Tuina in a Frozen Shoulder Rat Model: An Efficient and Reproducible Protocol

Yingjie Qiao; Yanhong Yang; Jianmin Wang; Muzhen Li; Lijun Zheng; Huadong Li; Shidong Zhang

doi:10.3791/65440

JoVE Journal > Medicine

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

医学

Tuina in een frozen shoulder rat model: een efficiënt en reproduceerbaar protocol

Published: July 21, 2023

doi:

10.3791/65440

Yingjie Qiao¹, Yanhong Yang², Jianmin Wang³, Muzhen Li¹, Lijun Zheng¹, Huadong Li³, Shidong Zhang¹

¹College of Acupuncture and Tuina,Shandong University of Traditional Chinese Medicine, ²Department of Tuina,Jinan Massage Hospital, ³Department of Tuina,Shandong University of Traditional Chinese Medicine Affiliated Hospital

Summary

Deze studie ontwikkelt een efficiënt en reproduceerbaar Tuina-protocol voor de behandeling van frozen shoulder dat is opgesteld in een rattenmodel. Deze aanpak zal helpen bij het bestuderen van de behandelmethode van de Tuina-therapie voor frozen shoulders.

Abstract

Frozen shoulder (FS) is een veel voorkomende aandoening zonder gedefinieerde optimale therapie. Tuina-therapie, een traditionele Chinese geneeskunde (TCM) techniek die wordt gebruikt om FS-patiënten in Chinese ziekenhuizen te behandelen, heeft uitstekende resultaten opgeleverd, maar de mechanismen ervan worden niet volledig begrepen. Voortbouwend op een eerdere studie was dit werk gericht op het ontwikkelen van een Tuina-protocol voor een FS-rattenmodel. We verdeelden 20 SD-ratten willekeurig in controlegroepen (C; n = 5), FS-model (M; n = 5), FS-model Tuina-behandeling (MT; n = 5) en FS-model orale behandeling (MO; n = 5). Deze studie gebruikte de gegoten immobilisatiemethode om het FS-rattenmodel vast te stellen. Het effect van Tuina en oraal dexamethason op het glenohumerale bewegingsbereik (ROM) werd geëvalueerd en de histologische bevindingen werden beoordeeld. Onze studie toonde aan dat Tuina en oraal dexamethason in staat waren om de actieve ROM van de schouder te verbeteren en de structuur van de capsule te behouden, waarbij Tuina-therapie effectiever bleek te zijn dan oraal dexamethason. Concluderend kan worden gesteld dat het Tuina-protocol dat in deze studie is vastgesteld, zeer effectief was voor FS.

Introduction

Frozen shoulder (FS), ook bekend als adhesieve capsulitis van de schouder, is een zelfbeperkende ziekte die wordt gekenmerkt door schouderpijn en mobiliteitsstoornissen. Het treft meestal mensen tussen de 30 en 70 jaar oud, met een gemiddelde leeftijd van 50 jaar, en heeft een prevalentie van ongeveer 5% in de Chinese bevolking¹. Van vrouwen wordt gemeld dat ze een 1,6 keer hogere incidentie van FS hebben in vergelijking met^mannen2. De prevalentie van FS is hoger bij mensen met diabetes, glucose- en lipidenstofwisselingsstoornissen of andere gerelateerde ziekten, variërend tussen 10% en 36%^2,3. De huidige klinische behandelingen voor FS omvatten fysiotherapie, steroïde medicijnen en chirurgische behandelingen⁴.

Van Tuina, een therapie in de traditionele Chinese geneeskunde (TCM), is aangetoond dat het schouderpijn bij FS-patiënten effectief verlicht, waardoor hun kwaliteit van leven^verbetert5,6. De onderliggende mechanismen van deze behandeling worden echter niet goed begrepen. Het gebruik van diermodellen om de effecten en mechanismen van Tuina bij de behandeling van FS te bestuderen is dus cruciaal.

Het schoudergewricht van de rat heeft een complexe structuur die lijkt op die van de menselijke schouder en wordt vaak gebruikt in mechanistische studies van FS⁷. Het FS-rattenmodel wordt gekenmerkt door een afname van glenohumerale ROM en capsulefibrose⁸. Bovendien maakt dit model de observatie van het schouderkapsel mogelijk en maakt het pathologisch onderzoek mogelijk tijdens het herstellen van het letsel⁹. Bovendien worden orale corticosteroïden vaak gebruikt als controlegroep in onderzoek naar FS-behandeling¹⁰. Deze studie heeft tot doel een Tuina-protocol te ontwikkelen voor het FS-rattenmodel en toont de haalbaarheid aan van het uitvoeren van dierproeven in Tuina-onderzoek door de werkzaamheid van Tuina-therapie en oraal dexamethason te vergelijken.

Protocol

Deze studie werd goedgekeurd door de ethische commissie van het aangesloten ziekenhuis van de Shandong University of Traditional Chinese Medicine (nummer: AWE-2022-023). 1. Proefdieren Twintig mannelijke Sprague-Dawley (SD) ratten (7 weken oud, 250-280 g) werden gehuisvest onder standaardomstandigheden (kamertemperatuur [RT] 20-24 °C, luchtvochtigheid 40%-60% en een licht/donkercyclus van 12 uur/12 uur). 2. Methode voor groepering Groepeer de SD-ratten in controlegroep (C), FS-modelcontrolegroep (M), FS-model Tuina-behandelingsgroep (MT) en FS-model orale behandelingsgroep (MO), elk bestaande uit 5 ratten. Houd 5 ratten per kooi (zelfde groep). Immobiliseer na 7 dagen acclimatisatie een schouder van de ratten in de M-, MT- en MO-groepen met behulp van gipsverbandimmobilisatie gedurende 3 weken om FS na te bootsen zoals beschreven in de volgende sectie. Dien Tuina-therapie toe aan de ratten in de MT-groep gedurende 2 weken, zoals beschreven in rubriek 4 (Figuur 1). Bereken de vereiste dosering dexamethason voor elke kilogram ratten (0,0675 mg/dag) op basis van de volwassen dosering (0,75 mg/dag) en de verhouding tussen het oppervlak van de rat en het menselijk lichaam (0,018). Dien gedurende 2 weken dagelijks intragastrische dexamethasonoplossing toe aan ratten in de MO-groep in een dosis van 0,067 mg/kg/dag om 7:00 uur.OPMERKING: Gebruik deze groeperingsmethode om het effect van het Tuina-protocol in dit onderzoek te bevestigen. Voer de groeperingsmethode uit volgens experimentele doeleinden in verschillende onderzoeken. 3. Ontwikkeling van het FS-model Verdoof ratten met tribroomethanol (250 mg/kg, door middel van intraperitoneale injectie)11.OPMERKING: In overeenstemming met de vereisten van de ethische commissie van de instelling werd een stockoplossing bestaande uit tribomoethanol (10 g) en tert-amylalcohol (10 ml) bewaard bij 4 °C. Voor gebruik werd het verdund tot 2% met gedestilleerd water. Breng met gips doordrenkte verbanden aan op de rechterschouder en borst van de ratten, waarbij de rechtervoorpoot gedurende 3 weken in een hoek van 90° interne rotatie van het schoudergewricht wordt gehouden (Figuur 2)12.OPMERKING: Houd ratten in de gaten om er zeker van te zijn dat ze normale fysiologische activiteiten kunnen uitvoeren, zoals lopen, eten en drinken. Bevestig het gipsverband opnieuw als de ratten geen normale fysiologische activiteiten kunnen uitvoeren. Bevestig de succesvolle invoering van het FS-model door de ontwikkeling van symptomen te observeren zoals stijfheid in het rechter schoudergewricht, samentrekking van de rechter bovenste ledemaat, spieratrofie en mank lopen bij ratten13. 4. Tuina methode OPMERKING: Tijdens de procedure moet de onderzoeker persoonlijke beschermingsmiddelen dragen. Slechts één professionele Tuina-arts mag alle manipulaties uitvoeren (Figuur 3, Figuur 4 en Figuur 5). Train met behulp van het parameterbepalingssysteem van de Intelligent-massagetechniek, dat een mechanoreceptor en een computer omvat (Figuur 3A).Voer manipulaties uit op de mechanoreceptor- en krachtparameters in drie richtingen die via software worden weergegeven (Figuur 3B). Gebruik de duimvinger om de roterende kneedmethode uit te voeren in een roterende beweging met een sterkte van 0,5 kg en een frequentie van 100-120 keer/min (Figuur 3C). Gebruik de vingertop van de duim om de puntdrukmethode uit te voeren met een kracht van 0.5 kg (Figuur 3D). Voer Tuina uit op de ratten door de in de stappen 4.1.2 en 4.1.3 genoemde mechanische weergave gedurende 1 minuut vast te houden. Houd de rat vast tot hij kalmeert (~2 min). Voer vervolgens de manipulatie uit. Plaats de rat in de zijligging, maar de positie kan veranderen op basis van verschillende manipulatiemethoden. Gebruik de rechter wijsvinger en middelvinger om de rechter voorpoot van de rat vast te klemmen en buig en strek deze meerdere keren om de posities van het schoudergewricht, het ellebooggewricht en het opperarmbeen van de rat te bepalen. Kneed de rechterschouder, voorpoot en rug van de rat door met de klok mee te draaien met de duimpulp met een sterkte van 0,5 kg en een frequentie van 100-120 keer/min gedurende 3 minuten (Figuur 4A-C).Manipuleer de spieren van de voorpoten in de laterale ligpositie. Manipuleer de schouder- en rugspieren in buikligging. Druk acupunt LI15 (Jianyu), SI11 (Tianzong), HT01 (Jiquan) en LI11 (Quchi) 30 keer verticaal met de duimvingertop 30 keer per acupunt met een sterkte van 0,5 kg (Figuur 4D-G).Gebruik de rat-acupuntatlas om de locatie van elk acupunt te bepalen (Figuur 5)14,15. Druk op LI15, gelegen in de depressie anterieur-inferieur aan het acromiale uiteinde, in buikligging. Druk op SI11, gelegen in de depressie naar de fossa infraspinatus in het midden van de scapulaire wervelkolom, in buikligging. Druk op HT01, in het midden van de oksel, in rugligging. Druk op LI11 in de depressie mediaal ten opzichte van de extensor carpi radialis aan het laterale uiteinde van de cubitale plooi in de laterale liggende positie. Houd het schoudergewricht vast met de linkerduim en middelvinger en strek de voorpoot gedurende 10 seconden in de adductie-, abductie-, anterieure-extensie- en posterieure extensieposities (Figuur 4H-K).OPMERKING: Deze rekmethode moet bij ratten zonder weerstand worden uitgevoerd. Pauzeer de Tuina-procedure als de rat geagiteerd raakt. Aai de rat gedurende 10 seconden om hem te kalmeren en ga dan verder met de proef. Voer de procedure dagelijks uit gedurende 2 weken. 5. Meting van glenohumerale ROM OPMERKING: Het is belangrijk om het meetproces zo snel mogelijk te voltooien om degeneratie van het gewrichtskapselweefsel te voorkomen. Verwijder het schouderblad en proximaal tweederde van het opperarmbeen en bloc na het offeren van de rat met een overmatige dosis tribroomethanol (3x de aanvangsdosis, door intraperitoneale injectie), waardoor de onderkant van het schouderblad bloot komt te liggen. Steek een injectienaald (1,2 cm x 0,45 mm) langs de humerusschacht in de humeruskop. Steek twee injectienaalden verticaal in de boven- en onderhoeken van het schouderblad op plastic schuim omwikkeld met een steriel chirurgisch laken. Bevestig een dunne draad aan de injectienaald op de humerusschacht en trek deze aan het andere uiteinde met een kracht van 5 g om deze evenwijdig aan de humerusschacht te maken. Meet de hoek tussen de onderrand van het schouderblad en de humerusschacht (Figuur 6).OPMERKING: Om betrouwbare resultaten te garanderen, laat u de metingen uitvoeren door een afzonderlijke onderzoeker. Rapporteer gegevens als gemiddelde ±standaarddeviatie (SD) met behulp van een softwaretoepassing voor statistische analyse.OPMERKING: Hier is gebruik gemaakt van SPSS-software (SPSS, versie 25.0). Analyseer de verschillen tussen groepen met behulp van eenrichtingsvariantieanalyse (ANOVA). Verkrijg staafafbeeldingen met behulp van de juiste software.OPMERKING: GraphPad Prism 8 is hier gebruikt. Beoordeel de pathologie van het kapsel met behulp van H&E- en Masson-kleuring na meting. 6. Voorbereiding van de sectie Na evaluatie van glenohumerale ROM, fixeer hele monsters gedurende 3 dagen in 4% PFA, gevolgd door ontkalking in EDTA-oplossing (pH 7,2) gedurende nog eens 2 maanden. Snijd na uitdroging de ingebedde weefselblokken met de monsters in plakjes van 5 μm16. Droog de plak 60 minuten op 65 °C. Dewax de plak. Week de plak 7 minuten in xyleen I, xyleen II en xyleen III, gevolgd door een aflopende ethanolreeks (watervrije ethanol, 5 min; 95% ethanol, 2 min; 80% ethanol, 2 min en 70% ethanol, 2 min), en tenslotte 2 minuten in ultrapuur water. 7. H&E-kleuring Kleur de secties gedurende 5 minuten met hematoxyline, spoel ze gedurende 3 seconden af met 1% zoutzuurethanol en was ze gedurende 5 minuten onder stromend water. Vlek het gedeelte gedurende 3 minuten met eosine en was het met kraanwater. Week de sectie in een ethanolreeks (95% ethanol I, 3 s; 95% ethanol II, 3 s; watervrije ethanol I, 3 s en watervrije ethanol II, 1 min) en dompel vervolgens onder in een xyleenreeks (xyleen I, 1 min; xyleen II, 1 min). Breng op elk monster een druppel neutrale gomkit aan. Sluit elk monster af met een dekglas. Verzamel beelden met behulp van een omgekeerde fluorescentiemicroscoop (schaalbalk = 100 μm). 8. Masson-kleuring Teken met een immunohistochemische pen een cirkel rond de coupes en incubeer de coupes vervolgens gedurende 2 uur bij 37 °C tot beitsmiddel in Bouin’s oplossing. Was vervolgens de secties met water totdat de gele kleur verdwijnt. Behandel de monsters gedurende 3 minuten met lapis lazuli blauwe kleurstof en was ze vervolgens met gedestilleerd water. Na het kleuren van de coupes met hematoxyline (Mayer) gedurende 2 min, behandelt u de coupes gedurende 3 s in de zure ethanoldifferentiatieoplossing. Was de secties vervolgens 10 minuten in stromend water. Kleur de secties gedurende 10 minuten met ponceau magenta kleurstof en was ze vervolgens met water. Dompel de secties gedurende 10 minuten onder in de fosfomolybdinezuuroplossing. Voeg anilineblauwe kleuroplossing toe aan de secties gedurende 5 minuten en was ze vervolgens gedurende 2 minuten met een zwak zure werkoplossing. Dehydrateer en maak de secties transparant zoals beschreven in stap 7.3. Breng op elke sectie een druppel neutraal gomafdichtingsmiddel aan en dek deze af met een afdekglas. Laat de secties in een zuurkast drogen. Verzamel afbeeldingen zoals beschreven in stap 7.5.

Representative Results

De fysieke activiteit van ratten werd geobserveerd om het succes of falen van het FS-model te evalueren. Een eerdere studie toonde aan dat gipsimmobilisatie de afgelegde afstand en loopsnelheid aanzienlijk verminderde in vergelijking met normale ratten17. Een ander onderzoek suggereerde dat FS geen invloed had op de afgelegde afstand en dat mank lopen het meest voorkomende symptoom was13. Deze studie toonde stijfheid in het rechter schoudergewricht, samentrekking van de rechter bovenste ledematen, spieratrofie en mank lopen bij ratten na modellering. Deze laesies in de MT- en MO-groepen waren volledig verdwenen na 2 weken interventie. Maar er was geen significante verandering in de M-groep. Het belangrijkste criterium voor het evalueren van de werkzaamheid van Tuina in FS is de meting van glenohumerale ROM18. We zagen dat de gemiddelde waarden van glenohumerale ROM 149,3° ± 5,9° waren in de C-groep, 111,1° ± 3,9° in de M-groep, 128,5° ± 2,8° in de MT-groep en 119,56° ± 2,9° in de MO-groep. Zoals weergegeven in figuur 7, was de glenohumerale ROM van ratten in de M-groep significant lager dan die in de C-groep (P < 0,0001). Bovendien was de ROM in de MT-groep en de MO-groep significant hoger dan die in de M-groep (P < 0,05, P < 0,0001). De ROM in de MO-groep was echter significant lager dan die in de MT-groep (P < 0,0001). Deze bevinding suggereert dat Tuina de functie van het schoudergewricht bij FS-ratten aanzienlijk kan verbeteren. Bovendien kunnen H&E-kleuring en Masson-kleuring de effecten van Tuina op het behoud van de structuur en het verminderen van fibrose in de capsule verder aantonen. Om de observatie te vergemakkelijken, werd het kapsel van het glenohumerale gewricht gebruikt voor histologische bevindingen. Het kapsel van het schoudergewricht bestaat uit synoviale en fibreuze lagen19. H&E-kleuring onthulde proliferatie van synoviocyten, afgeplatte synoviale plooien, erytrocytenstasis en vasculaire proliferatie in de M-groep, wat typische kenmerken zijn van FS (Figuur 8A,B). Deze kenmerken namen tot op zekere hoogte af na behandeling met Tuina en orale dexamethason (Figuur 8C,D). In vergelijking met de MT-groep vertoonde de MO-groep ook veel synoviale cellen. Masson-kleuring toonde de rangschikking van vezelbundels in elke groep (gele pijlen). De capsule bestaat uit een los netwerk van reticulaire vezels met vezelbundels die in een nette richting zijn gerangschikt (Figuur 8E). In de M-groep waren de vezelbundels wanordelijk gerangschikt, wat wijst op capsulefibrose (Figuur 8F). De capsules van ratten in de MT-groep toonden aan dat de vezelbundels netjes en duidelijk gestratificeerd zijn, maar licht ongeordend blijven in de MO-groep (Figuur 8G,H). Figuur 1: Protocol voor het opstellen van het FS-model en de Tuina-interventie. De ratten kregen 7 dagen adaptieve voeding, 21 dagen FS-modelvorming en 14 dagen lang dagelijks Tuina-therapie. Op dag 36 werden alle ratten geofferd. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: Gegoten immobilisatie voor het opstellen van een rattenmodel van FS. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3: Kwantitatieve controle van manipulatie . (A) Intelligent systeem voor het bepalen van parameters met massagetechniek. (B) Drie krachten kunnen worden gemeten als parallelle kracht langs de X-richting, longitudinale kracht langs de Y-richting en verticale kracht langs de Z-richting. (C) Sterkte van de roterende kneedmethode. De rode curve geeft de gestabiliseerde verticale kracht (0,5 kg) weer. De oranje curve geeft de regelmatige parallelle kracht weer. De witte curve geeft de regelmatige lengtekracht weer. (D) De sterkte van de puntpersmethode. De rode curve geeft de verticale kracht (0,5 kg) weer. Oranje en witte curven vertegenwoordigen niet-parallelle en longitudinale krachten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Manipulatie gebruikt in Tuina-therapie. (A-C) Kneed de spieren van de rechterschouders, voorpoten en rug. (D-G) Druk op LI15, SI11, HT01 en LI11. (H-K) Strek de voorpoot in adductie-, abductie-, anterieure-extensie- en posterieure extensieposities. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: Anatomische posities van LI15, SI11, HT01 en LI11 bij ratten. ● Lateraal oppervlak, ○ Mediaal oppervlak. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 6: Meting van glenohumerale ROM. Een dunne draad wordt bevestigd aan een injectienaald die in de humerusschacht wordt gestoken en aan het andere uiteinde met een kracht van 5 g wordt getrokken om deze evenwijdig aan de humerusschacht te maken. De hoek tussen de onderrand van het schouderblad en de humerusschacht wordt gemeten als glenohumerale ROM. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 7: Glenohumeral ROM bij drie groepen ratten. Waarden zijn gemiddelden ± S.D., n = 5. Significante verschillen worden aangegeven door eenrichtings-ANOVA (a P < 0,001 en bP < 0,0001). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 8: Histologische bevindingen van het schouderkapsel. (A,E) De controlegroep bevat een normale capsulestructuur (H&E- en Masson-kleuring). (B,F) De FS-modelgroep illustreert veranderingen in de structuur van het kapsel als volgt: afgeplatte synoviale plooien, kapselfibrose en verstoorde vezelbundels (H&E- en Masson-kleuring). (C,G). Het FS-model in combinatie met de Tuina-groep illustreert dat de structuur van het kapsel bijna normaal is en dat fibrose niet duidelijk is (H&E- en Masson-kleuring). (D,H) Het FS-model in combinatie met oraal dexamethason laat zien dat de structuur van het kapsel bijna normaal is en dat fibrose duidelijk is (H&E- en Masson-kleuring). Schaalbalk = 100 μm. HH: kop van het opperarmbeen; zwarte pijl: synoviale plooien; rode pijl: erytrocytenstasis en vasculaire proliferatie; Gele pijl: vezelbundels. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken.

Discussion

De eerste cruciale stap is de modelselectie. Vanwege de moeilijkheid bij het implementeren van het primaire FS-model, worden gipsimmobilisatie en chirurgische interne fixatie vaak gebruikt om FS-rattenmodellen vast te stellen ^9,12. De ernstigste beperking van de mobiliteit van de schouder en fibrose van het kapsel werden waargenomen in het FS-model dat werd vastgesteld door gipsimmobilisatie gedurende 3 weken^12,20. In deze studie waren de slagingspercentages van het FS-model uitstekend, met 100% succes.

De tweede cruciale stap zijn de manipulaties die in dit protocol worden gebruikt. In dit onderzoek werden drie manipulaties (kneden, persen en uitrekken) gebruikt. De kneedmanipulatie van zacht weefsel werd toegepast op de schouder, het schouderblad en de bovenarm om de spieren te ontspannen. Persmanipulatie werd uitgevoerd door druk uit te oefenen op acupunten zoals LI15, SI11, HT01 en LI11, die in de klinische praktijk het meest worden gebruikt voor FS ^5,21. LI15, SI11 en HT01 bevinden zich op posities rond het schouderkapsel en kunnen effectief zijn bij het verbeteren van de ROM- en schouderfunctie²². LI11 wordt vaak gebruikt voor motorische stoornissen van de bovenste ledematen en bevindt zich in dezelfde meridiaan als LI15. Deze acupunt-matching-methode helpt de werkzaamheid van LI15²³ te verbeteren. Na volledige ontspanning werden rektechnieken gebruikt om functionele activiteiten te herstellen.

Het mogelijke probleem in dit protocol is dat ratten tijdens Tuina intense weerstand vertonen, die kan worden veroorzaakt door angst in plaats van de tolerantie van de ratten te overschrijden. Op dit punt moeten de manipulaties worden gestopt totdat de ratten kalmeren (10 seconden aaien kalmeert de ratten). Bovendien moet de mate van uitrekken worden aangepast aan de symptomen van de ratten. Aanvankelijk was de beperking van het schoudergewricht duidelijk en was de rekamplitude klein. Samen met de interventie herstelde de schoudergewrichtfunctie van de ratten zich geleidelijk en nam de amplitude van de rek geleidelijk toe. De standaard is dat ratten de rekmethode zonder weerstand kunnen accepteren. Ten slotte hebben ratten een zekere mate van agressie en vereist Tuina langdurig contact met ratten, dus het is belangrijk om persoonlijke beschermingsmiddelen te dragen.

De kwantitatieve controle van manipulatie is het moeilijkst in Tuina-experimenten. Hoewel een massagemanipulatiesimulator kan worden gebruikt om de sterkte en frequentie van een enkele manipulatie te regelen, is deze methode beperkt wanneer er meerdere manipulaties en behandelingsplaatsen bij betrokken zijn^24,25. In de klinische praktijk wordt Tuina meestal rechtstreeks door beoefenaars uitgevoerd en in deze studie was het moeilijk om in te grijpen met medische apparatuur. Om de stimulatie te regelen, kan het parameterbepalingssysteem van de intelligente massagetechniek worden gebruikt om de training van Tuina te standaardiseren. Na de training kan de onderzoeker tot op zekere hoogte dezelfde kracht uitoefenen op elke rat. De belangrijkste beperking van dit protocol is dat manipulaties niet volledig kunnen worden gecontroleerd.

TCM Tuina-therapie heeft een rijke geschiedenis van gebruik in heel China, met verschillende artsen in ziekenhuizen die verschillende combinaties van manipulatie en behandelingsplaatsen gebruiken. Daarom is het belangrijk om repliceerbare en effectieve protocollen op te stellen voor zowel dierproeven als klinische studies. In deze studie waren de gebruikte manipulaties en acupunten gebaseerd op een eerdere studie van ons team, waarbij onze klinische ervaring werd gecombineerd met de kenmerken van het FS-diermodel²¹. Deze studie toonde de effectiviteit aan van het ontwikkelde Tuina-protocol bij het verbeteren van de functie van het schoudergewricht en het verminderen van kapselfibrose bij FS-ratten. Deze bevindingen vormen een basis voor verder onderzoek naar de mechanismen die ten grondslag liggen aan de behandeling met Tuina. Bovendien kan het protocol nuttig zijn voor onderzoekers die geïnteresseerd zijn in het onderzoeken van de werkzaamheid van alternatieve medische behandelingen voor FS.

Een eerdere studie wees uit dat het mechanisme van Tuina-interventie op fibrose verband kan houden met de neerwaartse regulatie van TGF-β en CTGF, terwijl de balans van MMP-1/TIMP-1 wordt gereguleerd, waardoor de productie van extracellulaire matrix (ECM) wordt ^verlicht26. Het effect van Tuina op de fibrose van het schouderkapsel kan worden bereikt door de regulatie van verschillende mechanismen. Er is echter verder onderzoek nodig om de mechanismen die bij deze verbetering betrokken zijn volledig te begrijpen.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door het 2020 Science and Technology Development Plan in Jinan City (subsidienummer 202019059), het Traditional Chinese Medicine Science and Technology Project van de provincie Shandong (subsidienummer 2021Q080) en het Qilu School of Traditional Chinese Medicine Inherit Project (subsidienummer [2022]93).

Materials

4% paraformaldehyde	Solarbio	P1110
Embedding machine	Changzhou Paisijie Medical Equipment Co., Ltd	BM450A
Ethylene Diamine Tetraacetic Acid (EDTA)	Solarbio	E1171
Hematoxylin eosin (HE) staining kit	Sparkjade	EE0012
Intelligent-massage technique parameter determination system	Shanghai Dukang Intrument Equipment Co. Ltd	ZTC-
Microtome	Leica	531CM-Y43
Modified Masson Trichrome Staining Solution	Shanghai yuanye Bio-Technology Co., Ltd	R20381-8	Bouin 50 mL; lapis lazuli blue dye 50 mL; Hematoxylin (Mayer) 50 mL; acidic ethanol differentiation solution 50 mL; ponceau magenta dye solution 50 mL; phosphomolybdic acid solution 50 mL; aniline blue staining solution 50 mL; weak acid 50 mL
Tribromoethanol	Macklin	T903147-5

References

Li, W., LU, N. Z., Xu, H. L., Wang, H. F., Huang, J. Case control study of risk factors for frozen shoulder in China. International Journal of Rheumatic Diseases. 18 (5), 508-513 (2015).
Degreef, I., Steeno, P., De Smet, L. A survey of clinical manifestations and risk factors in women with Dupuytren’s disease. Acta Orthopaedica Belgica. 74 (4), 456-460 (2008).
Tighe, C. B., Oakley, W. S. The prevalence of a diabetic condition and adhesive capsulitis of the shoulder. Southern Medical Journal. 101 (6), 591-595 (2008).
Cho, C. H., Bae, K. C., Kim, D. H. Treatment strategy for frozen shoulder. Clinics in Orthopedic Surgery. 11 (3), 249-257 (2019).
Liu, M., et al. Effects of massage and acupuncture on the range of motion and daily living ability of patients with frozen shoulder complicated with cervical spondylosis. American Journal of Translational Research. 13 (4), 2804-2812 (2021).
Ai, J., Dong, Y. K., Tian, Q. D., Wang, C. L., Fang, M. Tuina for periarthritis of shoulder: A systematic review protocol. 医学. 99 (11), e19332 (2020).
Norlin, R., Hoe-Hansen, C., Oquist, G., Hildebrand, C. Shoulder region of the rat: anatomy and fiber composition of some suprascapular nerve branches. The Anatomical Record. 239 (3), 332-342 (1994).
Okajima, S. M., et al. Rat model of adhesive capsulitis of the shoulder. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (139), 58335 (2018).
Zhao, H. K., et al. Tetrandrine inhibits the occurrence and development of frozen shoulder by inhibiting inflammation, angiogenesis, and fibrosis. Biomedicine & Pharmacotherapy. 140, 111700 (2021).
nar, B. M., Battal, V. E., Bal, N., Güler, &. #. 2. 2. 0. ;. &. #. 2. 1. 4. ;., Beyaz, S. Comparison of efficacy of oral versus intra-articular corticosteroid application in the treatment of frozen shoulder: An experimental study in rats. Acta Orthopaedica et Traumatologica Turcica. 56 (1), 64-70 (2022).
Dias, Q. M., Rossaneis, A. C., Fais, R. S., Prado, W. A. An improved experimental model for peripheral neuropathy in rats. Brazilian Journal of Medical and Biological Research. 46 (3), 253-256 (2013).
Kim, D. H., et al. Characterization of a frozen shoulder model using immobilization in rats. Journal of Orthopaedic Surgery and Research. 11 (1), 160 (2016).
Feusi, O., et al. Platelet-rich plasma as a potential prophylactic measure against frozen shoulder in an in vivo shoulder contracture model. Archives of Orthopaedic and Trauma Surgery. 142 (3), 363-372 (2022).
Yin, C. S., et al. A proposed transpositional acupoint system in a mouse and rat model. Research in Veterinary Science. 84 (2), 159-165 (2008).
Guo, X. R., et al. Study on the regulatory mechanism of electroacupuncture based on thyroid pathway for mammary gland hyperplasia rats. Zhongguo Zhen Jiu. 38 (8), 857-863 (2018).
Feldman, A. T., Wolfe, D. Tissue processing and hematoxylin and eosin staining. Methods in Molecular Biology. 1180, 31-43 (2014).
Taguchi, H., et al. A rat model of frozen shoulder demonstrating the effect of transcatheter arterial embolization on angiography, histopathology, and physical activity. Journal of Vascular and Interventional Radiology: JVIR. 32 (3), 376-383 (2021).
Oki, S., et al. Generation and characterization of a novel shoulder contracture mouse model. Journal of Orthopaedic Research. 33 (11), 1732-1738 (2015).
Kubo, H., et al. Histologic examination of the shoulder capsule shows new layer of elastic fibres between synovial and fibrous membrane. Journal of Orthopaedics. 22, 251-255 (2020).
Cho, C. H., Lho, Y. M., Hwang, I., Kim, D. H. Role of matrix metalloproteinases 2 and 9 in the development of frozen shoulder: human data and experimental analysis in a rat contracture model. Journal of Shoulder and Elbow Surgery. 28 (7), 1265-1272 (2019).
Wang, J. M., et al. Efficacy and safety of Tuina and intermediate frequency electrotherapy for frozen shoulder: MRI-based observation evidence. American Journal of Translation Research. 15 (3), 1766-1778 (2023).
Ben-Arie, E., et al. The effectiveness of acupuncture in the treatment of frozen shoulder: A systematic review and meta-analysis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 9790470 (2020).
Zou, F., et al. The impact of electroacupuncture at hegu, shousanli, and quchi based on the theory "Treating flaccid paralysis by Yangming alone" on stroke patients’ EEG: A pilot study. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2020, 8839491 (2020).
Lv, T. T., et al. Using RNA-Seq to explore the repair mechanism of the three methods and three-acupoint technique on DRGs in sciatic nerve injured rats. Pain research & Management. 2020, 7531409 (2020).
Niu, F., et al. Spinal tuina improves cognitive impairment in cerebral palsy rats through inhibiting pyroptosis induced by NLRP3 and Caspase-1. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 1028909 (2021).
Na, Z., et al. The combination of electroacupuncture and massage therapy alleviates myofibroblast transdifferentiation and extracellular matrix production in blunt trauma-induced skeletal muscle fibrosis. Evidence-Based Complementary and Alternative Medicine: eCAM. 2021, 5543468 (2021).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Qiao, Y., Yang, Y., Wang, J., Li, M., Zheng, L., Li, H., Zhang, S. Tuina in a Frozen Shoulder Rat Model: An Efficient and Reproducible Protocol. J. Vis. Exp. (197), e65440, doi:10.3791/65440 (2023).