Summary

ゲノム編集とドラッグデリバリーのための新生児マウスの髄腔内注射

Published: March 08, 2024
doi:

Summary

本プロトコルは、遺伝子編集および薬物送達のために新生児マウスで髄腔内注射を行うためのステップバイステップの指示を概説する。

Abstract

髄腔内注射は、小児科と成人の両方の診療所で一般的に採用されている手順であり、投薬や治療を投与するための効果的な手段として機能します。中枢神経系の脳脊髄液に直接薬剤や治療を送達することで、静脈内注射、皮下注射、筋肉内注射などの他の経路と比較して全身の副作用を軽減しながら、より高い局所的な薬物濃度を実現します。髄腔内注射は、げっ歯類やヒト以外の霊長類を含む他の大型動物の神経遺伝性疾患の治療に焦点を当てた前臨床試験で重要な役割を果たすため、その重要性は臨床現場にとどまらず、臨床現場にとどまりません。しかし、その広範な適用にもかかわらず、若い、特に新生児の子犬への髄腔内注射は、そのサイズが小さく、壊れやすい性質のために重大な技術的課題を提起します。新生児マウスへの髄腔内注射を成功させ、信頼性の高い投与を行うには、細部に細心の注意を払い、さまざまな要因を慎重に検討する必要があります。したがって、指示を提供するだけでなく、手順の一貫性、および動物の安全性と福祉を確保するために、主要な技術的考慮事項と優れた実験室慣行を強調する標準化されたプロトコルが決定的に必要とされています。

この満たされていないニーズに対処するために、出生後1日目(P1)に新生児の子犬に特に髄腔内注射を実施するための詳細で包括的なプロトコルを提示します。ステップバイステップの指示に従うことで、研究者は自信を持って新生児の子犬に髄腔内注射を行うことができ、遺伝子置換やゲノム編集ベースの治療のための薬物、アンチセンスオリゴ、ウイルスの正確な送達が可能になります。さらに、動物の健康を維持し、信頼性の高い実験結果を確保するために、優れた実験慣行を遵守することの重要性が強調されています。このプロトコルは、新生児マウスの髄腔内注射に関連する技術的課題に対処することを目的としており、最終的には、潜在的な治療介入の開発を目的とした神経遺伝学的研究の分野の進歩を促進します。

Introduction

髄腔内(IT)注射は、クリニックの小児患者と成人患者の両方で、投薬、脳脊髄液の収集、および頭蓋内圧の維持に使用される一般的な臨床手順です1,2。髄腔内注射による薬物の投与は、全身曝露を最小限に抑えながら、中枢神経系(CNS)の薬物濃度を高めるための効果的なアプローチです。その結果、この方法は、特に温度に敏感で半減期の短い薬物の場合、治療効果を高め、副作用を軽減します3。

げっ歯類モデルを用いて新薬や治療法を試験する前臨床試験では、より高い精度と結果の再現性を提供する信頼性の高い薬物投与方法を採用することが不可欠です4,5。神経遺伝性疾患および神経発達障害の新しい治療法を評価する前臨床試験では、早期の介入が通常、より好ましい結果をもたらすと予測されるため、早期治療が最初の概念実証研究に不可欠です6,7,8

従来の脳室内(ICV)注射と比較して、IT注射は大脳皮質を直接貫通する必要がないため、リスクが大幅に低くなります。この利点は、局所皮質組織および周囲の神経への潜在的な損傷を大幅に軽減します。さらに、IT注射は、1回の注射で投与可能な薬剤量を少なくとも5倍に増やすことができ、反復投与の実現性を大幅に高めます。しかし、新生児マウスはサイズが小さく壊れやすいため、新生児に髄腔内注射を行うことは技術的に困難であり、特殊な技術、機器、細心の注意を払った取り扱いが必要です。

この記事では、P1新生児の子犬に髄腔内注射を行うための詳細なプロトコルとステップバイステップの手順を提供します。ここでは、投与の一貫性と、処置中の動物の安全性と健康を確保するために、重要な考慮事項と適切な検査方法が強調されています。このプロトコルに従うことで、研究者は動物への潜在的なリスクや不快感を最小限に抑えながら、正確で再現性の高い実験を自信を持って行うことができます。

Protocol

記載されている手順とプロトコルは、National Institutes of Health Guide for the Care and Use of Laboratory Animals(国立衛生研究所の実験動物のケアと使用に関するガイド)に概説されているガイドラインに準拠していました。さらに、この手順は、イェール大学医学部の動物管理および使用委員会から承認を受けました。新生児野生型(WT)C57BL/6Jの雄と雌のマウスを研究に使用しました。動物は市販の供給源か?…

Representative Results

髄腔内注射が成功すると、投与された溶液がすぐに広範囲に分布しましたが、実際の細胞浸透は送達された薬物および材料の性質に依存していました。本研究では、Fast Greenを用いて、野生型新生児の髄腔内注射(IT)直後の結果を可視化し(図1A-K)、従来の脳室内(ICV)注射(図1L-N)と比較しました。長期?…

Discussion

新生仔マウス(P1)における髄腔内注射の段階的な手順を説明し、その結果、脳内に薬物が広範囲に分布する。大脳皮質11に穿刺する新生仔マウスに薬剤を送達するための一般的な脳室内注射法と比較して、髄腔内注射は、針の貫通による新生児マウスの脳への直接的な損傷を回避します。侵襲性が最小限であるため、髄腔内注射は必要に応じて繰り返し行うことができ、臨床?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

XNLは、Foundation for Angelman Syndrome Therapeutic(FAST)ポスドクフェローシップの支援を受けています。YHJは、FASTとNIHの助成金R01HD110195とR01MH117289の支援も受けています。

Materials

Balance Ohaus Corporation 30253017
C57BL/6J mice The Jackson Laboratory 000664
Digital Microscope RWD DOM-1001
DPBS ThermoFisher 14190144
Fast Green Sigma F7252-5G
Heating pad RWD 69020
Needles Hamilton 6PK (34/0.375”/4/12DEG)S
Syringe Hamilton 1702RN
Syringe Filters Sigma SLGVM33RS

References

  1. Hoy, S. M. Onasemnogene abeparvovec: first global approval. Drugs. 79 (11), 1255-1262 (2019).
  2. Ramos, D. M., et al. Age-dependent SMN expression in disease-relevant tissue and implications for SMA treatment. J Clin Invest. 129 (11), 4817-4831 (2019).
  3. Fedorova, E., Battini, L., Prakash-Cheng, A., Marras, D., Gusella, G. L. Lentiviral gene delivery to CNS by spinal intrathecal administration to neonatal mice. J Gene Med. 8 (4), 414-424 (2006).
  4. Dindot, S. V., et al. An ASO therapy for Angelman syndrome that targets an evolutionarily conserved region at the start of the UBE3A-AS transcript. Sci Transl Med. 15, eabf4077 (2023).
  5. Amanat, M., Nemeth, C. L., Fine, A. S., Leung, D. G., Fatemi, A. Antisense oligonucleotide therapy for the nervous system: from bench to bedside with emphasis on pediatric neurology. Pharmaceutics. 14 (11), 2389 (2022).
  6. Frangoul, H., et al. CRISPR-Cas9 gene editing for sickle cell disease and β-Thalassemia. N Engl J Med. 384, 252-260 (2021).
  7. Gillmore, J. D., et al. CRISPR-Cas9 in vivo gene editing for transthyretin amyloidosis. N Engl J Med. 385, 493-502 (2021).
  8. Krol, A., Feng, G. Windows of opportunity: timing in neurodevelopmental disorders. Curr Opin Neurobiol. 48, 59-63 (2018).
  9. Birg, T., et al. Brain temperature influences intracranial pressure and cerebral perfusion pressure after traumatic brain injury: A CENTER-TBI Study. Neurocrit Care. 35, 651-661 (2021).
  10. Rossi, S., Zanier, E. R., Mauri, I., Columbo, A., Stocchetti, N. Brain temperature, body core temperature, and intracranial pressure in acute cerebral damage. J Neurol Neurosurg Psychiatry. 71 (4), 448-454 (2001).
  11. Kim, J. Y., Grunke, S. D., Levites, Y., Golde, T. E., Jankowsky, J. L. Intracerebroventricular viral injection of the neonatal mouse brain for persistent and widespread neuronal transduction. J Vis Exp. 91, e51863 (2014).
  12. Petrou, P., Kassis, I., Yaghmour, N. E., Ginzberg, A., Karussis, D. A phase II clinical trial with repeated intrathecal injections of autologous mesenchymal stem cells in patients with amyotrophic lateral sclerosis. Front Biosci (Landmark Ed). 26 (10), 693-706 (2021).
  13. Kroin, J. S., et al. The mechanisms of intracranial pressure modulation by epidural blood and other injectates in a postdural puncture rat model. Anesth Analg. 95 (2), 423-429 (2002).
  14. Møllgård, K., et al. A mesothelium divides the subarachnoid space into functional compartments. Science. 379 (6627), 84-88 (2023).
  15. Chakrabarty, P., et al. Capsid serotype and timing of injection determines AAV transduction in the neonatal mice brain. PLoS One. 8, e67680 (2013).
  16. Semple, B. D., Blomgren, K., Gimlin, K., Ferriero, D. M., Noble-Haeusslein, L. J. Brain development in rodents and humans: Identifying benchmarks of maturation and vulnerability to injury across species. Prog Neurobiol. 160-107, 1-16 (2013).

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Cite This Article
Lu, X., Jiang, Y. Intrathecal Injection of Newborn Mouse for Genome Editing and Drug Delivery. J. Vis. Exp. (205), e65761, doi:10.3791/65761 (2024).

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