Этот протокол описывает ручное изготовление и хирургическую имплантацию электродов электромиографа (ЭМГ) в мышцы передних конечностей мышей для регистрации мышечной активности во время экспериментов по фиксированному поведению головы.
Мощные генетические и молекулярные инструменты, доступные в исследованиях нейробиологии мышиных систем, позволили исследователям с беспрецедентной точностью исследовать функции двигательных систем у мышей с фиксированной головой, выполняющих различные задачи. Небольшой размер мыши затрудняет измерение двигательной мощности, так как традиционный метод электромиографической (ЭМГ) регистрации мышечной активности был разработан для более крупных животных, таких как кошки и приматы. В ожидании коммерчески доступных электродов ЭМГ для мышей, текущим золотым стандартом метода регистрации мышечной активности у мышей является изготовление наборов электродов собственными силами. В данной статье описывается уточнение установленных процедур ручного изготовления электродного комплекта, имплантации электродов в той же операции, что и имплантация оголовья, фиксации коннектора на оголовье и послеоперационного восстановительного ухода. После восстановления можно получить записи ЭМГ с миллисекундным разрешением при работе с фиксированной головой в течение нескольких недель без заметных изменений в качестве сигнала. Эти записи позволяют точно измерять мышечную активность передних конечностей наряду с нейронной регистрацией in vivo и/или возмущениями для исследования механизмов двигательного контроля у мышей.
В последние десятилетия мыши стали привлекательным модельным организмом для изучения двигательной системы млекопитающих. Распространенные экспериментальные подходы включают в себя мышей с фиксированной головой, выполняющих двигательные задачи наряду с мониторингом и/или возмущением нейронной активности 1,2,3,4,5. Исследования двигательной системы у более крупных видов (таких как кошки и приматы) традиционно полагались на электромиографию (ЭМГ) для измерения двигательной мощности непосредственно во время таких экспериментов 6,7,8. Тем не менее, регистрация мышечной активности у мышей представляет собой сложную задачу, поскольку их мускулатура слишком мала для коммерчески доступных электродов ЭМГ, используемых в экспериментах на крупных млекопитающих. Многие исследователи предпочитают отслеживать кинематику конечностей с помощью видео 4,10,11 и/или поведенческих характеристик 2,4,12, чтобы косвенно исследовать двигательный выход, но этим методам не хватает разрешения для обнаружения влияния нейронной активности и ее возмущения на мышцы в миллисекундном масштабе. Таким образом, запись ЭМГ желательна для исследователей, заинтересованных в прямом нейронном управлении мышцами.
ЭМГ включает в себя измерение напряжения между двумя точками, обычно разделенными коротким расстоянием, примерно параллельным волокнам регистрируемой мышцы. ЭМГ-электроды бывают поверхностными (или «пластырями») и внутримышечными (или «игольчатыми») вариантами. Поверхностные электроды размещаются поверх кожи или накладываются на мышечную ткань и фиксируются клеем или швами. Таким образом, поверхностные электроды менее инвазивны, чем внутримышечные, и наиболее популярны среди людей, кошек и приматов из-за их относительной простоты использования. Поверхностные электроды также успешно использовались на крысах и мышах13,14; Тем не менее, они должны быть изготовлены вручную и хирургически имплантированы под кожу из-за склонности грызунов пытаться удалить инородные предметы во время груминга. Внутримышечные электроды ЭМГ, с другой стороны, хирургическим путем имплантируются в мышечную ткань. Поскольку они поглощены мышечной тканью, они обеспечивают высокое пространственное разрешение и остаются неподвижными в неопределенном положении. Таким образом, имплантированные внутримышечные электроды ЭМГ идеально подходят для накладных электродов для длительных экспериментов на грызунах. Чтобы надежно регистрировать внутримышечную ЭМГ у мышей, исследователи разработали метод ручного изготовления и имплантации электродов ЭМГ в мышцы размером с мышцы предплечья взрослой мыши. Эти электроды позволяют регистрировать хронические мышцы во время двигательного поведения грызунов в течение нескольких недель.
Описанный здесь протокол является результатом десятилетнего усовершенствования установленных методов 15,16,17,18, в результате чего была разработана процедура ручного изготовления, имплантации и записи с проволочных электродов ЭМГ, хронически имплантированных в сгибатель/разгибательные мышечные пары локтя и запястья у мышей, ведущих себя. В первом разделе описывается ручное изготовление комплекта электродов с четырьмя парами электродов и 8-контактным разъемом для интерфейса головной сцены. В следующем разделе подробно описывается хирургическая имплантация электродов внутримышечно в мышцы верхней и нижней части руки в рамках той же операции, что и имплантация головной пластины. Наконец, обсуждаются репрезентативные записи мышей, выполняющих различные виды поведения. В целом, этот метод является экономически эффективным и настраиваемым способом включения измерений мышечной активности в эксперименты с фиксированным поведением, что идеально подходит для лабораторий с некоторым опытом изготовления электродов.
Этот протокол позволяет стабильно записывать мышечную активность мышей, которые выполняли различные действия в течение нескольких недель. В последнее время этот метод был использован для изучения нейронного контроля мускулатуры конечностей во время таких действий, как передвижение на беговой дорожке18,20, задача на вытягивание джойстика18 и задача на совместное сокращение21. Хотя описанный здесь протокол специфичен для мышц локтя и запястья мыши, его легко модифицировать для записи от разных мышц или другого количества мышц путем изменения длины и/или общего количества пар электродов. Описанный здесь метод был адаптирован из тех, которые использовались ранее для регистрации мышечной активности передних и задних конечностей у мышей без подголовника 15,16,17.
Изготовление электродов требует значительной практики для освоения. Во время обучения рекомендуется ежедневная практика в течение 1-2 часов. Снятие изоляции с электродов является самым сложным этапом из-за точного уровня усилия, необходимого для разрезания изоляции без повреждения основного провода. Этот уровень силы зависит от остроты лезвия, поэтому частая замена лезвия скальпеля может помочь обеспечить воспроизводимость во время обучения. Припайка проводов к латунным лопастям разъема также может быть затруднена, потому что нержавеющая сталь не так легко паяется. Нанесение большого количества флюса, совместимого с нержавеющей сталью, помогает улучшить соединение.
Основной проблемой во время операции по имплантации является завязывание дистального узла без нарушения имплантируемой проволоки или проксимального узла. Проксимальный узел должен быть достаточно большим, чтобы противостоять соскальзыванию в мышцу в месте введения – таким образом, избегайте слишком тугого завязывания узла на этапе 2 изготовления набора электродов. Если проксимальный узел мигрирует после имплантации, используйте щипцы из углеродного волокна, чтобы аккуратно переместить его. Медленно затягивайте дистальный узел, крепко сжимая проволоку щипцами, чтобы не протянуть весь электрод. Этот шаг имеет решающее значение для обеспечения долговечности имплантированных электродов: слишком большое напряжение электрода может привести к его поломке при движении животного, в то время как ослабленный электрод может сместиться во время восстановления и потерять контакт с соответствующей мышцей по мере заживления ткани.
Животные удивительно хорошо восстанавливаются после операции, хотя следует отметить потенциальные осложнения. Во-первых, мыши будут грызть свои швы и электроды, если им будет предоставлена такая возможность. В то время как елизаветинский ошейник препятствует этому, он также мешает животному ухаживать за собой. У некоторых мышей вокруг глаз образуется скопление слизи. Иногда у самцов мышей, особенно пожилых, возникает закупорка уретры, которая может причинять беспокойство животному. Если позволить животному вылизываться в течение 20 минут каждый день перед осмотром швов, это должно дать животному достаточно времени, чтобы предотвратить эти проблемы.
Следует отметить важные ограничения этого метода. Во-первых, эти специальные электроды обычно не могут регулировать активность одного моторного блока. Кроме того, не гарантируется, что электрический сигнал исходит исключительно от конкретной мышцы (т.е. бицепса), поскольку трудно исключить перекрестные помехи от активности в близлежащих мышцах-синергистах. Поэтому в публикациях исследователи обычно ссылаются на зарегистрированные мышцы по их группе синергии (т.е. сгибатель локтя). Рекомендуется проводить посмертные вскрытия после каждого эксперимента, чтобы проверить положение каждого электрода, так как они могут сместиться в ткани во время восстановления.
Исследователи, заинтересованные в активности одного моторного звена, должны рассмотреть возможность опробования недавно разработанных электродов ЭМГ Центром передовых исследований в области биоинженерии моторов (CAMBER) в Университете Эмори. Эти электроды все еще находятся в разработке, но CAMBER предоставит новейшую конструкцию электродов. Основным недостатком этих электродов является долговечность: ручные электроды, описанные в этом протоколе, обычно позволяют записывать в течение нескольких недель, в то время как электроды CAMBER лучше всего подходят для краткосрочных экспериментов. Исследователи, выбирающие метод записи ЭМГ, могут связаться с CAMBER напрямую, чтобы определить, подходят ли их электроды для данного эксперимента.
The authors have nothing to disclose.
Авторы выражают признательность доктору Клэр Уорринер за вклад в развитие этого метода. В подготовке фигур помогали Марк Агриос и Саджишну Савья. Это исследование было поддержано премией Searle Scholar Award, исследовательской стипендией Слоуна, грантом Саймонса Global Brain Pilot Award, премией Уайтхолла за исследовательский грант, Чикагским биомедицинским консорциумом при поддержке фондов Сирла в Чикагском общественном фонде, грантом NIH DP2 NS120847 (A.M.) и грантом NIH 2T32MH067564 (A.K.).
#11 Scalpel Blades | World Precision Instruments | 504170 | For EMG electrode fabrication |
#3 Scalpel Handle | Fine Science Tools | 10003-12 | For EMG electrode fabrication |
1 mL Sub-Q Syringe (100 pack) | Becton Dickinson | 309597 | For administering injectable drugs |
12-pin connector | Newark | 33AC2371 | 12-pin connector with brass fittings; for EMG electrode fabrication |
18 G Needles | Exel International | 26419 | For EMG electrode fabrication |
27 G Needles | Exel International | 26426 | For EMG electrode fabrication |
3 M Transpore Surgical Tape | 3M | 1527-0 | For taping animal's limbs out during surgery |
6-0 silk sutures | Henry Schein | 101-2636 | These sutures work well with delicate skin around the wrists |
C&B Metabond Complete Kit | Pearson Dental | P16-0126 | Dental cement to affix connector to headplate |
C57BL6/J Mice | Jackson Laboratories | #000664 | Wild type mice |
Carbofib 5-CF Tweezers (2) | Aven tools | 18762 | Carbon fiber tipped forceps, used to manipulate delicate parts of electrode (stripped or inserted sections) |
Carprodyl (Carprofen) 50 mg/mL Injection | Ceva Animal Health, LLC | G43010B | Injectable analgesic for pain management during and after surgery |
Castroviejo Micro Needle Holder | Fine science tools | 12060-01 | For suturing |
Castroviejo Needle Holder (large) | Fine science tools | 12565-14 | For inserting needle into muscle |
Delicate Bone Scraper | Fine science tools | 10075-16 | To separate skin from underlying tissue |
Dietgel 76A Dietary Supplement | Clear H2O | 72-07-5022 | For post-operative care |
Dumont #5/45 Forceps | Fine science tools | 11251-35 | To remove fascia overlying muscle |
Elizabethan collar for mouse | Kent Scientific Corporation | EC201V-10 | For post-operative care |
Enrofloxacin 2.27% | Covetrus | #074743 | Injectable antibiotic for use during and after surgery |
Epoxy gel | Devcon | 14265 | For EMG electrode fabrication |
Hopkins Bulldog Clamp (4) | Stoelting | 10-000-481 | Tissue clamps for headplate implantation |
Isoflurane Solution | Covetrus | 11695067771 | Inhalable anesthesia |
Lidocaine Hydrochloride Injectable – 2% | Covetrus | #002468 | Topical analgesic for pain management during surgery |
Medical Grade Oxygen | Airgas | OX USP200 | For administering isoflurane during surgery |
MetriCide 1 Gallon | Metrex | 10-1400 | Glutaraldehyde solution for cold-sterilization of headplate and electrodes |
MetriTest Strips 1.5% | Metrex | 10-303 | Test strips for monitoring glutaraldehyde solution (recommended) |
Model 900LS Small Animal Stereotaxic Instrument | Kopf Instruments | 900LS | Stereotax with lazy susan feature that allows platform rotation during surgery |
PFA-coated 0.0055" braided stainless steel wire | A-M systems | 793200 | For EMG electrode fabrication |
Povidone-iodine prep pads | Dynarex | 1108 | For cleaning skin |
Puralube Vet Ointment | Dechra | 37327 | Eye ointment for surgery |
Sterile alcohol prep pads | Dynarex | 1113 | For cleaning skin |
Straight fine #5 forceps | Fine science tools | 11295-10 | For curling wire after insertion |
Straight fine scissors | Fine science tools | 14060-11 | For cutting wire |
Student Vannas Spring Scissors | Fine science tools | 91500-09 | For making incisions, trimming fat and fascia, and suturing |
Technik Tweezers 7B-SA (2) | Aven tools | 18074USA | Curved blunt forceps, for general use during surgery |
Triple Antibiotic Ointment | Walgreens | 975863 | Topical antibiotic for surgery |
V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System | VetEquip | 901806 | Contains all necessary equipment for anesthesia induction and scavenging including vaporizer, induction chamber, moveable plastic nose cone, and tubing |