Summary

Регистрация мышечной активности передних конечностей у мышей с фиксированной головой с помощью хронически имплантированных электродов ЭМГ

Published: March 29, 2024
doi:

Summary

Этот протокол описывает ручное изготовление и хирургическую имплантацию электродов электромиографа (ЭМГ) в мышцы передних конечностей мышей для регистрации мышечной активности во время экспериментов по фиксированному поведению головы.

Abstract

Мощные генетические и молекулярные инструменты, доступные в исследованиях нейробиологии мышиных систем, позволили исследователям с беспрецедентной точностью исследовать функции двигательных систем у мышей с фиксированной головой, выполняющих различные задачи. Небольшой размер мыши затрудняет измерение двигательной мощности, так как традиционный метод электромиографической (ЭМГ) регистрации мышечной активности был разработан для более крупных животных, таких как кошки и приматы. В ожидании коммерчески доступных электродов ЭМГ для мышей, текущим золотым стандартом метода регистрации мышечной активности у мышей является изготовление наборов электродов собственными силами. В данной статье описывается уточнение установленных процедур ручного изготовления электродного комплекта, имплантации электродов в той же операции, что и имплантация оголовья, фиксации коннектора на оголовье и послеоперационного восстановительного ухода. После восстановления можно получить записи ЭМГ с миллисекундным разрешением при работе с фиксированной головой в течение нескольких недель без заметных изменений в качестве сигнала. Эти записи позволяют точно измерять мышечную активность передних конечностей наряду с нейронной регистрацией in vivo и/или возмущениями для исследования механизмов двигательного контроля у мышей.

Introduction

В последние десятилетия мыши стали привлекательным модельным организмом для изучения двигательной системы млекопитающих. Распространенные экспериментальные подходы включают в себя мышей с фиксированной головой, выполняющих двигательные задачи наряду с мониторингом и/или возмущением нейронной активности 1,2,3,4,5. Исследования двигательной системы у более крупных видов (таких как кошки и приматы) традиционно полагались на электромиографию (ЭМГ) для измерения двигательной мощности непосредственно во время таких экспериментов 6,7,8. Тем не менее, регистрация мышечной активности у мышей представляет собой сложную задачу, поскольку их мускулатура слишком мала для коммерчески доступных электродов ЭМГ, используемых в экспериментах на крупных млекопитающих. Многие исследователи предпочитают отслеживать кинематику конечностей с помощью видео 4,10,11 и/или поведенческих характеристик 2,4,12, чтобы косвенно исследовать двигательный выход, но этим методам не хватает разрешения для обнаружения влияния нейронной активности и ее возмущения на мышцы в миллисекундном масштабе. Таким образом, запись ЭМГ желательна для исследователей, заинтересованных в прямом нейронном управлении мышцами.

ЭМГ включает в себя измерение напряжения между двумя точками, обычно разделенными коротким расстоянием, примерно параллельным волокнам регистрируемой мышцы. ЭМГ-электроды бывают поверхностными (или «пластырями») и внутримышечными (или «игольчатыми») вариантами. Поверхностные электроды размещаются поверх кожи или накладываются на мышечную ткань и фиксируются клеем или швами. Таким образом, поверхностные электроды менее инвазивны, чем внутримышечные, и наиболее популярны среди людей, кошек и приматов из-за их относительной простоты использования. Поверхностные электроды также успешно использовались на крысах и мышах13,14; Тем не менее, они должны быть изготовлены вручную и хирургически имплантированы под кожу из-за склонности грызунов пытаться удалить инородные предметы во время груминга. Внутримышечные электроды ЭМГ, с другой стороны, хирургическим путем имплантируются в мышечную ткань. Поскольку они поглощены мышечной тканью, они обеспечивают высокое пространственное разрешение и остаются неподвижными в неопределенном положении. Таким образом, имплантированные внутримышечные электроды ЭМГ идеально подходят для накладных электродов для длительных экспериментов на грызунах. Чтобы надежно регистрировать внутримышечную ЭМГ у мышей, исследователи разработали метод ручного изготовления и имплантации электродов ЭМГ в мышцы размером с мышцы предплечья взрослой мыши. Эти электроды позволяют регистрировать хронические мышцы во время двигательного поведения грызунов в течение нескольких недель.

Описанный здесь протокол является результатом десятилетнего усовершенствования установленных методов 15,16,17,18, в результате чего была разработана процедура ручного изготовления, имплантации и записи с проволочных электродов ЭМГ, хронически имплантированных в сгибатель/разгибательные мышечные пары локтя и запястья у мышей, ведущих себя. В первом разделе описывается ручное изготовление комплекта электродов с четырьмя парами электродов и 8-контактным разъемом для интерфейса головной сцены. В следующем разделе подробно описывается хирургическая имплантация электродов внутримышечно в мышцы верхней и нижней части руки в рамках той же операции, что и имплантация головной пластины. Наконец, обсуждаются репрезентативные записи мышей, выполняющих различные виды поведения. В целом, этот метод является экономически эффективным и настраиваемым способом включения измерений мышечной активности в эксперименты с фиксированным поведением, что идеально подходит для лабораторий с некоторым опытом изготовления электродов.

Protocol

Все эксперименты и процедуры были проведены в соответствии с рекомендациями NIH и одобрены Комитетом по уходу за животными и их использованию Северо-Западного университета. В других странах и/или учреждениях могут действовать другие правила, требующие внесения изменений в эту процедуру. В настоящее исследование были включены взрослые самцы C57BL6/J (см. таблицу материалов) в возрасте 12-20 недель с минимальной массой тела 20 г. 1. Изготовление электродного комплекта ПРИМЕЧАНИЕ: Выполняйте эти действия на чистом столе с использованием стереомикроскопа с диапазоном увеличения 10x-40x и чистыми голыми руками. На рисунке 1 приведены схемы с подробным описанием зачистки электродного провода (рисунок 1A) и сборки разъема (рисунок 1B). Отрежьте провода: Для каждой пары электродов отрежьте два куска плетеной проволоки из нержавеющей стали с покрытием PFA (7 жил, диаметр 0,0055 дюйма) (см. Таблицу материалов). Для мышц плеча обрежьте каждую проволоку длиной 9,5 см. Для мышц нижней части руки обрежьте каждую проволоку длиной 10,5 см. Свяжите две проволоки вместе одним узлом – он станет узлом, расположенным сразу за пределами места введения (проксимальный узел) при имплантации. Связанные провода составляют одну пару электродов.С помощью иглы 18 G, вставленной в кусок гофрокартона, расположите узел на расстоянии 6 см от вводимого конца и затяните вокруг иглы, притянув нити электродов к картону. Вставной конец уменьшится примерно до 5,5 см, а оставшиеся 0,5 см будут завязаны в узел. Осторожно извлеките иглу и дважды затяните узел голыми руками, чтобы затянуть еще больше.ПРИМЕЧАНИЕ: Узел не должен быть максимально тугим; Затягивание таким образом приведет к образованию проксимального узла, который имеет правильный размер для закрепления имплантированных электродов в ткани. Для мышц плеча убедитесь, что концы соединителей имеют длину 3,5 см. Для мышц нижней части руки убедитесь, что длина концов соединителя составляет 4,5 см. Снимите 0,5 мм изоляции с каждого провода: 1-1,5 мм от узла на одном проводе и 2-2,5 мм от узла на другом проводе. На рисунке 1 показано, где следует зачищать каждый провод.Натяните электрод на листе плоского картона так, чтобы два концевых провода соединились вместе, а вставные концевые провода раздвинулись. С помощью скальпеля сделайте зазубрины в утеплителе, отметив торцы, где будет сниматься изоляция. На каждой надрезе сделайте серию из ~6 надрезов скальпельным лезвием на каждой зазубринах: ~2 сверху, ~2 сбоку и ~2 под проволокой.ПРИМЕЧАНИЕ: Очень важно не обрезать сам провод слишком сильно. В противном случае пряди могут порваться. Требуется практика, чтобы достичь соответствующего давления, чтобы полностью разрезать изоляцию с ограниченным повреждением провода. Поверните электродную пару на 180 градусов и повторите 6 надрезов в каждой зазубрине. При необходимости сделайте дополнительные надрезы, чтобы отделить 0,5 мм изоляции от основного провода. Количество необходимых здесь надрезов будет зависеть от приложенного давления и остроты лезвия скальпеля. Наклоните лезвие скальпеля так, чтобы разрезать вдоль ослабленную изоляцию вдоль и снимите ее с провода с помощью щипцов. Осмотрите оголенный провод на предмет обрыва и/или изношенной изоляции, которые могут привести к повреждению при введении в ткань. Снимите 1 мм с конца каждого провода на конце разъема. Снимите 5 мм с конца каждого провода на вводящем конце. Скрутите отрезки вводного концевого провода вместе и сожмите открытые на 5 мм концы вместе в валу диаметром 0,5 дюйма. 27 г иглы. Типичные иглы для подкожных инъекций можно использовать после удаления окончания замка Люэра. Повторите шаги 1.1-1.6 для каждой пары электродов. Соберите разъем.Отрежьте гнездовой конец 12-контактного разъема (см. Таблицу материалов) до размера: # пар электродов x 2-контактные слоты. Аккуратно снимите латунные фитинги с каждого порта разъема (они предварительно прикреплены к 12-контактному разъему) плоскогубцами. Сохраните эти фитинги для следующего шага. Припаяйте каждый открытый на 1 мм конец каждого провода к наружной поверхности одного из лопастей латунного фитинга.ВНИМАНИЕ: При пайке выделяются пары, которые могут вызвать раздражение кожи, глаз и дыхательных путей. Наденьте перчатки (или вымойте руки после этого), используйте средства защиты глаз и используйте местное устройство для удаления дыма, чтобы ограничить воздействие.Закрепите латунный фитинг в беззубом зажиме из кожи аллигатора, прикрепленном к ручному инструменту внешней поверхностью одного из его лезвий вверх. Расположите фитинг под микроскопом, чтобы обеспечить высокий визуальный контроль во время пайки. С помощью развернутой скрепки или куска проволоки нанесите небольшое количество флюса, совместимого с нержавеющей сталью, на поверхность лезвия. Нанесите на лезвие достаточное количество припоя, чтобы покрыть нижнюю ~1,5 мм латунного лезвия с помощью узкого конического жала для припоя.ПРИМЕЧАНИЕ: Слишком большое количество припоя здесь помешает сборке разъема, в то время как слишком малое количество припоя может привести к неадекватному соединению. Имейте под рукой дополнительные латунные фитинги, чтобы при необходимости начать все сначала. Обильно покройте поверхность припоя на лезвии флюсом, совместимым с нержавеющей сталью, но избегайте попадания флюса в пространство между двумя лопастями. Прижмите 1 мм оголенного электродного провода заподлицо с припоем на лезвии и нагрейте припой с утюгом, чтобы закрепить соединение. Осмотрите соединение: большая часть оголенного провода должна быть погружена в припой, а провод должен быть надежно прикреплен к латунному фитингу. Убедитесь, что между двумя лезвиями латунного фитинга не оказался припой – это может затруднить подачу вставки штекерного разъема в дальнейшем. Наконец, убедитесь, что соединение находится заподлицо с латунным лезвием, чтобы на следующем этапе фитинг можно было снова вставить в разъем. С помощью прямых щипцов вставьте каждый припаянный латунный фитинг обратно в разъем, убедившись, что провода каждой пары электродов прилегают друг к другу и не запутываются с другими электродными парами. На рисунке 1B показана ориентация пары одиночных электродов в разъеме.ПРИМЕЧАНИЕ: Идеальная ориентация слева направо: бицепс (3,5 мм на конце коннектора), трицепс (3,5 мм на конце коннектора), разгибатель лучевой кости (ECR; 4,5 мм на конце коннектора) и длинная ладонь (PL; 4,5 мм на конце коннектора). Отметьте одну сторону маркером или белым цветом, чтобы отслеживать ориентацию соединителя во время имплантации. Обрежьте штекерный 12-контактный разъем до того же размера (# пар электродов x 2), что и гнездовой конец, и подключите его к гнездовому разъему. Если фитинги сместились, их можно снова вставить с помощью прямых щипцов после того, как штекерный соединитель будет установлен. Плоскогубцами удалите выступы, выходящие из латунных фитингов. Покройте пазы для контактов эпоксидной смолой, убедившись, что весь металл или провод рядом с разъемом будет изолирован от ткани.ВНИМАНИЕ: Эпоксидная смола может вызвать раздражение кожи, глаз и дыхательных путей при длительном воздействии. Надевайте перчатки, защитные очки для глаз и используйте эпоксидную смолу только в хорошо проветриваемом помещении или под местным устройством для удаления дыма. Дайте разъему высохнуть на воздухе не менее 30 минут. Проверьте сопротивление каждой электродной пары и пометьте иглы небольшими цветными сегментами термоусадки для легкой идентификации во время операции.ПРИМЕЧАНИЕ: Сопротивление должно быть в пределах 18-50 Ом. Более низкое сопротивление может свидетельствовать о короткой позиции. Более высокое сопротивление может свидетельствовать о слишком большом повреждении жил провода. Однако высокое сопротивление часто проистекает из неидеального соединения между валом иглы и проволокой (выполнено на шаге 1.6), которое может быть решено путем дополнительного обжима в этом месте. Перед имплантацией убедитесь, что в наборе электродов нет волокон и другого мусора. Для этого можно использовать распылительную тряпку. Осмотр под микроскопом может быть полезен для проверки. 2. Операция по имплантации электродов ПРИМЕЧАНИЕ: В этом разделе описывается одна хирургическая процедура по имплантации головной пластины и электродов, изготовленных в предыдущем разделе, в трицепсы, бицепсы, разгибатели лучевой кости (ECR) и длинную ладонь (PL). Для последних двух мышц очень трудно имплантировать электрод исключительно в эти отдельные мышцы, не проходя через близлежащие синергетические мышцы. Смотрите обсуждение ниже о предостережениях при попытке изолировать записи от отдельных мышц. Накладки на головы обычно разрабатываются по индивидуальному заказу и изготавливаются для конкретных экспериментов. В настоящем исследовании использовались напечатанные на 3D-принтере пластиковые накладки RIVETS19. Многие проекты накладок на голову с открытым исходным кодом доступны в Интернете через Janelia, Институт Аллена и независимые исследовательские группы. Описанная здесь процедура установки оголовья была успешно применена с титановыми и пластиковыми оголовками. Хирургическое вмешательство должно быть выполнено с помощью стереотаксического инструмента (см. Таблицу материалов) со стереомикроскопом с увеличением в 10-40 раз. Холодом простерилизовать электроды и оголовок с использованием 1,5% глутаральдегида в течение ночи или в течение 8 часов. Перед имплантацией коротко промойте в стерильной воде и дайте полностью высохнуть на воздухе.ВНИМАНИЕ: Глутаральдегид вреден при проглатывании и может вызвать раздражение глаз, кожи и дыхательных путей. Ручка в перчатках в вентилируемом вытяжном шкафу. Индуцировать анестезию 2-4% изофлураном в медицинском кислороде в индукционной камере до потери выпрямляющего рефлекса (примерно 3 минуты) в соответствии с утвержденными в учреждении протоколами. Перенесите животное к подвижному носовому конусу, чтобы продолжить получение анестезии. Под наркозом с 2% изофлураном в медицинском кислороде перед операцией побрейте голову, шею и конечность животного. Выполните все оставшиеся действия в этом разделе под анестезией. Корректируйте дозировку изофлурана по мере необходимости, чтобы поддерживать частоту дыхания 1 Гц и отсутствие рефлекса на пальцах ног. Наносите глазную смазку и повторно наносите ее каждые 1 час на протяжении всей операции. Вводите инъекционный анальгетик (например, карпрофен, 5 мг/кг) и антибиотики подкожно (например, энрофлоксацин, 10 мг/кг) (см. Таблицу материалов) в начале операции. Имплантируйте оголовье с помощью следующих шагов или альтернативного метода, одобренного учреждением.Закрепите голову животного в ушных планках на стереотаксическом инструменте и обеспечьте анестезию (2% изофлуран) через носовой конус, прикрепленный к стереотаксическому инструменту. Добавьте стерильную простыню для поддержания асептики. Очистите голову и шею с помощью повидон-йодных подушечек и стерильных спиртовых салфеток.При необходимости повторно нанесите смазку для глаз. Введите лидокаин (4 мг/кг) (см. Таблицу материалов) подкожно в область разреза. Обеспечьте адекватную индукцию анестезии, выполнив щипывание пальцев ног. Если выпрямляющий рефлекс отсутствует, сделайте разрез по средней линии головы животного от каудального края глаз до каудального края ушей. Зажмите кожу тканевыми зажимами: по два на ростральном крае с каждой стороны сразу за глазами и два на каудальном крае сразу за ушами. Очистите поверхность черепа, аккуратно соскоблив лезвием скальпеля, чтобы удалить засохшую фасцию. Нанесите тонкий слой стоматологического цемента (см. Таблицу материалов) на поверхность черепа и дайте ему высохнуть в течение 5 минут. Расположите оголовье на черепе животного. Как и где имплантируется оголовье, зависит от оголовья и исследовательского вопроса. Используйте стоматологический цемент для приклеивания оголовья к черепу. Убедитесь, что череп полностью закрыт. Дайте стоматологическому цементу высохнуть в течение 10 минут. Переложите животное на подвижный пластиковый носовой конус, чтобы обеспечить анестезию до конца операции; Это позволит регулярно менять положение животного во время операции для доступа к различным мышцам с сохранением анестезии. Разрез на задней части шеи (сделанный при имплантации оголовья) удлините так, чтобы он достигал 1 см каудально от ушей. С помощью тупого скребка для кости отделите кожу под разрезом на шее от подлежащих тканей, чтобы расчистить путь от разреза на шее к передней конечности, куда будут имплантированы электроды. Временно закрепите разъем ЭМГ на оголовье с помощью небольшого кусочка ленты, чтобы удержать его на месте во время имплантации электрода. Очистите переднюю конечность животного с помощью повидон-йодных прокладок и стерильных спиртовых прокладок. Сделайте разрез на трицепсе.Расположите животное на боку трицепсами вверх. Ввести лидокаин (4 мг/кг) в запланированное место разреза. Это снимет местную боль и сохранит мышцы влажными во время имплантации.ПРИМЕЧАНИЕ: Мышцы должны оставаться влажными, но не мокрыми на протяжении всей операции. Применяйте стерильный физиологический раствор местно по мере необходимости, если мышцы или кожа кажутся сухими. Разрежьте на 7 мм трицепс параллельно кости. Отделите кожу, окружающую разрез, от подлежащих тканей с помощью тупого скребка для кости. Проведите скребком под кожу и вернитесь к разрезу на шее, чтобы освободить путь для электродов. Обрежьте всю фасцию, скрывающую мышцу. Убедитесь, что путь от шеи к трицепсу достаточно большой, вставив закрытые ножницы через разрез трицепса и вытолкнув отверстие для шеи, слегка открыв его после выхода из отверстия. Поднесите электрод трицепса к разрезу трицепса: Вставьте кончик большого игловодителя через разрез трицепса и выйдите из разреза на шее. Зажмите игловодителя вокруг иглы электрода вдоль и протяните до разреза трицепса. Введение трицепса: Следуйте шагу 3 «Введение электродов в мышцы». Сделайте дистальный разрез руки.Положите животное на спину. Обмотайте руку скотчем вдоль бока животного ладонью вниз. Ввести лидокаин (4 мг/кг) в запланированное место разреза. Сделайте разрез на 1 см выше бицепса и ECR от нижней части дельтовидной мышцы до середины нижней части руки, параллельно кости. Дистальный конец разреза должен быть на ~2 мм выше конца мышц нижней части руки. Очистите фасцию, чтобы обнажить двуглавую мышцу. Расчистите путь от дистального разреза руки обратно к разрезу трицепса над (проксимально) крупным кровеносным сосудом, проходящим под кожей плеча. Проведите электрод бицепса под кожу через разрез на шее к разрезу трицепса, затем от разреза трицепса к разрезу дистального отдела руки. Введение бицепса: Следуйте шагу 3 «Введение электродов в мышцы».Снова заклейте руку животного в том же положении, но ладонью вниз. Вставьте как можно ближе к проксимальному концу обнаженного бицепса. Чтобы погрузить электрод хотя бы на 3 мм в мышечную ткань, убедитесь, что он вставлен немного по диагонали к мышечным волокнам в зависимости от размера мыши. Расчистите путь от разреза трицепса к дистальному участку введения руки ниже (дистальнее от) крупного кровеносного сосуда, проходящего под кожей плеча, создавая траекторию, отличную от траектории электрода для бицепса. Введение ECR: Следуйте шагу 3 «Введение электродов в мышцы».Введите в самую проксимальную часть ECR. Выйдите в складке между ECR и его антагонистом и завяжите узел в этой складке. Очистите путь от места введения трицепса к месту введения ПЛ под локтем. Введение PL: Следуйте шагу 3 «Введение электродов в мышцы».Положите животное на спину и заклейте его руку скотчем над головой ладонью вверх. Вставляйте чуть дистальнее локтя. Выходите достаточно проксимальнее сухожилий запястья, чтобы узел в месте выхода лежал на мышце, а не на сухожилиях запястья. Положите животное на бок и зашите разрез трицепса с помощью шелковых швов 6-0. Положите животное на спину и зашите разрез дистального отдела руки с помощью шелковых швов 6-0. Прикрепите соединитель к задней части оголовья с помощью стоматологического цемента. Сшить разрез на шее с помощью шелковых швов 6-0. Нанесите крем с антибиотиком местного действия на места разрезов, чтобы уменьшить воспаление. Наденьте елизаветинский ошейник (см. Таблицу материалов) на животное, чтобы он не потревожил швы во время восстановления. 3. Введение электродов в мышцы Слегка согните иглу (27 G, шаг 1), согнув.Удерживайте иглу иглоотводчиком (см. Таблицу материалов) и прижмите ее к ручке пары щипцов, чтобы добавить изгиб на 5-10 градусов. Добавьте три общих изгиба в разных положениях по длине иглы. Визуализируйте место для входа и выхода из мышцы. Удалите жир и фасции, закрывающие место входа и выхода, разрезав или вытянув тонкими щипцами. Старайтесь избегать повреждения сосудов, чтобы ограничить кровотечение. Стремитесь к 3-5 мм погружной проволоки, проходящей параллельно мышечным волокнам. Это гарантирует, что открытые участки электродной проволоки будут погружены в мышцу. С помощью игловодителя введите иглу в проксимальный конец мышцы, оказывая при этом противодавление тупыми изогнутыми щипцами в другой руке. Протолкните иглу через мышцу к месту выхода. Как только игла выйдет из мышцы, возьмитесь за кончик тупыми щипцами и протяните иглу через него. Продолжайте тянуть, пока проксимальный узел не сядет на место введения. Заведите дистальный узел.С помощью щипцов завяжите свободный узел дистальнее места выхода. Затяните узел до петли длиной 1 см. Надавите на петлю щипцами и расположите ее над местом выхода. Визуализируйте место, где дистальный узел должен быть закрыт до того, как он будет полностью затянут, примерно на 0,5 мм дистальнее места выхода. Аккуратно возьмитесь за петлю тонко изогнутыми щипцами в этом положении и туго натяните петлю на щипцы.ПРИМЕЧАНИЕ: Не затягивайте дистальный узел непосредственно над местом выхода на этом этапе, иначе мышца будет сжата, когда узел будет полностью затянут на следующем этапе. Извлеките тонкие щипцы из узла и завершите затягивание узла, проталкивая узел к месту выхода тонкими согнутыми щипцами и вытягивая конец иглы пальцами. Убедитесь, что проксимальный и дистальный узлы правильно расположены за пределами мест введения и выхода соответственно, чтобы закрепить введенный электрод на месте. Возьмитесь за выходной узел прямыми тонкими щипцами и плотно согните дистальную проволоку вокруг щипцов, чтобы согнуть проволоку вокруг узла и в сторону мышцы/от кожи. Отрежьте проволоку на 0,5 мм дистальнее дистального узла, оставив небольшой бугорок, закрученный вокруг узла.Предыдущий шаг гарантирует, что отрезанный конец бугорка не будет торчать в кожу животного, что может вызвать раздражение. 4. Послеоперационный уход Сразу после операции выполните следующие действия.Размещайте животное поодиночке, чтобы его соседи по клетке не потревожили его швы. Поместите животное в чистую клетку с низкой подстилкой. Удалите все гнезда и материал для обогащения, которые могут помешать подвижности животного во время ношения елизаветинского ошейника. Давайте животному воду и влажный корм, к которому оно может получить доступ во время ношения ошейника. Выполните следующие действия через 24 ч и 48 ч после операции.Снимите елизаветинский ошейник, чтобы животное могло ухаживать за собой в течение 20 минут. Индуцируйте анестезию изофлураном, как указано в шаге 2.2 и шаге 2.3. Вводите инъекционные обезболивающие препараты и антибиотики. Осмотрите места разрезов на предмет отсутствующих швов, открытых ран и признаков инфекции или раздражения. При необходимости замените швы и примените больше местных антибиотиков. Заменяйте влажный корм каждые 48 часов, пока не будет снят елизаветинский воротник. Выполните следующие действия через 6 дней после операции.Проверьте раны на полное заживление. Если раны закрыты, снимите швы. Если раны открыты, подождите еще два дня, чтобы снять швы. Снимите елизаветинский воротник после снятия швов. Верните мышь в новую, чистую клетку с полной подстилкой и обогащением.ПРИМЕЧАНИЕ: Животные могут приступать к экспериментам или лишению воды через 7 дней после операции.

Representative Results

На рисунках 2, 3 и 4 показана нормализованная мышечная активность, зарегистрированная мышцами передних конечностей мышей, выполняющих различные виды поведения: ходьба на беговой дорожке без фиксации головы (рис. 2), подъем по вращающемуся колесу при фиксации головы (рис. 3) и дотягивание до капель воды при фиксации головы (рис. 4). На рисунке 2 показано 1,5 с передвижения на беговой дорожке с приближенным циклом шага, рассчитанным по времени между двумя активациями сгибателей локтя. На Иллюстрации 3 показаны 5 с данных ЭМГ у животного, у которого через 6 недель после имплантации вышел из строя электрод-разгибатель запястья. На рисунке 3А все четыре электрода издают чистый сигнал ЭМГ, который совпадает с поворотом колеса (что указывает на подъем). На рисунке 3В показан сигнал от тех же электродов после отказа: электрод-разгибатель запястья издает шумный сигнал, который не меняется при движении животного. На рисунке 4 показан 1 с ЭМГ от четырех групп мышц передних конечностей во время задачи, в которой мышь переходила от неподвижности к дотягиванию до капли воды. На рисунках 2, 3 и 4 сигналы напряжения усиливались и фильтровались в полосе пропускания (250-20 000 Гц) с помощью дифференциального усилителя. Затем исходное напряжение было субдискретизировано до 1 кГц и z-оценено для сравнения между наборами данных. Обратите внимание, что в то время как электроды были имплантированы в четыре мышцы, указанные в протоколе (бицепс, трицепс, ECR и PL), не гарантируется, что соседние синергетические мышцы не влияли на сигнал ЭМГ; Поэтому каждая запись присваивается своей группе синергии (сгибатель локтя и т. д.) для точности. Проверка изолированных записей от одной мышцы потребовала бы одновременных записей в нескольких синергистах для анализа перекрестных помех между мышечными записями, что может быть непомерно сложно, особенно в нижней части руки мышей. Рисунок 1: Схемы изготовления электродного набора. (A) Схема одной электродной пары. Серые области указывают на то, где нужно раздеться. (B) Схема соединительного узла с одной законченной электродной парой, вставленной в соединитель. Диаграмма на рисунке (B) не предназначена для масштабирования. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Рисунок 2: Репрезентативная запись ЭМГ от четырех мышц свободно движущейся (не зафиксированной головой) мыши, идущей по беговой дорожке. Общая продолжительность – 1,5 с. Ступенчатый цикл оценивался по времени между последовательными активациями разгибателей локтевого сустава. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Рисунок 3: Репрезентативная запись ЭМГ от четырех мышц мыши, неподвижной на голове, выполняющей натуралистическое поведение при лазании. 5-й ряд показывает положение подъемного колеса, считываемое поворотным энкодером; Изменения этого значения свидетельствуют о том, что колесо вращается и животное активно карабкается. Общая продолжительность 5 с. (А) Запись 36 дней после имплантации во время восхождения. (B) Запись через 72 дня после имплантации той же мыши после отказа электрода-разгибателя запястья. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этой цифры. Рисунок 4: Репрезентативная ЭМГ-запись четырех мышц неподвижной мыши при переходе от неподвижности к выполнению тянущегося движения. Общая продолжительность составляет 1 с. Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы просмотреть увеличенную версию этого рисунка.

Discussion

Этот протокол позволяет стабильно записывать мышечную активность мышей, которые выполняли различные действия в течение нескольких недель. В последнее время этот метод был использован для изучения нейронного контроля мускулатуры конечностей во время таких действий, как передвижение на беговой дорожке18,20, задача на вытягивание джойстика18 и задача на совместное сокращение21. Хотя описанный здесь протокол специфичен для мышц локтя и запястья мыши, его легко модифицировать для записи от разных мышц или другого количества мышц путем изменения длины и/или общего количества пар электродов. Описанный здесь метод был адаптирован из тех, которые использовались ранее для регистрации мышечной активности передних и задних конечностей у мышей без подголовника 15,16,17.

Изготовление электродов требует значительной практики для освоения. Во время обучения рекомендуется ежедневная практика в течение 1-2 часов. Снятие изоляции с электродов является самым сложным этапом из-за точного уровня усилия, необходимого для разрезания изоляции без повреждения основного провода. Этот уровень силы зависит от остроты лезвия, поэтому частая замена лезвия скальпеля может помочь обеспечить воспроизводимость во время обучения. Припайка проводов к латунным лопастям разъема также может быть затруднена, потому что нержавеющая сталь не так легко паяется. Нанесение большого количества флюса, совместимого с нержавеющей сталью, помогает улучшить соединение.

Основной проблемой во время операции по имплантации является завязывание дистального узла без нарушения имплантируемой проволоки или проксимального узла. Проксимальный узел должен быть достаточно большим, чтобы противостоять соскальзыванию в мышцу в месте введения – таким образом, избегайте слишком тугого завязывания узла на этапе 2 изготовления набора электродов. Если проксимальный узел мигрирует после имплантации, используйте щипцы из углеродного волокна, чтобы аккуратно переместить его. Медленно затягивайте дистальный узел, крепко сжимая проволоку щипцами, чтобы не протянуть весь электрод. Этот шаг имеет решающее значение для обеспечения долговечности имплантированных электродов: слишком большое напряжение электрода может привести к его поломке при движении животного, в то время как ослабленный электрод может сместиться во время восстановления и потерять контакт с соответствующей мышцей по мере заживления ткани.

Животные удивительно хорошо восстанавливаются после операции, хотя следует отметить потенциальные осложнения. Во-первых, мыши будут грызть свои швы и электроды, если им будет предоставлена такая возможность. В то время как елизаветинский ошейник препятствует этому, он также мешает животному ухаживать за собой. У некоторых мышей вокруг глаз образуется скопление слизи. Иногда у самцов мышей, особенно пожилых, возникает закупорка уретры, которая может причинять беспокойство животному. Если позволить животному вылизываться в течение 20 минут каждый день перед осмотром швов, это должно дать животному достаточно времени, чтобы предотвратить эти проблемы.

Следует отметить важные ограничения этого метода. Во-первых, эти специальные электроды обычно не могут регулировать активность одного моторного блока. Кроме того, не гарантируется, что электрический сигнал исходит исключительно от конкретной мышцы (т.е. бицепса), поскольку трудно исключить перекрестные помехи от активности в близлежащих мышцах-синергистах. Поэтому в публикациях исследователи обычно ссылаются на зарегистрированные мышцы по их группе синергии (т.е. сгибатель локтя). Рекомендуется проводить посмертные вскрытия после каждого эксперимента, чтобы проверить положение каждого электрода, так как они могут сместиться в ткани во время восстановления.

Исследователи, заинтересованные в активности одного моторного звена, должны рассмотреть возможность опробования недавно разработанных электродов ЭМГ Центром передовых исследований в области биоинженерии моторов (CAMBER) в Университете Эмори. Эти электроды все еще находятся в разработке, но CAMBER предоставит новейшую конструкцию электродов. Основным недостатком этих электродов является долговечность: ручные электроды, описанные в этом протоколе, обычно позволяют записывать в течение нескольких недель, в то время как электроды CAMBER лучше всего подходят для краткосрочных экспериментов. Исследователи, выбирающие метод записи ЭМГ, могут связаться с CAMBER напрямую, чтобы определить, подходят ли их электроды для данного эксперимента.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы выражают признательность доктору Клэр Уорринер за вклад в развитие этого метода. В подготовке фигур помогали Марк Агриос и Саджишну Савья. Это исследование было поддержано премией Searle Scholar Award, исследовательской стипендией Слоуна, грантом Саймонса Global Brain Pilot Award, премией Уайтхолла за исследовательский грант, Чикагским биомедицинским консорциумом при поддержке фондов Сирла в Чикагском общественном фонде, грантом NIH DP2 NS120847 (A.M.) и грантом NIH 2T32MH067564 (A.K.).

Materials

#11 Scalpel Blades World Precision Instruments 504170 For EMG electrode fabrication
#3 Scalpel Handle Fine Science Tools 10003-12 For EMG electrode fabrication
1 mL Sub-Q Syringe (100 pack)  Becton Dickinson 309597 For administering injectable drugs
12-pin connector Newark 33AC2371 12-pin connector with brass fittings; for EMG electrode fabrication
18 G Needles Exel International 26419 For EMG electrode fabrication
27 G Needles  Exel International 26426 For EMG electrode fabrication
3 M Transpore Surgical Tape 3M 1527-0 For taping animal's limbs out during surgery
6-0 silk sutures Henry Schein 101-2636 These sutures work well with delicate skin around the wrists 
C&B Metabond Complete Kit Pearson Dental P16-0126 Dental cement to affix connector to headplate
C57BL6/J Mice  Jackson Laboratories #000664 Wild type mice 
Carbofib 5-CF Tweezers (2) Aven tools  18762 Carbon fiber tipped forceps, used to manipulate delicate parts of electrode (stripped or inserted sections) 
Carprodyl (Carprofen) 50 mg/mL Injection Ceva Animal Health, LLC G43010B Injectable analgesic for pain management during and after surgery
Castroviejo Micro Needle Holder Fine science tools 12060-01 For suturing
Castroviejo Needle Holder (large) Fine science tools 12565-14 For inserting needle into muscle 
Delicate Bone Scraper Fine science tools 10075-16 To separate skin from underlying tissue 
Dietgel 76A Dietary Supplement Clear H2O 72-07-5022 For post-operative care
Dumont #5/45 Forceps Fine science tools 11251-35 To remove fascia overlying muscle 
Elizabethan collar for mouse Kent Scientific Corporation EC201V-10 For post-operative care
Enrofloxacin 2.27% Covetrus #074743 Injectable antibiotic for use during and after surgery
Epoxy gel Devcon 14265 For EMG electrode fabrication
Hopkins Bulldog Clamp (4) Stoelting 10-000-481 Tissue clamps for headplate implantation
Isoflurane Solution Covetrus 11695067771 Inhalable anesthesia
Lidocaine Hydrochloride Injectable – 2% Covetrus #002468 Topical analgesic for pain management during surgery
Medical Grade Oxygen Airgas OX USP200 For administering isoflurane during surgery
MetriCide 1 Gallon Metrex 10-1400 Glutaraldehyde solution for cold-sterilization of headplate and electrodes 
MetriTest Strips 1.5% Metrex 10-303 Test strips for monitoring glutaraldehyde solution (recommended)
Model 900LS Small Animal Stereotaxic Instrument Kopf Instruments  900LS Stereotax with lazy susan feature that allows platform rotation during surgery 
PFA-coated 0.0055" braided stainless steel wire  A-M systems  793200 For EMG electrode fabrication
Povidone-iodine prep pads Dynarex 1108 For cleaning skin 
Puralube Vet Ointment  Dechra 37327 Eye ointment for surgery 
Sterile alcohol prep pads Dynarex 1113 For cleaning skin 
Straight fine #5 forceps Fine science tools 11295-10 For curling wire after insertion 
Straight fine scissors Fine science tools 14060-11 For cutting wire 
Student Vannas Spring Scissors Fine science tools 91500-09 For making incisions, trimming fat and fascia, and suturing 
Technik Tweezers 7B-SA (2) Aven tools 18074USA Curved blunt forceps, for general use during surgery
Triple Antibiotic Ointment Walgreens 975863 Topical antibiotic for surgery
V-1 Tabletop Laboratory Animal Anesthesia System VetEquip 901806 Contains all necessary equipment for anesthesia induction and scavenging including vaporizer, induction chamber, moveable plastic nose cone, and tubing 

References

  1. Dombeck, D. A., Khabbaz, A. N., Collman, F., Adelman, T. L., Tank, D. W. Imaging large scale neural activity with cellular resolution in awake mobile mice. Neuron. 56 (1), 43-57 (2007).
  2. Guo, Z. V., et al. Flow of cortical activity underlying a tactile decision in mice. Neuron. 81 (1), 179-194 (2014).
  3. Guo, J. Z., et al. Cortex commands the performance of skilled movement. eLife. 4, e10774 (2015).
  4. Morandell, K., Huber, D. The role of forelimb motor cortex areas in goal directed action in mice. Sci Rep. 7 (1), 15759 (2017).
  5. Galiñanes, G. L., Bonardi, C., Huber, D. Directional reaching for water as a cortex-dependent behavioral framework for mice. Cell Rep. 22 (10), 2767-2783 (2018).
  6. Evarts, E. V., Tanji, J. Reflex and intended responses in motor cortex pyramidal tract neurons of monkey. J Neurophysiol. 39 (5), 1069-1080 (1976).
  7. Hounsgaard, J., Hultborn, H., Jespersen, B., Kiehn, O. Bistability of alpha-motoneurones in the decerebrate cat and in the acute spinal cat after intravenous 5-hydroxytryptophan. J Physiol. 405, 345-367 (1988).
  8. Murphy, P. R., Hammond, G. R. The role of cutaneous afferents in the control of gamma-motoneurones during locomotion in the decerebrate cat. J Physiol. 434, 529-547 (1991).
  9. Manuel, M., Chardon, M., Tysseling, V., Heckman, C. J. Scaling of motor output, from mouse to humans. Physiol Bethesda Md. 34 (1), 5-13 (2019).
  10. Sauerbrei, B. A., et al. Cortical pattern generation during dexterous movement is input-driven. Nature. 577 (7790), 386-391 (2020).
  11. Barrett, J. M., Raineri Tapies, M. G., Shepherd, G. M. G. Manual dexterity of mice during food-handling involves the thumb and a set of fast basic movements. PLoS One. 15 (1), e0226774 (2020).
  12. Serradj, N., et al. Task-specific modulation of corticospinal neuron activity during motor learning in mice. Nat Commun. 14, 2708 (2023).
  13. Scholle, H. C., et al. Spatiotemporal surface EMG characteristics from rat triceps brachii muscle during treadmill locomotion indicate selective recruitment of functionally distinct muscle regions. Exp Brain Res. 138 (1), 26-36 (2001).
  14. Scholle, H. C., et al. Kinematic and electromyographic tools for characterizing movement disorders in mice. Mov Disord off J Mov Disord Soc. 25 (3), 265-274 (2010).
  15. Pearson, K. G., Acharya, H., Fouad, K. A new electrode configuration for recording electromyographic activity in behaving mice. J Neurosci Methods. 148 (1), 36-42 (2005).
  16. Akay, T., Acharya, H. J., Fouad, K., Pearson, K. G. Behavioral and electromyographic characterization of mice lacking EphA4 receptors. J Neurophysiol. 96 (2), 642-651 (2006).
  17. Akay, T., Tourtellotte, W. G., Arber, S., Jessell, T. M. Degradation of mouse locomotor pattern in the absence of proprioceptive sensory feedback. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (47), 16877-16882 (2014).
  18. Miri, A., et al. Behaviorally selective engagement of short-latency effector pathways by motor cortex. Neuron. 95 (3), 683-696 (2017).
  19. Osborne, J., Dudman, J. RIVETS: A mechanical system for in vivo and in vitro electrophysiology and imaging. PloS One. 9 (2), e89007 (2014).
  20. Santuz, A., Laflamme, O. D., Akay, T. The brain integrates proprioceptive information to ensure robust locomotion. J Physiol. 600 (24), 5267-5294 (2022).
  21. Warriner, C. L., Fageiry, S., Saxena, S., Costa, R. M., Miri, A. Motor cortical influence relies on task-specific activity covariation. Cell Rep. 40, 111427 (2022).

Play Video

Cite This Article
Kristl, A. C., Akay, T., Miri, A. Recording Forelimb Muscle Activity in Head-Fixed Mice with Chronically Implanted EMG Electrodes. J. Vis. Exp. (205), e66584, doi:10.3791/66584 (2024).

View Video