-14. Les trois principales couches cellulaires du cœur sont représentées en jaune (endocarde), rouge (myocarde) et bleu (épicarde). Le péricarde est représenté par une ligne brune. Les quatre cavités du cœur sont abrégées en VG, ventricule gauche ; VD, ventricule droit ; LA, oreillette gauche ; RA, oreillette droite. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Vue d’ensemble schématique du protocole d’électroporation cardiaque. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Dans l’ensemble, la méthodologie décrite ici offre un cadre robuste pour l’expression des constructions transgéniques dans l’épicarde en développement (Figure 4B), comme le démontre la surexpression de Meis1 (Figure 4C). Avec les constructions appropriées, ce protocole peut être utilisé pour évaluer transitoirement l’impact du gain de fonction (GOF) ou de la perte de fonction (LOF) d’un gène spécifique. Le LOF peut être implémenté dans l…
The authors have nothing to disclose.
Cette étude a été financée par la subvention RTI2018-097617-J-I00 du Ministerio de Ciencia e Innovación espagnol et l’Acción 9 de l’Universidad de Jaén à l’O.H.O., la subvention PGC2018-096486-B-I00 du Ministerio de Ciencia e Innovación espagnol et la subvention H2020-MSCA-ITN-2016-722427 du programme Horizon 2020 de l’UE à M.T. JMG a été soutenue par une bourse de doctorat du ministère espagnol des Sciences et de la Fundación Severo Ochoa (PRE2022-101884). Le CNIC et le CBMSO sont tous deux soutenus par le ministère espagnol des Sciences, et le CNIC est soutenu par la Fondation ProCNIC.
#55 Forceps | Dumont | 11295-51 | |
12-well Clear Flat Bottom Multiwell Cell Culture Plate | BD Falcon | 353043 | |
35 mm vise table | Grandado | SKU 8798771617573 | |
40 µm Cell Strainer | Fischer Scientific | 08-771-1 | |
50 mL tubes | BD Falcon | 352070 | |
70 µm Cell Strainer | Corning | CLS431751 | |
Anti-GFP Policlonal Antibody | Invitrogen | A10262 | 1:1000 dilution used |
Anti-Myosin 4 (MF20) Monoclonal Antibody | Invitrogen | 14-6503-82 | 1:500 dilution used |
CD1 Wild Type mice | Provided by Animalary Unit (CNIC) | ||
Cleaved Caspase-3 (Asp175) Antibody | Cell Signalling Technologies | 9661 | 1:400 dilution used |
DAPI | Cell Signalling Technologies | 4083 | 1:1000 dilution used |
Dispase/collagenase | Roche | 10269638001 | |
Distilled water | |||
DMEM – Dulbecco's Modified Eagle Medium | Gibco | 10313021 | |
Fetal Bovine Serum | Invitrogen | 10438-026 | |
Heracell 150i CO2 Incubator | Thermo Scientific | 51032720 | |
Leica Stereoscopic Microscope S8AP0 | Leica | 11524102 | |
Liberase | Roche | 5401119001 | |
Micropipette Puller Model P-97 | Sutter Instrument | SU-P-97 | |
pCAG expression plasmid | Addgene | #89689 | |
Penicillin-streptomycin | Invitrogen | 15070-063 | |
Petri dishes 35 × 10 mm | BD Falcon | 351008 | |
Petri dishes 60 × 15 mm | BD Falcon | 353002 | |
Phenol Red | Merck | P3532 | |
Pipette tips | Reused from old laboratory equipment | ||
Rat Serum culture embryo, male rats SPRAGUE DAWLEY RjHan SD | Janvier Labs | 9979 | |
Recombinant anti-Wilms Tumor Protein 1 (WT1) Antibody | Abcam | ab89901 | 1:300 dilution used |
Square Wave Electroporator CUY21SC | Nepa Gene | CUY664-10X15 | |
Sterile PBS | Provided and autoclaved by technical unit | ||
Sucrose | Millipore | 84100 | |
Tweezer electrodes with variable gap | Nepa Gene | CUY650P5 |