Ingénierie d’assembloïdes tendineux pour sonder la diaphonie cellulaire dans la maladie et la réparation

Isolation des composants (Figure 1 et Figure 2)Avant d’utiliser les explants de base et les populations cellulaires en co-culture assembloïde, ces composants doivent être vérifiés au microscope (Figure 1). Les explants de carottes doivent avoir un diamètre uniforme (100-200 μm) et ne pas présenter de plis ou de rides visibles. Les cellules endothéliales doivent présenter une forme allongée au contact d’autres cellules, ce qui n’est pas le cas lorsqu’elles sont ensemencées à une densité trop faible en raison d’un faible rendement initial de l’isolement. Dans ce cas, les cellules endothéliales prennent une forme plus arrondie avec des extensions cytosquelettiques et prolifèrent nettement plus lentement. Divisez-les 1:5 après 7 à 10 jours. Les fibroblastes tendineux isolés des tendons d’Achille prennent une morphologie plus arrondie par rapport à leurs homologues humains en 1 à 2 passages (10 à 14 jours chacun) lorsqu’ils ont été divisés 1:6. Les macrophages sont beaucoup plus petits que les fibroblastes ou les cellules endothéliales et ne prolifèrent pas après l’isolement. Selon le lot, leur forme peut varier de pyramidale à ronde. Les phénotypes des composants cellulaires ont été vérifiés par cytométrie en flux. Un anticorps conjugué CD31 a été utilisé comme marqueur pour les cellules endothéliales (Figure 2A). En fixant le seuil de fluorescence sur la base d’un échantillon de contrôle non coloré (gris), 90,1 % des cellules endothéliales du passage 1 (P1) et 48,7 % des cellules endothéliales du passage 2 (P2) ont été identifiées comme CD31-positives. Une lignée de souris génétiquement modifiée co-exprimant le marqueur de fibroblastes tendineux Scleraxis avec une protéine fluorescente verte (ScxGFP) et un anticorps conjugué CD146 a été utilisée pour caractériser les fibroblastes tendineux (Figure 2B)35,60. Après un passage (P1), 37,3 % des fibroblastes étaient ScxGFP+CD146-, 0,2 % étaient ScxGFP+CD146+, 4,3 % étaient ScxGFP-CD146+ et 58 % étaient ScxGFP-CD146-. Après deux passages (P2), le pourcentage de cellules ScxGFP+CD146- a diminué à 27,6 %, le pourcentage de cellules ScxGFP+CD146+ est passé à 6,9 %, le pourcentage de cellules ScxGFP-CD146+ a augmenté à 10,6 % et le pourcentage de cellules ScxGFP-CD146- a diminué à 54,9 %. Pour identifier et caractériser les macrophages, un anticorps F4/80 a été utilisé en combinaison avec un anticorps CD86 et un anticorps CD206 (Figure 2C). Après isolement et culture, 96,4 % des cellules dérivées de la moelle osseuse étaient F4/80 positives. Parmi ces cellules F4/80 positives, 8,6 % étaient CD206+CD86-, 23,6 % étaient CD206+CD86+, 28,3 % étaient CD206-CD86+ et 39,4 % étaient CD206-CD86-. La vitesse de réticulation du collagène peut varier d’un lot à l’autre et doit être testée avant de commencer les expériences. Apparence de l’assembloïde (Figure 3)Dans des conditions de culture semblables à des lésions (36 °C, 20 %O2), l’explant du noyau est resté mécaniquement extensible, n’a pas changé d’apparence et a continué à être visuellement distinguable et physiquement séparable de l’hydrogel environnant pendant au moins 21 jours (Figure 3A,B). L’hydrogel environnant a été compacté au fil du temps, la vitesse de compactage dépendant de la population cellulaire qui y est ensemencée. Les fibroblastes dérivés du tendon d’Achille contractaient l’hydrogel environnant le plus rapidement et le faisaient radialement lorsqu’ils étaient dans un hydrogel moulé autour d’un explant de noyau et dans toutes les directions lorsqu’ils ne le faisaient pas (Figure 3B,C). Initialement, les hydrogels acellulaires placés autour d’un explant central se compactaient également. Cette contraction a probablement été causée par la migration des cellules de l’explant central, indiquant une interface intercompartimentale dynamique. Comme les hydrogels acellulaires sans explant de noyau intégré ne se sont pas compactés de manière détectable, la contribution du rétrécissement induit par la perte d’eau semble négligeable (figure 3B et fichier supplémentaire 6). Un manque de compactage de l’hydrogel peut donc être utilisé pour détecter des erreurs dans l’assemblage de l’assembloïde (c’est-à-dire de faibles concentrations cellulaires) et doit être vérifié avant de poursuivre avec des méthodes de lecture plus coûteuses. Lors de la mise en place de cette méthode, les erreurs courantes de réduction de la concentration cellulaire comprenaient la mort des cellules dans l’hydrogel extrinsèque parce qu’elles étaient laissées trop longtemps dans la solution de réticulation relativement dure (pH élevé, basse température) et le séchage des explants de noyau parce que le temps entre l’aspiration moyenne et l’injection d’hydrogel était trop long, ou parce que l’explant de noyau était serré trop haut pour être incorporé dans le collagène. Microscopie confocale à fluorescence : analyse de la viabilité et de la morphologie (Figure 3)Une fois retirés des pinces avec des ciseaux (Figure 3B), les assemblages peuvent être fixés, colorés et imagés avec un microscope confocal dans son ensemble sans section. Ici, des assembloïdes de carottes // cellules endothéliales, carottes // macrophages et carottes // fibroblastes ont été colorés avec du DAPI (NucBlue) et de l’Ethidium Homodimer (EthD-1) pour analyser la viabilité et du DAPI et de l’actine F pour analyser la morphologie et la propagation cellulaire dans l’hydrogel de collagène 3D (Figure 3D). La viabilité des assembloïdes de cellules endothéliales (Figure 3E) a été quantifiée et s’est avérée généralement plus faible après assemblage des assembloïdes que celle rapportée précédemment pour les assembloïdes de macrophages et de fibroblastes84. Cependant, la viabilité est restée stable pendant la culture assembloïde jusqu’au moins au jour 7. Microdommages d’origine mécanique et mesure des propriétés mécaniques (Figure 4)Les vis et les goupilles fixées aux supports de serrage permettent la fixation d’assemblages serrés sur des dispositifs d’étirement uniaxiaux. Le dispositif d’étirement sur mesure utilisé ici est équipé d’un capteur de pesage de 10 N et a été décrit dans des publications précédentes (Figure 4A)22. Tous les échantillons ont été préconditionnés avec cinq cycles d’étirement à 1 % de déformation avant les mesures. L’enregistrement de la courbe contrainte-déformation complète des explants ou des assembloïdes du noyau (Figure 4B) permettrait de quantifier le module d’élasticité linéaire (α), la contrainte maximale (β) et la déformation maximale (у). Cependant, il endommage également de manière irréversible l’explant du noyau ou l’assembloïde, ce qui rend impossible l’évaluation du développement longitudinal de la contrainte maximale (β) et de la déformation maximale (у) pour les mêmes échantillons (Figure 4B). Ici, le module d’élasticité linéaire a été utilisé comme mesure de la capacité de l’échantillon à résister aux forces, car cette mesure nécessite d’étirer l’échantillon à seulement 2 % de déformation, ce qui a été démontré précédemment comme n’entraînant pas de réduction permanente du module d’élasticité linéaire18. En particulier, les assembloïdes de cellules endothéliales ont été exposés à la procédure de serrage à une déformation de 2 % (environ la fin de la région élastique linéaire) ou de 6 % (environ la déformation maximale). Les microdommages qui en résultent ont été évalués en mesurant le module d’élasticité linéaire avant et après l’intervention (figure 4C). Conformément aux expériences précédemment menées exploitant des explants de carottes en monoculture, les assembloïdes de cellules endothéliales ont conservé leur module d’élasticité linéaire pendant au moins 14 jours lorsqu’ils ont été cultivés dans des conditions de niche quasi-homéostatiques (29 °C, 3 %O2) et exposés à des souches ne dépassant pas 2 ,21. En ce qui concerne la stimulation mécanique de base, l’étirement statique appliqué à travers les pinces semblait imiter suffisamment les niveaux de déformation natifs subis par les unités centrales tendineuses in vivo pour empêcher les processus cataboliques généralement associés à la décharge matricielle87. En effet, le déclin progressif et statistiquement significatif du module d’élasticité linéaire observé dans les assembloïdes de cellules endothéliales du noyau // exposés à une déformation de 6% pourrait être attribué à la décharge de la matrice résultant de microdommages de matrice induits mécaniquement. Lors de la réalisation de ces expériences, il est important d’éviter le dessèchement de l’assembloïde. Ici, ils étaient enfermés dans du papier autoclavé et mouillé, mais d’autres méthodes pouvaient également être viables en fonction de leur compatibilité avec le dispositif d’étirement utilisé. Comme le frottement entre les pinces métalliques et l’explant du noyau est limité, ajoutez de petits morceaux de papier entre le métal et l’explant du noyau pendant le serrage pour éviter le glissement et surveillez de près le processus d’étirement pour détecter et exclure les explants et les assembloïdes glissés. Analyse du transcriptome spécifique au compartiment et du sécrétome spécifique à l’assembloïde (Figure 5 et Figure 6)Dans la première série d’expériences de monoculture de base présentées ici, la stabilité de l’expression des gènes de base après isolement d’explant a été évaluée pour découpler l’isolement des effets expérimentaux (Figure 5A). Bien qu’un nombre plus élevé de répétitions soit nécessaire pour des conclusions précises, l’expression de Vegfa et de Mmps a fortement augmenté dans les explants de carottes fraîchement isolés dans les heures qui ont suivi l’isolement de l’explant lorsqu’ils ont été cultivés dans des conditions de niche semblables à des lésions (37 °C, 20 %O2). La néovascularisation est une caractéristique centrale de la maladie et de la réparation des tendons qui pourrait, en partie, être entraînée par les cellules endothéliales activées par des facteurs pro-angiogéniques (c’est-à-dire le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire, Vegfa) sécrétés par le noyau tendineux sous hypoxie88. En examinant la première étape de cette diaphonie potentielle (Figure 5B), l’expression de Vegfa et du marqueur d’hypoxie anhydrase carbonique 9 (Ca9) s’est avérée statistiquement significative chez les explants en monoculture sous faible tension d’oxygène (3 %O2) par rapport à ceux en monoculture sous forte tension d’oxygène (20 % O2). Pendant ce temps, la tension d’oxygène plus faible ne semblait pas provoquer de changements dans l’expression des marqueurs des fibroblastes tendineux tels que la sclérosie (Scx) et le collagène-1 (Col1a1). Ensemble, ces résultats identifient les cellules résidentes du noyau comme des contributeurs plausibles à la signalisation pro-angiogénique dans une niche hypoxique. Ensuite, l’activation des cellules endothéliales par la signalisation pro-angiogénique a été évaluée dans la co-culture d’assembloïdes de cellules endothéliales sous une tension d’oxygène élevée (20 % O2) et faible (3 % O2). Heureusement, la composition modulaire des assembloïdes permet une analyse du transcriptome spécifique au compartiment après culture en séparant physiquement l’explant central de l’hydrogel de collagène extrinsèque (Figure 6A). Dans l’explant de base (Figure 6D), l’expression de Vegfa a de nouveau été confirmée comme augmentant sous une faible tension d’oxygène, bien que l’effet sur d’autres marqueurs hypoxiques tels que Fgf2 soit moins clair et nécessite un nombre de répétitions plus élevé pour des conclusions précises. De plus, l’expression de marqueurs pro-inflammatoires tels que Tnf-α et de marqueurs de dégradation de la matrice extracellulaire tels que Mmp3 ont été diminués dans le noyau sous une faible tension d’oxygène. Dans l’hydrogel extrinsèque initialement ensemencé avec des cellules endothéliales (Figure 6E), la présence d’un explant de noyau vivant (aC) a diminué l’expression de Vegfa sous une faible tension d’oxygène, mais pas sous une tension d’oxygène élevée. De plus, la présence d’un explant de noyau dévitalisé (dC) sous faible tension d’oxygène n’a pas non plus diminué l’expression du Vegfa . Sous une faible tension d’oxygène, l’expression de Tnf-α dans l’hydrogel extrinsèque était comparable autour de aC/dC mais augmentait sous une tension d’oxygène élevée autour des explants de noyau vivants. L’expression de Fgf2 a diminué dans toutes les conditions par rapport à l’hydrogel extrinsèque chargé de cellules endothéliales cultivé autour d’un explant de noyau dévitalisé sous haute tension d’oxygène, mais la plupart sous une faible tension d’oxygène. L’expression de Mmp3 était la plus élevée autour des explants vivants sous haute tension d’oxygène et la plus faible autour des explants dévitalisés sous faible tension d’oxygène. Dans l’ensemble, les cellules endothéliales co-cultivées semblent sensibles à la fois à l’explant central actif, qui est capable d’initier la diaphonie et les variations des niveaux d’oxygène. Une analyse plus complète du transcriptome faciliterait l’élucidation de leurs contributions respectives. La modularité du système assembloïde permet l’intégration de cellules génétiquement modifiées contenant des gènes rapporteurs fluorescents. Ici, des cellules endothéliales isolées de souris Pdgfb-iCreER mG89 ont été ensemencées dans le compartiment hydrogel. Ces cellules co-expriment la sous-unité b du facteur de croissance dérivé des plaquettes (Pdgfb), marqueur des cellules endothéliales, avec la protéine fluorescente verte améliorée (EGFP), ce qui fait apparaître les cellules endothéliales exprimant Pdgfb en vert à la microscopie (Figure 6C). En utilisant cette méthode, la présence de cellules endothéliales exprimant le Pdgfb a été confirmée comme étant maintenue pendant 7 jours en culture (37 °C) et semblait être indépendante de la tension de l’oxygène (20 % O2 contre 3 % O2). Pour analyser le sécrétome des assembloïdes, le milieu de culture utilisé respectivement pour la co-culture de carottes // acellulaires et de carottes // fibroblastes, de carottes // macrophages ou de carottes de cellules endothéliales a été remplacé par son homologue sans sérum trois jours avant l’aspiration et la congélation du surnageant maintenant enrichi en sécrétome (Figure 6A). Ce temps d’enrichissement a été suffisant pour détecter des cytokines telles que le facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF) avec un test MSD, comme le montre ici pour les explants de carottes et les assembloïdes de fibroblastes de carottes // cultivés dans des conditions de niche de type lésionnel (Figure 6B). Des considérations importantes lors de l’analyse des sécrétomes et des transcriptomes des explants et des assembloïdes de carottes concernent l’utilisation de contrôles appropriés. Les explants de carottes fraîchement isolés ont une valeur limitée, car leur expression de Vegfa et de Mmps augmente fortement dans les heures qui suivent l’isolement (Figure 5A). Les explants appariés dans le temps entourés d’un hydrogel initialement acellulaire sont plus appropriés comme témoins de l’expression génique du compartiment central. Pour l’hydrogel extrinsèque, les hydrogels chargés de cellules cultivés sans explant de noyau sont des témoins inférieurs par rapport aux hydrogels chargés de cellules cultivés autour d’explants de noyau dévitalisé (fichier supplémentaire 7), principalement parce qu’ils se compactent en formes arrondies au lieu d’hydrogels allongés, ce qui modifie considérablement la morphologie cellulaire (Figure 3A). Figure 1 : Isolation et assemblage de composants assembloïdes pour modéliser la diaphonie in vivo. Des explants de noyau de tendon ont été extraits de queues de souris, coupés et serrés. Les muscles des pattes de souris (c.-à-d. quadriceps fémoral (QF), gastrocnémien (G) et tibial antérieur (TA)) ont été digérés pour isoler les cellules endothéliales qui ont ensuite été cultivées sur du plastique de culture tissulaire. Les tendons d’Achille (AT) ont également été digérés pour isoler les fibroblastes tendineux, qui ont ensuite été cultivés sur du plastique de culture tissulaire. La moelle osseuse du tibia et du fémur a été évacuée des os. Ensuite, les monocytes isolés ont été cultivés sur du plastique de culture tissulaire et différenciés en macrophages naïfs. Les images de microscopie optique (10x) montrent l’apparition d’explants de noyaux, de cellules endothéliales, de fibroblastes tendineux et de macrophages immédiatement avant leur intégration dans les assembloïdes. Lors de l’assemblage, les cellules cultivées sur plastique ont été mises en suspension, puis ensemencées dans une solution de collagène-1 (1,6 mg/mL). Ensuite, le mélange cellule-hydrogel a été coulé autour de l’explant de noyau serré et polymérisé pendant 50 min à 37 °C avant d’ajouter du milieu de culture. Les conditions de culture ont été contrôlées via les pinces (tension mécanique) et les réglages de l’incubateur (concentration en oxygène, température). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 2 : Caractérisation des composants assembloïdes cellulaires. (A) Analyse cytométrique en flux représentative des cellules endothéliales dérivées du muscle après un passage (P1, rangée du haut) et deux passages (P2, rangée du bas). Le nombre de cellules non colorées (grises) et de CD31 (vertes) a été normalisé en modal. Les pourcentages sont donnés pour le groupe coloré au CD31. (B) Analyse cytométrique en flux représentative des fibroblastes dérivés du tendon d’Achille après un passage (P1, rangée du haut) et deux passages (P2, rangée du bas). Les axes rapportent les intensités de fluorescence des cellules non colorées (gris) et des cellules exprimant ScxGFP et colorées avec des anticorps CD146 (couleurs arc-en-ciel). (C) Analyse cytométrique en flux représentative des macrophages dérivés de la moelle osseuse après culture. Dans la rangée du haut, le nombre de cellules non colorées (grises) et colorées en F4/80 (vert) a été normalisé en modal. Les pourcentages sont donnés pour le groupe coloré F4/80. Le graphique de la ligne du bas indique les intensités de fluorescence des cellules non colorées (gris) et du sous-ensemble F4/80+ de cellules colorées avec des anticorps CD206 et des anticorps CD86 (couleurs arc-en-ciel). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 3 : Imagerie et apparence des assembloïdes. (A) Des photographies représentatives prises au jour 0 (j0) et au jour 21 (j21) de culture (37 °C, 20 %O2) montrent une contraction multidimensionnelle d’un hydrogel contenant des fibroblastes extrinsèques sans explant de noyau intégré et une forte compaction radiale d’un hydrogel contenant des fibroblastes extrinsèques autour d’un explant de noyau. (B) Des photographies représentatives prises au jour 21 (j21) de la culture (37 °C, 20 %O2) montrent des différences de vitesse de compactage entre les hydrogels acellulaires, les hydrogels acellulaires coulés autour d’un explant de noyau et les hydrogels chargés de fibroblastes tendineux coulés autour d’un explant de noyau. (C) Les images représentatives de microscopie optique (10x) prises au jour 0 (j0) et au jour 21 (j21) de culture (37 °C, 20 %O2) indiquent des changements longitudinaux dans la présence de populations cellulaires et la vitesse de compactage de l’hydrogel de collagène (HG) autour de l’explant de cœur (E) en co-culture d’assembloïdes de noyau // acellulaire et de noyau // assembloïde de fibroblastes. La représentation schématique illustre les différences de compactage de l’hydrogel entre la co-culture d’un assembloïde libre de noyau // acellulaire et d’un noyau // assembloïde de fibroblastes. (D) Images représentatives de microscopie confocale prises au jour 7 (j7) de la co-culture d’assembloïdes de carottes // cellules endothéliales, carottes // macrophages et carottes // assembloïdes de fibroblastes (37 °C, 20 %O2). Les images de la rangée de gauche montrent des assembloïdes avec des noyaux cellulaires colorés en bleu (DAPI) et des cellules mortes colorées en rose (Ethidium homodimère-1). Les deux autres rangées représentent des assembloïdes avec des noyaux cellulaires colorés en bleu (DAPI) et des filaments d’actine en vert (F-actine). (E) Boîtes à moustaches illustrant la viabilité quantifiée des assembloïdes de cellules endothéliales principales au jour 1 (j1) et au jour 7 (j7) de la coculture. N = 5. Les charnières supérieure et inférieure correspondent aux premier et troisième quartiles (25e et 75e percentiles) et celle du milieu à la médiane. Les moustaches s’étendent de la charnière supérieure/inférieure à la valeur la plus grande/la plus petite ne dépassant pas 1,5 fois l’écart interquartile. Valeurs p : n.s.p > 0,05. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 4 : Stimulation mécanique des assembloïdes et mesure des propriétés mécaniques des assembloïdes. (A) Représentation graphique du dispositif d’étirement sur mesure comprenant les plates-formes porte-pinces, un capteur de force et un moteur pas à pas. L’image photographique montre un ensemble monté sur le dispositif d’étirement avec des pinces. Le couvercle d’un tube en plastique de 15 mL (Ø : 17 mm) utilisé pour le tartre. (B) Graphique illustrant les courbes de contrainte/déformation représentatives pour les explants de carottes (bleu clair) et les assembloïdes (rouge clair). Le module d’élasticité linéaire (α), la contrainte maximale (β) et la déformation maximale (у) peuvent être extraits des données pour caractériser mécaniquement l’explant ou l’assemblage du noyau. (C) Graphique montrant le module d’élasticité linéaire (Emod) d’assemblages de cellules endothéliales co-cultivées (29 °C, 3 % O2) sur une période de 14 jours après avoir été clampés (ligne continue), serrés et étirés à 2 % de déformation L0 (ligne pointillée), ou serrés et étirés à 6 % de déformation L0 (ligne pointillée) au début de l’expérience. N = 5. Les points de données ont été normalisés au module d’élasticité linéaire du module initial avant l’étirement et sont tous affichés sous forme de moyenne (±sem). Valeurs de p : *p < 0,05, **p < 0,01. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 5 : Changements dans le transcriptome du noyau après isolement et culture dans différentes conditions de niche. (A) Nuage de points illustrant les changements de pli dans l’expression des gènes Vegfa, Mmp13 et Mmp3 dans des explants de noyau murin en monoculture (37 °C, 20 % O2) 2 h, 4 h, 6 h et 8 h après les avoir isolés de la queue. Les changements de pli aux points temporels respectifs ont été normalisés à l’expression génique 2 heures après l’isolement. N = 2. (B) Boîtes à moustaches illustrant les changements de pli dans l’expression des gènes Ca9, Vegfa, Scx et Col1a1 dans les explants de carottes mono-cultivés sous faible tension d’oxygène (3%O2) normalisés et comparés à ceux mono-cultivés sous haute tension d’oxygène (20%O2). N = 5-6. Les charnières supérieure et inférieure des boîtes à moustaches correspondent aux premier et troisième quartiles (25e et 75e percentiles) et celle du milieu à la médiane. Les moustaches s’étendent de la charnière supérieure/inférieure à la valeur la plus grande/la plus petite ne dépassant pas 1,5 fois l’écart interquartile. Les points de données utilisés pour la normalisation sont représentés par des points noirs et les points de données individuels par des points rouges. Valeurs P : **p < 0,01, ***p < 0,001. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Figure 6 : Analyse du sécrétome spécifique à l’assembloïde et du transcriptome spécifique au compartiment. (A) Photographie représentative montrant l’assembloïde au jour 7 (j7), lorsque des échantillons de sécrétome et de transcriptome ont été prélevés, et représentation du flux de travail sous-jacent. (B) Concentration de VEGF (pg/mL) dans le surnageant des assembloïdes de noyau // acellulaire et de noyau // fibroblastes après 7 jours de coculture (37 °C, 20 %O2) représentés sous forme de boîtes à moustaches. N = 6. (C) Images représentatives en microscopie confocale d’assembloïdes de cellules centrales / endothéliales après 7 jours de co-culture (37 °C) sous haute tension d’oxygène (20 %O2) et faible tension d’oxygène (3 %O2). Les noyaux cellulaires sont colorés en bleu (DAPI) et les cellules endothéliales intégrées co-expriment la protéine fluorescente verte améliorée (EGFP) avec le marqueur du facteur de croissance dérivé des plaquettes (Pdgfb). La ligne pointillée indique l’interface compartimentale entre l’explant central (E) et l’hydrogel chargé de cellules endothéliales (HG). (D) Nuage de points illustrant les changements de pliage dans l’expression des gènes Vegfa, Tnf-α, Fgf2 et Mmp3 dans le compartiment central des assembloïdes de cellules endothéliales co-cultivés sous faible tension d’oxygène (3 %O2) normalisés et comparés à ceux cultivés sous haute tension d’oxygène (20 %O2). N = 2. (E) Nuage de points illustrant les changements de pliage dans l’expression des gènes Vegfa, Tnf-α, Fgf2 et Mmp3 dans le compartiment extrinsèque des assembloïdes de cellules endothéliales du noyau // avec un noyau vivant (aC) ou un noyau dévitalisé (dC) co-cultivés sous une tension d’oxygène élevée (20 %O2) et une faible tension d’oxygène (3 %O2). Les changements de plis dans les conditions respectives ont été normalisés au compartiment extrinsèque d’un noyau // assembloïde de cellules endothéliales avec un noyau dévitalisé (dC) co-cultivé sous haute tension d’oxygène (20% O2). N = 3-4. Dans B, les charnières supérieure et inférieure des boîtes à moustaches correspondent aux premier et troisième quartiles (25e et 75e percentiles) et celle du milieu à la médiane. Les moustaches s’étendent de la charnière supérieure / inférieure à la valeur la plus grande / la plus petite pas plus de 1,5 fois l’écart interquartile. Les valeurs aberrantes sont représentées par des points noirs. Valeurs p : *p < 0,05. En D et E, les points de données utilisés pour la normalisation sont représentés par des points noirs et les points de données individuels sont représentés par des points rouges. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Tableau 1 : Exigences en matière d’intrants pour les systèmes modèles de maladies et de blessures tendineuses. Une liste de déclencheurs de maladies tendineuses primaires et de moteurs secondaires correspondant à une sélection de paramètres d’entrée dont la traçabilité est essentielle pour la modélisation des maladies et des lésions tendineuses. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau. Tableau 2 : Exigences de production pour les systèmes modèles de maladies et de blessures tendineuses. Une sélection de caractéristiques de maladies tendineuses appariées à une sélection de paramètres de sortie dont la quantifiabilité est essentielle pour l’interprétation du comportement des modèles de maladies et de lésions tendineuses. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau. Fichier supplémentaire 1 : fichier .stl pour les supports de pinces, la station de montage et les moules de la chambre. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Dossier supplémentaire 2 : Plan du support de pince droit. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Dossier supplémentaire 3 : Plan du support de pince gauche. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Dossier supplémentaire 4 : Plan de la plate-forme de montage Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Dossier supplémentaire 5 : Plan des pinces métalliques. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Fichier supplémentaire 6 : Image montrant le rétrécissement de l’hydrogel acellulaire. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier. Dossier supplémentaire 7 : Image montrant un explant de noyau dévitalisé. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.