Generation of Patient-Derived Podocytes from Skin Biopsies

Victoria Rose; Janina M&#252;ller-Deile

doi:10.3791/65364

JoVE Journal > Biology

Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.

生物学

Génération de podocytes dérivés de patients à partir de biopsies cutanées

Published: May 26, 2023

doi:

10.3791/65364

Victoria Rose¹, Janina Müller-Deile^1,2

¹Department of Nephrology and Hypertension, University Hospital Erlangen,Friedrich-Alexander University (FAU) Erlangen-Nürnberg, ²Research Center on Rare Kidney Diseases (RECORD),University Hospital Erlangen

Summary

Ce manuscrit décrit un protocole en deux étapes pour générer des podocytes spécifiques au patient à partir de fibroblastes dermiques via une reprogrammation épisomique en cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSPhi) et une différenciation ultérieure en podocytes.

Abstract

Les podocytes sont des cellules épithéliales situées sur le site urinaire de la barrière de filtration glomérulaire qui contribuent à la fonction filtrante sélective du glomérule. Les mutations dans les gènes spécifiques des podocytes peuvent provoquer une glomérulosclérose segmentaire focale (FSGS), et les podocytes sont également affectés dans de nombreuses autres néphropathies primaires et secondaires. En raison de leur nature différenciée, les modèles de culture cellulaire primaire sont limités pour les podocytes. Par conséquent, des cellules immortalisées conditionnellement sont couramment utilisées. Cependant, ces podocytes immortalisés conditionnellement (ciPodocytes) ont plusieurs limites: les cellules peuvent se dédifférencier en culture, en particulier lorsqu’elles atteignent la confluence, et plusieurs marqueurs spécifiques aux podocytes ne sont que légèrement ou pas exprimés du tout. Cela remet en question l’utilisation des ciPodocytes et leur applicabilité pour la portée physiologique, physiopathologique et clinique. Ici, nous décrivons un protocole pour la génération de podrocytes humains – y compris des podrocytes spécifiques au patient – à partir d’une biopsie cutanée à l’emporte-pièce par reprogrammation épisomale des fibroblastes dermiques en hiPSCs et différenciation ultérieure en podocytes. Ces podocytes ressemblent beaucoup mieux aux podocytes in vivo en termes de caractéristiques morphologiques, comme le développement des processus du pied et l’expression du marqueur spécifique du podocyte. Enfin, et c’est important, ces cellules maintiennent les mutations des patients, ce qui permet d’améliorer le modèle ex vivo pour étudier les maladies des podocytaires et les substances thérapeutiques potentielles dans une approche individualisée.

Introduction

Les podocytes sont des cellules épithéliales rénales post-mitotiques spécialisées qui forment la barrière de filtration glomérulaire du rein avec la membrane basale glomérulaire (GBM), les cellules endothéliales glomérulaires et le glycocalyx. Phénotypiquement, les podocytes sont constitués d’un corps cellulaire et d’extensions membranaires primaires entraînées par microtubules, ainsi que d’extensions secondaires appelées processus du pied ^1,2. La barrière de filtration glomérulaire qui filtre l’urine du sang est construite en endothélium fenêtré, GBM, et un type spécialisé de jonction intercellulaire qui relie les processus voisins du pied podocytaire, appelé diaphragme à fente de podoctyes³. Dans des conditions saines, les protéines plus grosses que l’albumine sont retenues de la barrière de filtration en raison de leur taille et de leur charge⁴.

Les mutations dans les gènes spécifiques du cytosquelette ou du podocyte, ainsi que les facteurs circulants affectant les voies de signalisation des podocytes, sont connus pour induire l’effacement, le détachement ou l’apoptose des podocytes, entraînant une protéinurie et une sclérose glomérulaire. En particulier, le réarrangement cytosquelettique, les changements de polarité des podocytaires ou les dommages aux processus du pied avec une perte associée des jonctions fendues sont essentiels⁵. En raison de leur statut différencié en phase terminale, les podocytes peuvent difficilement être remplacés après le détachement du GBM. Cependant, si les podocytes sont attachés au GBM, ils peuvent encore se remettre de l’effacement et de la réforme des processus interdigitaux du pied ^6,7,8. Une meilleure compréhension des événements qui conduisent à des dommages aux podocytaires dans divers troubles glomérulaires peut fournir de nouvelles cibles thérapeutiques qui aideront à développer des traitements pour ces maladies. Les lésions podocytaires sont caractéristiques de différentes maladies glomérulaires, notamment la glomérulosclérose segmentaire focale (FSGS), la néphropathie diabétique, la maladie à changement minimal et la glomérulonéphropathie membraneuse, nécessitant des modèles ex vivo fiables de podocytes pour étudier les mécanismes pathologiques et les approches de traitement potentielles de ces maladies ^9,10. Les podocytes peuvent être étudiés ex vivo par culture cellulaire primaire classique basée sur l’isolement des glomérules par tamisage différentiel¹¹. Cependant, en raison de l’état de différenciation terminale avec une capacité de prolifération limitée, la plupart des chercheurs utilisent des lignées cellulaires ciPodocytes de souris ou humaines qui expriment des variantes sensibles à la température du grand antigène T SV40. Alternativement, les ciPodocytes sont isolés à partir de souris transgéniques hébergeant le gène immortalisant SV40 Tag ^1,12.

Les CiPodocytes prolifèrent à 33 °C, mais entrent en arrêt de croissance et commencent à se différencier à 37 °C^13,14. Il faut garder à l’esprit que les données expérimentales obtenues avec ces cellules doivent être interprétées avec une certaine prudence, car les cellules sont générées à l’aide d’une insertion de gène non naturelle¹⁵. Comme ces cellules hébergent un gène immortalisant, la physiologie cellulaire est altérée en raison de la prolifération en cours¹². Les lignées cellulaires de podocytes générées par cette approche ont récemment été remises en question, car les ciPodocytes de souris, d’humains et de rats expriment moins de 5% de synaptopodine et de néphrine au niveau des protéines, ainsi que NPHS1 et NPHS2 au niveau de l’ARNm par rapport à l’expression glomérulaire¹⁶. De plus, la plupart des lignées cellulaires de podocytes n’expriment pas la néphrine^17,18. Chittiprol et al. ont également décrit une différence significative dans la motilité cellulaire et les réponses à la puromycine et à la doxorubicine dans les ciPodocytes¹⁶. Les podocytes peuvent être trouvés dans l’urine après détachement du GBM dans différentes maladies glomérulaires 19,20,21,22. Les podocytes urinaires viables peuvent être cultivés ex vivo jusqu’à 2-3 semaines, mais la plupart des cellules subissent une apoptose^23,24. Fait intéressant, les podocytes ne se trouvent pas seulement dans l’urine des patients atteints de maladie glomérulaire, mais aussi dans l’urine de sujets sains, très probablement lorsqu’ils sont sénescents à nouveau avec un potentiel limité de réplication en culture²⁴. De plus, le nombre de podocytes d’origine urinaire est limité et les cellules se dédifférencient en culture, montrent moins de processus du pied, changent de morphologie et, surtout, ont une capacité de prolifération limitée. L’expression des gènes spécifiques aux podocytes est absente, disparaît en quelques semaines ou varie entre ces clones cellulaires. Certaines cellules positives pour le marqueur spécifique du podocyte ont co-exprimé le marqueur de cellules épithéliales tubulaires ou de myofibroblastes et de cellules mésangiales, ce qui suggère une dédifférenciation et/ou une transdifférenciation des podocytes urinaires en culture^24,25.

Récemment, la génération de lignées cellulaires ciPodocyte dérivées de l’urine de patients et de volontaires sains par transduction avec un antigène T SV40 de grande taille thermosensible et hTERT a été décrite²⁶. L’expression de l’ARNm pour la synaptopodine, la nestine et la protéine associée à CD2 a été détectée, mais l’ARNm de podocine était absent dans tous les clones. En plus des problèmes avec les podocytes urinaires, ces cellules contiennent également le gène immortalisant inséré, ce qui entraîne les inconvénients discutés ci-dessus.

En revanche, les cellules souches pluripotentes induites par l’homme (CSPhi) ont une énorme capacité à s’auto-renouveler et à se différencier en plusieurs types de cellules dans des conditions appropriées. Il a déjà été démontré que les CSPhi peuvent servir de source presque illimitée de podocytes^27,28.

Ici, un protocole en deux étapes pour générer des podocytes spécifiques au patient à partir de fibroblastes dermiques de biopsies cutanées avec reprogrammation épisomique ultérieure en CSPhi et une différenciation finale en podocytes dérivés des CSPhi est décrit (Figure 1).

Figure 1 : Protocole de génération de podocytes dérivés de l’hiPSC spécifiques au patient. Vue d’ensemble graphique du protocole de génération de podrocytes spécifiques au patient à partir de fibroblastes dermiques d’une biopsie cutanée par reprogrammation en CSPhi et différenciation en podocytes. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Dans un premier temps, les fibroblastes dermiques somatiques ont été dépassés par une biopsie cutanée et reprogrammés en CSPhi en utilisant une méthode sans intégration par électroporation avec des plasmides exprimant les facteurs de transcription OCT3/4, KLF4, SOX2 et c-MYC 29,30,31. Les colonies de CSP émergentes ont ensuite été sélectionnées et élargies. La différenciation a commencé par l’induction de la lignée mésodermique par l’activation de la voie de signalisation WNT, suivie de la génération de cellules progénitrices de néphron qui étaient encore capables de proliférer. Enfin, les cellules ont été différenciées en podocytes. Dans cette procédure, nous avons modifié et combiné des protocoles précédemment publiés pour la reprogrammation épisomique pour la génération de CSPhi par Bang et ^al.32 et Okita et al.33, ainsi qu’un protocole pour la différenciation des CSPhi en podocytes par Musah et al.28,34,35.

En effet, les podocytes générés par notre protocole avaient un phénotype plus proche des podocytes in vivo, concernant le développement d’un réseau distinct de processus primaires et secondaires du pied et l’expression de marqueurs spécifiques aux podocytes, comme la synaptopodine, la podocine et la néphrine. Avec l’utilisation de podocytes dérivés de l’hiPSC, le bagage génétique du patient est maintenu pendant la reprogrammation et la différenciation. Cela permet la modélisation de la maladie des podocytes spécifique au patient et la découverte de substances thérapeutiques potentielles ex vivo dans un nombre presque illimité de cellules. De plus, ce protocole est peu invasif, rentable, acceptable sur le plan éthique et peut faciliter de nouvelles voies pour le développement de médicaments.

Protocol

Le protocole a été approuvé par le comité d’éthique de l’Université Friedrich-Alexander d’Erlangen-Nuremberg (251_18B), et tous les patients et probands ont donné leur consentement écrit. Toutes les expériences ont été réalisées conformément aux directives et réglementations pertinentes. Pour la composition de tous les milieux et solutions utilisés ici, voir le tableau 1. 1. Excroissance des fibroblastes dermiques à partir d’une biopsie cutanée à l’emporte-pièce Transférer la biopsie cutanée à l’emporte-pièce dans un tube conique stérile de 15 ml contenant 10 ml de milieu fibroblastique préchauffé. Retirer le milieu et laver la biopsie cutanée trois fois avec 5 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) 1x stérile préchauffée. Transférer la biopsie cutanée à l’aide d’une pince stérile sur une plaque de culture cellulaire de 10 cm et la couper en trois ou quatre morceaux avec un scalpel stérile, en laissant l’épiderme et le derme. Transférer chaque morceau dans une boîte de culture cellulaire en plastique stérile de 35 mm et presser doucement sur la boîte de culture. Enlever l’excès de milieu autour des morceaux de biopsie. Laisser sécher pendant 5-10 minutes jusqu’à ce que le liquide s’évapore et que la biopsie soit fixée au plastique de culture cellulaire. Ajouter 1 mL de milieu fibroblastique goutte à goutte avec une pipette de 1 000 μL autour de la biopsie et remplir soigneusement jusqu’à un volume final de 3 mL. Cultiver à 37 °C, 5% de CO2 pendant 7 jours sans nourrir ni déplacer le plat. Changer soigneusement le milieu en milieu de fibroblastes frais et préchauffé. Après 7 jours, les fibroblastes fusiformes devenus trop grands peuvent être surveillés autour de la biopsie cutanée à l’aide d’un microscope à contraste de phase36.REMARQUE: Lorsque les fibroblastes devenus grands atteignent le bord de la boîte, procédez à nouveau à l’étape 1.3 pour générer un autre lot de fibroblastes. Pour l’expansion des fibroblastes dépassés, laver avec 2 mL de 1x PBS préchauffé, dissocier les fibroblastes avec 1 mL de 1x acide trypsine-éthylènediaminetétraacétique (EDTA) et incuber pendant 5 min à 37 °C, 5% CO2. Transférer les cellules détachées dans un tube conique de 15 ml et laver la boîte de culture cellulaire avec 2 ml de milieu fibroblastique frais et préchauffé. Introduire le produit de lavage dans le tube pour neutraliser l’agent de dissociation et centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 1 mL de milieu fibroblastique frais et préchauffé. Compter les cellules à l’aide d’une chambre de Neubauer ou d’un compteur cellulaire automatisé à l’aide de bleu de trypan et semer 2,5 x 10 3 à 5 x 103 fibroblastes par cm2 dans des flacons de culture de cellules fraîches. Replacez les flacons dans l’incubateur et répartissez les cellules uniformément en déplaçant les flacons trois fois dans chaque direction. Le lendemain, remplacez le milieu par un milieu de fibroblastes frais et préchauffé. Changez le milieu deux fois par semaine et divisez-le lorsque les fibroblastes atteignent environ 80% de confluence. 2. Congélation des fibroblastes dermiques Pour congeler les fibroblastes, lavez-les avec 5 mL de 1x PBS préchauffé. Aspirer le PBS et dissocier les fibroblastes avec 4 mL de 1x trypsine-EDTA. Replacer la fiole dans l’incubateur et incuber pendant 5-7 min à 37 °C à 5% de CO2. Surveillez le détachement à l’aide d’un microscope à contraste de phase et tapotez contre le côté de la fiole pour détacher les cellules. Transférer les cellules détachées dans un tube conique de 15 mL. Laver le ballon de culture cellulaire avec 5 ml de milieu fibroblastique frais préchauffé. Inscrire le produit de lavage dans le tube conique et centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 2 mL de milieu fibroblastique frais préchauffé. Compter les cellules et transférer 1 x 106 cellules dans un nouveau tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 1 mL de milieu de congélation de fibroblastes froids composé de 90 % de sérum de veau fœtal et de 10 % de diméthylsulfoxyde (DMSO). Transvaser dans un cryovial, placer dans un récipient congélateur et congeler toute la nuit à -80 °C. Pour un stockage à long terme, placez le cryovial dans un réservoir d’azote liquide le lendemain. 3. Reprogrammation épisomale des fibroblastes pour générer des CSPh Pour la reprogrammation épisomique, utilisez 1,5 x 106 fibroblastes du passage 4 au passage 8. Pour atteindre ce nombre de cellules, utilisez deux à trois flacons de 250 ml avec environ 70% de confluence. La veille de la reprogrammation, divisez les fibroblastes dans un rapport de 1:2 pour assurer leur état prolifératif. Par conséquent, aspirer le milieu et laver les flacons avec 5 mL de 1x PBS préchauffé par fiole. Aspirer le PBS et dissocier les fibroblastes avec 4 mL de 1x trypsine-EDTA. Replacer les flacons dans l’incubateur et incuber pendant 5-7 min à 37 °C et 5% de CO2. Surveillez le détachement à l’aide d’un microscope à contraste de phase et tapotez contre le côté de la fiole pour détacher les cellules de la surface en plastique. Transférer les cellules détachées dans un tube conique de 50 ml et laver les flacons de culture cellulaire avec 5 ml de milieu fibroblastique frais et préchauffé. Inscrire le produit de lavage dans le tube conique et centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire dans 6 mL de milieu fibroblastique frais préchauffé. Préparer six nouvelles fioles de culture cellulaire en ajoutant 5 mL de milieu de fibroblastes frais préchauffés par flacon. Ajouter 1 mL de suspension cellulaire de fibroblastes dans chaque fiole. Replacez les flacons dans l’incubateur et répartissez les cellules uniformément en déplaçant les flacons trois fois dans chaque direction. Pour la reprogrammation épisomique, enduire deux plaques de culture cellulaire de 10 cm adaptées à la culture de CSPhi avec 4 mL de solution d’enrobage à froid par plaque. Incuber les plaques pendant 1 h à 37 °C.REMARQUE : Pour mettre en culture des CSPh, différents plastiques de culture cellulaire et un revêtement supplémentaire de la matrice extracellulaire sont nécessaires (voir le tableau des matériaux). Retirer le média des fibroblastes et laver avec 10 ml de 1x PBS préchauffé par fiole. Aspirer le PBS et dissocier les fibroblastes avec 4 mL de 1x trypsine-EDTA par fiole en incubant pendant 5-7 min à 37 °C. Surveiller le détachement à l’aide d’un microscope à contraste de phase et, si nécessaire, tapoter contre le côté de la fiole pour détacher les cellules de la surface en plastique. Transférer les cellules détachées dans un tube conique de 50 mL. Lavez les flacons vides avec 6 mL de milieu fibroblastique préchauffé pour recueillir les cellules restantes et accumuler dans le tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille de cellule dans 3 mL de 1x PBS frais et préchauffé. Compter les cellules et transférer 1,5 x 106 fibroblastes dans un nouveau tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille de cellule dans 5 mL de milieu d’électroporation et centrifuger à nouveau. Pendant ce temps, aspirez la solution d’enrobage des plaques de culture cellulaire enrobées de 10 cm et ajoutez 7 mL de milieu fibroblastique préchauffé. Après centrifugation, jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille de cellule dans un milieu d’électroporation à une concentration de 1,5 x 106 cellules dans 250 μL. Transférer la suspension cellulaire de 250 μL dans une cuvette d’électroporation avec une distance d’intervalle de 4 mm (voir le tableau des matériaux). Préparer un mélange de transfection plasmidique en ajoutant 4 μg de chaque plasmide (pCXLE-hOCT3/4, pCXLE-hSK, pCXLE-hMLN) à un volume total de 50 μL de milieu d’électroporation. Transférer dans la cuvette et mélanger en agitant doucement. Électroporate avec une impulsion à 280 V. Couper une pointe de pipette à l’aide de ciseaux stériles et transférer 125 μL de fibroblastes électroporés dans chacune des plaques de culture cellulaire de 10 cm préparées. Répartir les cellules en agitant les plaques trois fois dans toutes les directions et les remettre dans l’incubateur. Incuber pendant une nuit à 37 °C avec 5% de CO2 sans perturbation. Pour éliminer les cellules mortes, remplacez le milieu le lendemain par 7 ml de milieu fibroblastique frais et préchauffé. Changez le milieu en milieu de culture hiPSC 2 jours après l’électroporation et remplacez-le tous les deux jours pendant les 20 jours suivants. 4. Sélection, expansion et contrôle de la qualité des CSPi générées Surveiller les cellules quotidiennement pendant au moins 20 jours à l’aide d’un microscope à contraste de phase avec un objectif 10x ou 20x pour observer la formation de colonies de CSPhi après électroporation. Si les colonies de CSPhi ont un diamètre d’environ 300 μm avec des bordures distinctes et que les CSPh présentent un rapport noyau-corps élevé, les colonies de CSPhi sont prêtes à être sélectionnées par prélèvement (Figure 2B, C et Figure 3). Avant la cueillette, enduire une plaque de 96 puits adaptée à la culture hiPSC avec 100 μL de solution de revêtement par puits et incuber pendant 1 h à 37 °C. Pendant l’incubation, marquez les colonies d’intérêt au fond de la boîte de culture cellulaire avec un stylo. Pour la préparation finale de la plaque de 96 puits, retirer la solution de revêtement et ajouter 100 μL de milieu de culture hiPSC préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632 à chaque puits. Laver les cellules avec 1x PBS préchauffé et ajouter un milieu de culture hPSC frais et préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632 avant de prélever pour éliminer les cellules mortes. Pour choisir des colonies de hiPSC, utilisez une aiguille de calibre et divisez les colonies de hiPSC en petits morceaux en dessinant une grille dans chaque colonie. À l’aide d’un microscope à contraste de phase, vérifiez que les colonies sont divisées avec succès en morceaux. Transférez-les avec une pipette de 100 μL dans la plaque préparée à 96 puits. Tenez la pipette verticale au-dessus de la colonie sans toucher les cellules pour éviter les rayures et la perte de la colonie. Placez la plaque de 96 puits dans l’incubateur à 37 °C avec 5% de CO2 et laissez les cellules se fixer toute la nuit sans perturbation. Gardez les plats avec le mélange de fibroblastes et de hiPSC, au cas où la cueillette ne réussirait pas. Par conséquent, retirez l’inhibiteur de ROCK Y27632 en changeant le milieu pour le milieu de culture hiPSC et replacez les plaques dans l’incubateur. Le lendemain, changer le milieu de la plaque de 96 puits à 200 μL de milieu de culture hPSC frais et le changer tous les deux jours. Surveillez la plaque de 96 puits le lendemain et marquez les puits avec des clones choisis avec succès.REMARQUE: Si les clones hiPSC prélevés ne sont pas entièrement sélectionnés après le premier essai et que les fibroblastes peuvent être trouvés dans le puits, répétez le prélèvement dans le puits 96 ou grattez les fibroblastes de la plaque. 5. Extension des clones hiPSC sélectionnés Surveillez les clones hiPSC à l’aide d’un microscope à contraste de phase. Si les hiPSC sélectionnés atteignent environ 70% de confluence, les clones hiPSC sont prêts pour l’expansion. Enduire une plaque de 48 puits adaptée à la culture hiPSC de 250 μL de solution de revêtement par puits pendant 1 h à 37 °C. Remplacer la solution d’enrobage par 200 μL de milieu de culture frais et préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Pour détacher les CSPh de la plaque de 96 puits, grattez la surface en plastique avec un embout de pipette de 1 000 μL. Transférer les CSPh détachées de la plaque de 96 puits vers une plaque de 48 puits. Changer le milieu le lendemain pour un milieu de culture de CSPhi frais et préchauffé pour éliminer les cellules mortes et l’inhibiteur ROCK Y27632. Si les clones de hiPSC atteignent environ 70% de confluence, transférez les hiPSC dans une plaque de 24 puits. Par conséquent, enduisez une plaque de 24 puits adaptée à la culture hiPSC avec 400 μL de solution de revêtement par puits pendant 1 h à 37 °C. Remplacer la solution d’enrobage par 400 μL de milieu de culture frais et préchauffé de CSPhi contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Aspirer le milieu des 48 puits et laver avec 500 μL de 1x PBS préchauffé. Remplacer le PBS par 100 μL de solution de décollement de cellules enzymatiques contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632 et incuber à 37 °C pendant 4 min. Rincer les CSPh de la plaque à l’aide d’une pipette de 1 000 μL. Transférer les cellules dissociées dans un tube conique de 15 mL. Laver la plaque vide de 48 puits avec un milieu de culture hiPSC contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632 et mettre en pool dans le tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension les CSPhi dans 1 mL de milieu de culture des CSPhi contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632 et transférer dans une plaque de 24 puits. Placer la plaque dans l’incubateur à 37 °C à 5% de CO2 et répartir les cellules en agitant la plaque trois fois dans tous les sens. Laissez les cellules s’attacher pendant la nuit sans perturbation. Le lendemain, changer le milieu pour un milieu de culture hiPSC sans inhibiteur de ROCK Y27632.REMARQUE: Si les clones hiPSC atteignent une confluence d’environ 70%, transférez les hiPSC sur une plaque de 12 puits en répétant les étapes 5.4 à 5.7 avec des volumes accrus adaptés à un format à 12 puits. Si les hiPSC de la plaque à 12 puits atteignent une confluence d’environ 70%, transférez les clones de hiPSC sur une plaque à 6 puits avec des volumes accrus pour un format à 6 puits. 6. Congélation des clones hiPSC sélectionnés Pour congeler les clones hiPSC sélectionnés, aspirez le milieu à partir d’une plaque à 6 puits. Lavez les puits avec 2 ml de 1x PBS. Aspirer et dissocier les CSPh avec 1 mL de solution de détachement cellulaire enzymatique contenant 10 μM Y27632. Replacer la plaque dans l’incubateur et incuber pendant 4 min à 37 °C et 5% de CO2. Rincer les CSPh de la plaque à l’aide d’une pipette de 1 000 μL et transférer les cellules détachées dans un tube conique de 15 mL. Laver la plaque avec 2 mL de milieu de culture frais et préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Piscine dans le tube conique et centrifugeuse à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 2 mL de milieu de culture frais et préchauffé de l’hiPSC contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Compter les cellules et transférer 1 x 106 cellules dans un nouveau tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant, remettre en suspension la pastille cellulaire dans 1 mL de milieu de congélation hiPSC froid et sans sérum et congeler dans un cryovial à l’aide d’un contenant de congélation pendant une nuit à -80 °C. Pour un stockage à long terme, placez le cryovial dans un réservoir d’azote liquide le lendemain. 7. Contrôle de la qualité HiPSC Caractérisation de la morphologie des hiPSCVérifiez la morphologie caractéristique de hiPSC à l’aide d’un microscope à contraste de phase avec un objectif 20x. Après reprogrammation, la morphologie cellulaire passe de longs fibroblastes fusiformes à de petits CSPh ronds, présentant un rapport noyau / corps élevé se développant dans des colonies avec des frontières distinctes (Figure 2C). Si les colonies de CSPhi deviennent trop denses et qu’une différenciation spontanée se produit, gratter les parties différenciées de la plaque à l’aide d’une pointe de pipette (Figure 3). Étant donné que les CSPh ont un taux de prolifération élevé, nourrissez les cultures de CSPhi tous les jours avec un milieu d’alimentation frais et préchauffé. Caractérisation des marqueurs de pluripotence par coloration par immunofluorescencePour vérifier le marqueur de pluripotence des CSPh générées par coloration par immunofluorescence, placer les lamelles de couverture en plastique dans une plaque de 24 puits et enduire de 250 μL de solution de revêtement pendant 1 h à 37 °C et 5% de CO2. Remplacer la solution d’enrobage par 1 mL de milieu de culture hiPSC préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Graine 1,9 x 104 CSPh dissociées par 24 puits. Laisser les CSPhi se fixer pendant la nuit à 37 °C et 5 % de CO2 sans perturbation. Voir les étapes 5.4 à 5.6 pour la dissociation des CSPh. Remplacer le milieu le lendemain par un milieu de culture hiPSC sans inhibiteur de ROCK Y27632. Pour la coloration, laver les cellules avec 1 mL de PBS 1x préchauffé et ensuite fixer les CSPhi avec 4% de paraformaldéhyde pendant 10 minutes à température ambiante. Laver les CSPh fixes avec 1x PBS et bloquer les sites de liaison non spécifiques avec 200 μL de solution de préincubation par puits pendant 1 h à température ambiante. Diluer les anticorps primaires Ki67 (1:300), OCT3/4 (1:200), SSEA4 (1:100) dans un diluant d’anticorps. Nettoyez une feuille de plastique avec de l’éthanol à 70% et placez-la dans une chambre de coloration remplie d’un réservoir d’eau. Placer des gouttelettes de dilutions d’anticorps primaires de 30 μL sur la feuille. Placer les échantillons fixés à l’envers dans la dilution et incuber pendant la nuit à 4 °C. Le lendemain, laver les échantillons trois fois avec 1x PBS pendant 5 minutes et placer 30 μL de gouttelettes de dilutions d’anticorps secondaires (1:1 000) sur des points propres sur la feuille. Placez les glissières de couvercle à l’envers dans la dilution. Incuber pendant 1 h à température ambiante dans l’obscurité. Après l’incubation, laver trois fois avec 1x PBS pendant 5 min. Montez les échantillons sur des lames de verre dans le support de montage contenant DAPI. Laisser sécher pendant la nuit à température ambiante et dans l’obscurité et imager les échantillons à l’aide d’un microscope confocal (Figure 4). Exclusion de la contamination par les bactéries et les mycoplasmesPour exclure la contamination bactérienne, transférer 500 μL de CSPh dissociées à 5 mL de milieu Luria-Bertani (LB) préchauffé. Voir les étapes 5.4 à 5.6 pour la dissociation des CSPh. Incuber pendant une nuit à 37 °C. Si le milieu LB semble trouble, une contamination bactérienne s’est probablement produite. Jetez les cellules. Pour exclure la contamination par les mycoplasmes, prélever le milieu qui n’a pas été remplacé pendant 2 jours dans 6 puits contenant environ 90% de CSPh confluentes. Utiliser la réaction en chaîne de la polymérase quantitative (qPCR) pour détecter la contamination par les mycoplasmes. De nombreux kits commerciaux de détection de mycoplasmes sont disponibles à cet effet. 8. Différenciation des CSPhi en podocytes Préparation et stockage des facteurs de croissancePour préparer une concentration mère de 10 mM Y27632, reconstituer 10 mg de Y27632 (poids moléculaire de 320,26 g/mol) dans 3,12 mL d’eau stérile. Conserver 100 μL d’aliquotes à -20 °C et diluer 1:1 000 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 10 μM. Pour préparer une concentration mère de 30 mM CHIR99021, reconstituer 5 mg de CHIR99021 (poids moléculaire de 465,34 g/mol) dans 358,2 μL de DMSO stérile. Conserver 50 μL d’aliquotes à -20 °C et diluer 1:10 000 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 3 μM. Pour préparer une concentration mère de 100 μg/mL d’activine A, reconstituer 100 μg d’activine A dans 1 mL de 1x PBS contenant 0,1 % d’albumine sérique bovine (BSA). Conserver 100 μL d’aliquotes à -20 °C et les diluer au 1:2 000 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 50 ng/mL. Pour préparer une concentration mère de 100 μg/mL de protéine morphogénique osseuse 7 (BMP7), reconstituer 100 μg de BMP7 dans 1 mL d’eau stérile contenant 0,1 % de BSA. Conserver 100 μL d’aliquotes à -20 °C et les diluer au 1:2 000 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 50 ng/mL. Pour préparer une concentration de 100 μg/mL de facteur de croissance de l’endothélium vasculaire (VEGF), reconstituer 100 μg de VEGF dans 1 mL d’eau stérile. Conserver 100 μL d’aliquotes à -20 °C et diluer 1:4 000 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 25 ng/mL. Pour préparer une concentration mère de 10 mM d’acide rétinoïque tout-trans, reconstituer 10 mg d’acide rétinoïque tout-trans dans 3,33 mL de DMSO stérile. Conserver 100 μL d’aliquotes à -20 °C et diluer 1:100 dans un milieu de culture cellulaire pour atteindre une concentration finale de 0,5 μM. Activation de la voie de signalisation WNT pour induire la lignée du mésodermePour la différenciation des CSPhi en podrocytes dérivés des CSPhi, enrober des plaques ou des flacons de culture cellulaire adaptés à la culture de CSPhi avec solution d’enrobage pendant 1 h à 37 °C et 5 % de CO2. Le volume total de la solution d’enrobage est de 1 mL par plaque de culture à 6 puits ou de 4 mL par plaque de culture cellulaire de 10 cm. Aspirer le milieu et laver les CSPh avec 1x PBS préchauffé. Aspirer le PBS et ajouter une solution de détachement de cellule enzymatique contenant 10 μM Y27632 à un volume total de 1 mL par plaque de culture à 6 puits ou de 4 mL par plaque de culture cellulaire de 10 cm. Replacer la plaque dans l’incubateur et incuber pendant 4 min à 37 °C et 5% de CO2. Rincer les CSPh de la plaque à l’aide d’une pipette de 1 000 μL. Transférer les cellules détachées dans un tube conique. Laver la plaque avec un milieu de culture frais et préchauffé contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Regrouper le produit de lavage dans le tube conique pour neutraliser le réactif de dissociation. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 2 mL de milieu de culture frais et préchauffé de l’hiPSC contenant 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Compter les cellules et semer 1 x 104 hiPSCs/cm2. Répartir les cellules en agitant trois fois dans toutes les directions. Laisser les CSPhi se fixer toute la nuit à 37 °C avec 5 % de CO2 sans perturbation. Le lendemain, remplacer le milieu par 2 mL de milieu de différenciation du mésoderme préchauffé contenant 1x supplément de B27, 1% de pénicilline-streptomycine, 3 μM CHIR99021, 50 ng/mL d’activine A et 10 μM d’inhibiteur de ROCK Y27632. Différenciation en cellules progénitrices du néphronAprès 2 jours, changer le milieu mésodermique à 2 mL de milieu de différenciation des progéniteurs de néphron préchauffé contenant 1x supplément de B27, 1 % de pénicilline-streptomycine, 3 μM CHIR99021, 50 ng/mL d’activine A et 50 ng/mL de BMP7 par plaque de culture à 6 puits ou 6 mL par plaque de culture cellulaire de 10 cm. Changez le support tous les deux jours pendant les 14 prochains jours.NOTE: Les cellules progénitrices du néphron prolifèrent et peuvent être passées et congelées après 7 jours de différenciation dans le milieu d’expansion du progéniteur du néphron. Pour diviser les cellules progénitrices du néphron, enduire de solution d’enrobage les plastiques de culture cellulaire adaptés à la culture hiPSC pendant 1 h à 37 °C. Remplacez la solution d’enrobage par un milieu d’expansion progéniteur de néphron. Aspirez le média et lavez les cellules avec 1x PBS préchauffé. Retirer le PBS et dissocier les cellules avec 1x trypsine-EDTA. Incuber pendant 5 min à 37 °C et 5% de CO2. Surveiller le détachement des cellules à l’aide d’un microscope à contraste de phase. Si nécessaire, tapotez contre le côté du plastique pour détacher les cellules de la surface. Rincer les cellules de la plaque et transférer dans un tube conique. Laver la fiole ou la plaque vide avec le même volume de milieu d’expansion progéniteur du néphron préchauffé que le réactif de dissociation. Piscine le produit de lavage dans le tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C. Aspirer le surnageant et remettre en suspension la pastille cellulaire avec 2 mL de milieu d’expansion progéniteur de néphron frais et préchauffé. Compter les cellules et semer 1,5 x 104 cellules progénitrices du néphron par cm2 pour une différenciation plus poussée.REMARQUE : Pour congeler les cellules progénitrices du néphron, remettre en suspension 1 x 106 cellules dans 1 mL de milieu de cryoconservation sans sérum froid et transférer dans un cryovial. Congeler dans un récipient congélateur à -80 °C pendant la nuit et transférer dans un réservoir d’azote liquide pour un stockage à long terme. Replacez les plaques dans l’incubateur et répartissez les cellules uniformément par agitation trois fois dans toutes les directions. Changer le milieu le lendemain pour un milieu de différenciation des progéniteurs de néphron frais et préchauffé. Remplacer le milieu tous les deux jours jusqu’à ce que les cellules soient différenciées pendant 14 jours dans le milieu de différenciation des progéniteurs du néphron. Différenciation terminale en podocytes dérivés de l’hiPSCAspirer le milieu et ajouter 2 mL de milieu de différenciation des podocytes préchauffés contenant 1x supplément de B27, 1 % de pénicilline-streptomycine, 3 μM CHIR99021, 50 ng/mL d’activine A, 50 ng/mL de BMP7, 25 ng/μL de VEGF et 0,5 μM d’acide tout-rétinoïque par plaque de culture à 6 puits ou 6 mL par plaque de culture cellulaire de 10 cm. Replacez les plaques dans l’incubateur à 37 °C et 5% de CO2. Changez le milieu tous les deux jours pendant 4 jours avec un milieu de différenciation des podocytes frais et préchauffé. Pour garder les hiPSC-podocytes en culture après différenciation, nourrir les cellules deux fois par semaine avec un milieu d’entretien podocytaire contenant 10% de sérum de veau fœtal, 1% de pénicilline-streptomycine et 0,1% d’insuline-transférrine-sélénium.REMARQUE: Les hiPSC-podocytes différenciés terminaux ne prolifèrent plus. Cependant, il est possible de les conserver en culture cellulaire jusqu’à 4 semaines. Décongélation et expansion des cellules progénitrices du néphron congeléesEnduire une nouvelle fiole de culture cellulaire en plastique adaptée à la culture hiPSC avec une solution d’enrobage pendant 1 h à 37 °C et 5 % de CO2. Remplacer la solution d’enrobage par 5 mL de milieu d’expansion progéniteur de néphron. Préparer un tube conique de 15 mL avec 7 mL de milieu d’expansion progéniteur de néphron préchauffé. Décongeler les cellules congelées à 37 °C au bain-marie sans mouvement pendant environ 20 s. Retirez le cryovial du bain-marie lorsque la moitié des cellules sont décongelées et qu’il reste de la glace. Vaporiser le cryovial avec de l’éthanol à 70% et le placer dans une enceinte de biosécurité. Transférer les cellules décongelées dans le tube conique avec le milieu d’expansion progéniteur du néphron préchauffé. Utilisez une pipette de 1 000 μL et laissez les cellules couler très lentement le long de la paroi du tube. Laver le cryovide avec 1 mL de milieu d’expansion progéniteur de néphron pour recueillir les cellules restantes et les accumuler dans le tube conique. Centrifuger à 200 x g pendant 5 min à 20 °C et remettre en suspension la pastille cellulaire dans un milieu d’expansion progéniteur de néphron frais et préchauffé. Transférer les cellules décongelées dans le ballon enrobé et changer le milieu le lendemain pour un milieu d’expansion progéniteur de néphron frais et préchauffé. Avant une différenciation ultérieure, laisser les cellules proliférer dans le milieu d’expansion progéniteur du néphron en changeant le milieu tous les deux jours, et procéder à partir de l’étape 8.3.5. 9. Caractérisation des podrocytes dérivés de l’hiPSC par coloration par immunofluorescence Pour vérifier les podocytes différenciés pour le marqueur spécifique du podocyte par coloration par immunofluorescence, placer les lamelles de couverture en plastique dans une plaque de 24 puits et enduire de 250 μL de solution de revêtement pendant 1 h à 37 °C et 5% de CO2. Remplacer la solution d’enrobage par 1 mL de milieu d’expansion progéniteur de néphron préchauffé. Semence 2,5 x 104 cellules progénitrices de néphron dissociées par plaque de 24 puits. Voir les étapes 8.3.2 à 8.3.4 pour la dissociation des cellules progénitrices du néphron. Laissez les cellules se fixer pendant la nuit à 37 °C et 5% de CO2 sans perturbation. Remplacer le milieu le lendemain par un milieu de différenciation des progéniteurs de néphron préchauffé. Terminer la différenciation en changeant le milieu tous les deux jours jusqu’à ce que les cellules soient différenciées pendant un total de 14 jours dans le milieu de différenciation des progéniteurs du néphron et de 5 jours supplémentaires dans le milieu de différenciation des podocytaires. Après la différenciation finale, laver les cellules avec 1 mL de PBS 1x préchauffé. Fixer les podocytes-hiPSC avec 4% de paraformaldéhyde pendant 10 min à température ambiante. Laver les cellules fixes avec 1x PBS et bloquer les sites de liaison non spécifiques avec 200 μL de solution de préincubation par puits pendant 1 h à température ambiante. Diluer les anticorps primaires synaptopodine (1:200), podocine (1:100) et néphrine (1:25) dans un diluant d’anticorps et placer des gouttelettes de dilution d’anticorps primaires de 30 μL sur une feuille de plastique propre dans une chambre de coloration contenant un réservoir d’eau. Placer les lames de couverture avec les podocytes hiPSC fixes à l’envers dans la dilution. Incuber pendant une nuit à 4 °C. Le lendemain, laver trois fois avec 1x PBS pendant 5 min. Diluer les anticorps secondaires (1:1 000) dans 1x PBS et placer des gouttelettes de dilution d’anticorps secondaires de 30 μL sur des points propres sur la feuille. Placez les glissières de couvercle à l’envers dans la dilution. Incuber pendant 1 h à température ambiante dans l’obscurité. Après l’incubation, laver trois fois avec 1x PBS pendant 5 min. Montez les échantillons sur des lames de verre dans un support de montage contenant du DAPI. Laisser sécher toute la nuit à température ambiante et dans l’obscurité. Imagez les échantillons à l’aide d’un microscope confocal.

Representative Results

Avec ce protocole étape par étape qui combine la reprogrammation épisomique et la différenciation, il est possible de générer des podocytes porteurs de la mutation d’un patient dans un gène pertinent pour les podocytaires. Cela permet d’analyser ex vivo les altérations des podocytes spécifiques à la maladie. Le bagage génétique du patient est préservé pendant le protocole pendant toutes les différentes étapes cellulaires. En outre, la limitation du nombre insuffisant de cellules de podocytes non proliférants différenciés en phase terminale peut être surmontée en utilisant des podocytes dérivés de l’hiPSC. Bien qu’il faille plusieurs mois avant que les hiPSC-podocytes soient générés à partir de fibroblastes dermiques dépassés par reprogrammation en hiPSCs et différenciation ultérieure en podocytes, il est possible de congeler les cellules à trois étapes différentes du protocole (Figure 2). La congélation est possible pour les fibroblastes, les CSPhi et les cellules progénitrices du néphron après différenciation dans le milieu de différenciation des progéniteurs du néphron pendant 7 jours. Par conséquent, la génération de banques de cellules fonctionnelles et d’expériences à grande échelle est possible. Figure 2 : Étapes individuelles du protocole à travers un microscope à contraste de phase. (A) Fibroblastes dermiques dépassés. (B) formation de colonies de hiPSC après reprogrammation. (C) Sélection de la culture hiPSC. (D) Cellules mésodermiques après 2 jours de différenciation. (E) Cellules progénitrices du néphron après 14 jours de différenciation dans le milieu de différenciation des progéniteurs du néphron. (F) Podrocytes dérivés de hiPSC différenciés en phase terminale. Les barres d’échelle représentent 300 μm (A, B, D-F) et 150 μm (C). Le flocon de neige met en évidence les étapes de gel possibles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Comme les podocytes générés dérivés de l’hiPSC traversent un long protocole avec des changements drastiques concernant le type cellulaire et la morphologie, la caractérisation cellulaire est obligatoire. La morphologie cellulaire, comme la taille et la forme cellulaire, ainsi que le comportement de croissance, peuvent être surveillés à l’aide d’un microscope à contraste de phase. Les fibroblastes présentent un long phénotype en forme de fuseau d’une taille de 150 μm à 300 μm (Figure 2A). Après reprogrammation, des colonies avec des hiPSC de 50 μm se produisent. Ces colonies présentent des frontières et des CSPhi distinctes qui se distinguent par un rapport noyaux/corps élevé et un taux de prolifération accru (figure 2C). Étant donné que les podocytes sont des cellules différenciées en phase terminale, le taux de prolifération diminue avec la différenciation progressive, et la morphologie cellulaire passe à des podocytes en forme d’étoile de 300 μm avec des processus proéminents du pied (Figure 2F). La confluence est un point critique de la culture hiPSC, et une différenciation spontanée peut apparaître lorsque les colonies deviennent trop denses (Figure 3). Ces colonies doivent être enlevées avant le passage en grattant les parties touchées de la boîte de culture. Figure 3 : Exemples de CSPh de qualité différente. Images de contraste de phase de (A) colonies de CSPh reprogrammées et (B) de CSPh sélectionnées, ainsi que (C) différenciation spontanée, (D, E) colonies non-CSPhi, et (F) culture de CSPhi trop dense. Les barres d’échelle représentent 300 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Les différents types de cellules de ce protocole doivent être validés en ce qui concerne l’expression d’un marqueur spécifique. Après reprogrammation, les hiPSCs retrouvent leur capacité de pluripotence et expriment des marqueurs de prolifération et de pluripotence tels que SSEA4, OCT3/4 et Ki67 (Figure 4)38,39,40. On sait que la reprogrammation, ainsi que la longue culture des hiPSC et la différenciation, peuvent conduire à un caryotype anormal, ou plutôt induire des mutations41. Par conséquent, le fond génétique des cellules cultivées doit être surveillé au fil du temps et à différents passages par le g-banding et le séquençage de l’exome entier. Figure 4 : Caractérisation des CSPh générées par coloration par immunofluorescence. Caractérisation des hiPSCs générées par coloration pour (A) le marqueur prolifératif Ki67, ainsi que les marqueurs de pluripotence (B) OCT3/4 et (C) SSEA4. Les barres d’échelle représentent 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Morphologiquement, les podocytes dérivés de l’hiPSC apparaissent en forme d’étoile et expriment un réseau distinct de longs processus primaires et secondaires du pied par rapport aux ciPodocytes (Figure 5). Les podocytes dérivés de l’HiPSC expriment des protéines marqueurs spécifiques aux podocytes comme la synaptopodine, la néphrine et la podocine (Figure 6A-C)42. Figure 5 : Morphologie des podocytes dérivés de l’hiPSC par rapport aux ciPodocytes. Comparaison des podocytes dérivés de l’hiPSC (A,B) d’un donneur sain aux ciPodocytes (C,D) en ce qui concerne la morphologie cellulaire et les filopodies à l’aide d’un microscope à contraste de phase (A,C) et d’un microscope électronique à balayage (B,D). Les barres d’échelle représentent 150 μm (A,C) et 20 μm (B,D). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Par conséquent, la comparaison des podocytes dérivés de l’hiPSC non seulement de donneurs sains, mais aussi de patients présentant des mutations dans des gènes spécifiques aux podocytes, permet une caractérisation individualisée de la mutation du patient ex vivo. Figure 6 : Caractérisation d’un marqueur spécifique aux podocytes dans les podocytes et les ciPodocytes dérivés de l’hiPSC. Comparaison des podocytes dérivés de l’hiPSC (A-C) d’un donneur sain aux ciPodocytes (D-F) en ce qui concerne les protéines marqueurs spécifiques des podocytes, la synaptopodine (A, D), la néphrine (B, E) et la podocine (C, F). Les barres d’échelle représentent 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure. Tableau 1. Composition de tous les milieux de culture cellulaire et solutions utilisées dans l’étude. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Ce protocole basé sur la culture cellulaire combine la reprogrammation épisomique des fibroblastes dermiques humains en hiPSCs spécifiques au patient et la différenciation ultérieure en podrocytes dérivés des CSPhi. Cela nous permet d’étudier les altérations liées à la mutation des podocytes chez des patients atteints d’une maladie glomérulaire génétique concernant les lésions podocytaires. Le protocole de reprogrammation des fibroblastes dermiques avec une méthode sans intégration par électroporation est adapté des travaux publiés de Bang et al.32 et Okita et ^al.33. Le protocole de différenciation des podocytes des CSPhi est adapté du protocole publié de Musah et al.28,34,35. Il existe déjà des publications décrivant la génération de podocytes à partir de hiPSCs 27,34,35. Cependant, le protocole fourni ici est optimisé et moins coûteux en ce qui concerne la différenciation des CSPh en podocytes. Par rapport au protocole publié par Musah et al., nous avons testé ce protocole sur différents réactifs de revêtement, comme la vitronectine, la laminine soie-511 et la matrice membranaire basale solubilisée. Les concentrations de vitronectine et de laminine soie-511 pourraient être réduites à 2,5 μg/mL au lieu de 5 μg/mL 28,34,35. De plus, il a été possible de diminuer de 50 % les concentrations de BMP7 et d’activine A, deux facteurs de croissance très coûteux, de 100 ng/mL à 50 ng/mL.

Cela permet une différenciation moins coûteuse. Les cellules progénitrices de néphron du jour 7 proliféraient encore, et la possibilité de congélation avait déjà été démontrée. Nous avons étendu ces cellules après décongélation et avant différenciation finale dans un milieu de base contenant le milieu Eagle modifié (DMEM) et B27 de Dulbecco pendant plusieurs jours, réduisant encore les coûts. En plus des étapes de différenciation, ce protocole décrit la croissance des fibroblastes à partir de biopsies cutanées avec la génération ultérieure de CSPh spécifiques au patient via la reprogrammation épisomique. La combinaison de ces deux méthodes permet la génération de podocytes spécifiques au patient. Par conséquent, un protocole complet étape par étape pour générer des podocytes dérivés de l’hiPSC spécifiques au patient est fourni ici qui n’a pas été décrit auparavant de manière aussi détaillée.

Comme le protocole global comprend plusieurs types de cellules différents, il est crucial de caractériser les types de cellules générées à différentes étapes. Les cellules sont en culture pendant une période prolongée, de sorte que le contrôle de la qualité doit être effectué à différents passages. Lorsque vous travaillez avec des CSPh, une alimentation quotidienne ainsi qu’une surveillance du comportement cellulaire et de la morphologie sont nécessaires. La stérilité du milieu de différenciation doit être assurée par stérilisation du filtre à travers un filtre de 0,2 μm. L’ensemble du protocole, de la biopsie cutanée aux podrocytes dérivés de l’hiPSC, prend plusieurs mois, mais il est possible de congeler les cellules à différentes étapes du processus. Les fibroblastes, les clones de hiPSC sélectionnés et les cellules progénitrices prolifératives du néphron après 7 jours dans le milieu de différenciation des progéniteurs du néphron peuvent être congelés et une banque de cellules fonctionnelles peut être générée.

Même si les podrocytes sains dérivés de l’hiPSC développent un réseau distinct de processus primaires et secondaires du pied (Figure 5A, B) et expriment un marqueur typique spécifique du podocyte (Figure 6A-C), les diaphragmes à fente caractéristiques, comme on le voit in vivo, sont difficiles à imiter dans les modèles classiques de culture cellulaire bidimensionnelle. De plus, la communication intercellulaire avec d’autres types de cellules glomérulaires n’est pas possible dans ce cadre de monoculture.

En raison de leur état différencié terminal et de leur manque de capacité de prolifération, il est difficile d’étudier les podocytes ex vivo. À l’aide de l’immortalisation conditionnelle des podocytes primaires, il est possible de surmonter cette limitation par l’insertion d’un interrupteur thermosensible, ce qui donne un modèle de culture cellulaire où les cellules prolifèrent à 33 °C et se différencient à 37 °C^13,14. Bien que ces ciPodocytes aient un fort potentiel pour la recherche sur les podocytaires, il existe des limites, telles que le manque d’expression des marqueurs, la morphologie dédifférenciée et l’incapacité à former des processus du pied^15,16.

La différenciation des podocytes des cellules somatiques dérivées du patient permet la génération et la comparaison de podocytes malades avec des cellules témoins saines ex vivo. Cela nous permet d’étudier les dommages causés aux podocytes par des mutations dans les gènes spécifiques des podocytes. De plus, travailler avec des CSPhi a le potentiel de créer des modèles tridimensionnels de culture cellulaire pathologique, ou plutôt des organoïdes^43,44. La co-culture de podocytes dérivés de l’hiPSC avec d’autres cellules glomérulaires, comme les cellules endothéliales glomérulaires ou les cellules mésangiales, pourrait conduire à de nouvelles connaissances sur la communication intercellulaire dans la santé et les maladies glomérulaires.

De plus, la caractérisation et le traitement des podocytes spécifiques au patient peuvent être effectués ex vivo dans le cadre d’une analyse à haut débit. L’approche individualisée ouvre la possibilité d’étudier de nouvelles cibles thérapeutiques pour des mutations spécifiques et de pratiquer une médecine individualisée à l’avenir.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été financé par le Centre interdisciplinaire de recherche clinique (IZKF) de l’Université Friedrich-Alexander d’Erlangen-Nürnberg avec le numéro de subvention M4-IZKF-F009 attribué à Janina Müller-Deile, et par le Bundesministerium für Bildung und Forschung (BMBF) sous le nom de projet STOP-FSGS-Speed Translation-Oriented Progress to Treat FSGS, numéro de subvention 01GM2202D attribué à Janina Müller-Deile. Nous remercions Annalena Kraus pour son soutien dans la prise d’images SEM.

Materials

0.2 µm sterile filter	Rotilab	P668.1	for sterilization of differentiation medium
all-trans retinoic acid	Stem Cell Technologies	72262	supplement for differentiation
B27 supplement (50 x), serum free	Gibco	17504044	supplement for serum-free differentiation medium
BG iMatrix-511 Silk	biogems	RL511S	additional option of extracellular matrix reagent used in coating solution to coat cell culture plastics suitable for hiPSC culture
Bovine serum albumin (BSA)	Roth	8076.4
CELLSTAR Filter Cap Cell Culture Flasks, T75, 250 mL	Greiner bio-one	82050-856	cell culture plastics suitable for fibroblast culture
CHIR99021 (5 mg)	Sigma-Aldrich	252917-06-9	supplement for differentiation
Corning Matrigel hESC qualified matrix	Corning	354277	additional option of extracellular matrix reagent used in coating solution to coat cell culture plastics suitable for hiPSC culture (solubilized basement membrane matrix)
countess Cell Counting Chamber Slides	Invitrogen	C10283	to count cells
countess II FL Automated Cell Counter	Invitrogen		to count cells
cryoPure tubes, 2 ml, QuickSeal screw cap, white	Sarstedt	72380	cryovials for freezing of cells
dimethyl sulfoxide (DMSO)	Roth	A994.1	for fibroblast freezing medium
DMEM/F12 (1:1) (1 x)	Gibco	11320074	basic medium for differentiation
DMEM/F12 + Glutamax	Gibco	10565018	basic medium for fibroblast medium
EVOS M5000 Imaging System	Thermo Fisher Scientific	AMF5000	phase contrast microscope
fetal bovine serum premium, inactivated (FCS)	PAN Biotech	P301902	serum for fibroblast medium, fibroblast freezing medium and podocyte maintenance medium
fisherbrand Electroporation Cuvettes Plus, 4 mm gap, 800 µL capacity, sterile	Fisherbrand	FB104	cuvette used for electroporation/episomal reprogramming of fibroblasts (4mm gap)
fluoromount-G Mounting Medium, with DAPI	Invitrogen	00-4959-52	mounting medium containing dapi
gauge needle (0.6 x 30 mm)	BD Microlance3	300700	for separation of hiPSC colonies into small pieces
human Recombinant Activin A Protein	78001.1	Stem cell technologies	supplement for differentiation
human recombinant bone morphogenetic protein 7 (BMP7)	Peprotech	120-03P	supplement for differentiation
human VEGF-165 Recombinant Protein	Thermo Scientific	PHC9394	supplement for differentiation
insulin-transferrin-selenium (ITS -G) (100 x)	Gibco	41400045	supplement for podocyte maintenance medium
LB medium	Roth	X964.1	for sterility test of hiPSC culture
lookOut Mycoplasma PCR Detection Kit	Sigma Aldrich	MP0035-1KT	commercial mycoplasma detection kit
microscope slides	Diagonal GmbH & Co.KG	21,102
microtube 1.5 mL	Sarstedt	72706400
mTeSR1 Complete Kit	Stem Cell Technologies	85850	basic medium for serum-free hiPSC culture medium
nalgene freezing container Mr.Frosty	Roth	AC96.1	to ensure optimal freezing conditions
normal goat serum	abcam	ab 7481	for preincubation solution and antibody diluent
nunc 24 well plates	Thermo Scientific	142485	cell culture plastics suitable for hiPSC culture
nunc 48 well plates	Thermo Scientific	152640	cell culture plastics suitable for hiPSC culture
nunc 6 well plates	Thermo Scientific	140685	cell culture plastics suitable for hiPSC culture
nunc EasYDish Dishes 100 mm	Thermo Scientific	150466	cell culture plastics suitable for hiPSC culture
nunc MicroWell 96-Well, Nunclon Delta-Treated, Flat-Bottom Microplate	Thermo Scientific	167008	cell culture plastics suitable for hiPSC culture
nutriFreez D10 Cryopreservation Medium	Sartorius	05-713-1E	serum-free cryopreservation medium for cryopreservation of hiPSC and nephron progenitor cells
Opti-MEM	Gibco	11058021	electroporation medium
pCXLE-hMLN	Addgene	#27079	plasmid for episomal reprogramming
pCXLE-hOCT3/4 plasmid	Addgene	#27077	plasmid for episomal reprogramming
pCXLE-hSK plasmid	Addgene	#27078	plasmid for episomal reprogramming
penicillin-streptomycin	Sigma-Aldrich	P4333-100ML	to avoid bacterial contamination
plastic coverslips	Sarstedt	83.1840.002	for immunofluorescent stainings of hiPSCs and hiPSC-derived podocytes
ROTI Histofix	Roth	P087.3	commercial paraformaldehyde (4 %) for fixation of cells
RPMI 1640 + L-Glutamine	Gibco	21875034	basic medium for podocyte maintenance medium
staining chamber StainTray Black lid	Roth	HA51.1
stemPro Accutase Cell Dissociation Reagent	Gibco	A1110501	enzymatic cell detachment solution used for dissociation of hiPSCs
sterile phosphate buffered saline (PBS) (1 x)	Gibco	14190094	used for washing and coating
sterile water	Roth	T1432
syringe without needle 20 mL	BD Plastipak	300629	to filter sterilize differentiation medium
TC dish 100 mm	Sarstedt	8,33,902	sterile cell culture plastics used for cutting the skin biopsy and fibroblast culture
TC dish 35 mm	Sarstedt	8,33,900	sterile cell culture plastics used for outgrowing fibroblasts from skin biopsy
triton X 100	Roth	3051.3	for preincubation solution
trypan Blue Stain (0.4 %) for use with the Countess Automated Cell Counter	Invitrogen	T10282	to count cells
trypsin-EDTA (10 x)	Biowest	X0930-100	dissociation reagent used for fibroblasts and nephron progenitor cells
tube 15 mL	Greiner bio-one	188271-N
tube 50 mL	Greiner bio-one	227261
vitronectin ACF	Sartorius	05-754-0002	extracellular matrix reagent used in coating solution to coat cell culture plastics suitable for hiPSC culture
Y-27632 dihydrochloride (10 mg)	Tocris	1254	to avoid apoptosis of hiPSCs during splitting
Primary antibodies
OCT4	Stem Cell Technologies	60093.1	pluripotency marker, dilution 1:200
SSEA-4	Stem Cell Technologies	60062FI.1	pluripotency marker, dilution 1:100
Ki67	Abcam	ab15580	proliferation marker, dilution 1:300
synaptopodin	Proteintech	21064-1-AP	podocyte-specific marker, dilution 1:200
nephrin	Progen	GP-N2	podocyte-specific marker, dilution 1:25
podocin	proteintech	20384-1-AP	podocyte-specific marker, dilution 1:100
Secondary antibodies
goat anti-Guinea Pig IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555	Invitrogen	A21435	secondary anditbody, dilution 1:1000
alexa Fluor 647 Goat Anti-Rabbit SFX Kit, highly cross-adsorbed	Invitrogen	A31634	secondary anditbody, dilution 1:1000
donkey anti-Rabbit IgG (H+L) Highly Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488	Invitrogen	A21206	secondary anditbody, dilution 1:1000
goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 555	Invitrogen	A21422	secondary anditbody, dilution 1:1000
goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor 488	Invitrogen	A11001	secondary anditbody, dilution 1:1000

References

Mundel, P., et al. Rearrangements of the cytoskeleton and cell contacts induce process formation during differentiation of conditionally immortalized mouse podocyte cell lines. Experimental Cell Research. 236 (1), 248-258 (1997).
Grgic, I., et al. Imaging of podocyte foot processes by fluorescence microscopy. Journal of the American Society of Nephrology. 23 (5), 785-791 (2012).
Grahammer, F., Schell, C., Huber, T. B. The podocyte slit diaphragm-from a thin grey line to a complex signalling hub. Nature Reviews Nephrology. 9 (10), 587-598 (2013).
Deen, W. M., Lazzara, M. J., Myers, B. D. Structural determinants of glomerular permeability. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 281 (4), F579-F596 (2001).
Schell, C., Huber, T. B. The evolving complexity of the podocyte cytoskeleton. Journal of the American Society of Nephrology. 28 (11), 3166-3174 (2017).
Muller-Deile, J., Schiffer, M. Podocyte directed therapy of nephrotic syndrome-can we bring the inside out. Pediatric Nephrology. 31 (3), 393-405 (2016).
Boehlke, C., et al. Hantavirus infection with severe proteinuria and podocyte foot-process effacement. American Journal of Kidney Diseases. 64 (3), 452-456 (2014).
Schiffer, M., et al. Pharmacological targeting of actin-dependent dynamin oligomerization ameliorates chronic kidney disease in diverse animal models. Nature Medicine. 21 (6), 601-609 (2015).
Kopp, J. B., et al. Podocytopathies. Nature Reviews. Disease Primers. 6 (1), 68 (2020).
Wiggins, R. C. The spectrum of podocytopathies: a unifying view of glomerular diseases. Kidney International. 71 (12), 1205-1214 (2007).
Mundel, P., Reiser, J., Kriz, W. Induction of differentiation in cultured rat and human podocytes. Journal of the American Society of Nephrology. 8 (5), 697-705 (1997).
Jat, P. S., et al. Direct derivation of conditionally immortal cell lines from an H-2Kb-tsA58 transgenic mouse. Proceedings of the National Academy of Sciences. 88 (12), 5096-5100 (1991).
Saleem, M. A., et al. A conditionally immortalized human podocyte cell line demonstrating nephrin and podocin expression. Journal of the American Society of Nephrology. 13 (3), 630-638 (2002).
Eto, N., et al. Podocyte protection by darbepoetin: preservation of the cytoskeleton and nephrin expression. Kidney International. 72 (4), 455-463 (2007).
Krtil, J., Platenik, J., Kazderova, M., Tesar, V., Zima, T. Culture methods of glomerular podocytes. Kidney & Blood Pressure Research. 30 (3), 162-174 (2007).
Chittiprol, S., Chen, P., Petrovic-Djergovic, D., Eichler, T., Ransom, R. F. Marker expression, behaviors, and responses vary in different lines of conditionally immortalized cultured podocytes. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 301 (3), F660-F671 (2011).
Shih, N. Y., et al. CD2AP localizes to the slit diaphragm and binds to nephrin via a novel C-terminal domain. The American Journal of Pathology. 159 (6), 2303-2308 (2001).
Yan, K., Khoshnoodi, J., Ruotsalainen, V., Tryggvason, K. N-linked glycosylation is critical for the plasma membrane localization of nephrin. Journal of the American Society of Nephrology. 13 (5), 1385-1389 (2002).
Sir Elkhatim, R., Li, J. Y., Yong, T. Y., Gleadle, J. M. Dipping your feet in the water: podocytes in urine. Expert Review of Molecular Diagnostics. 14 (4), 423-437 (2014).
Camici, M. Urinary detection of podocyte injury. Biomedicine & Pharmacotherapy. 61 (5), 245-249 (2007).
Muller-Deile, J., et al. Overexpression of preeclampsia induced microRNA-26a-5p leads to proteinuria in zebrafish. Scientific Reports. 8 (1), 3621 (2018).
Schenk, H., et al. Removal of focal segmental glomerulosclerosis (FSGS) factor suPAR using CytoSorb. Journal of Clinical Apheresis. 32 (6), 444-452 (2017).
Petermann, A., Floege, J. Podocyte damage resulting in podocyturia: a potential diagnostic marker to assess glomerular disease activity. Nephron. Clinical Practice. 106 (2), c61-c66 (2007).
Vogelmann, S. U., Nelson, W. J., Myers, B. D., Lemley, K. V. Urinary excretion of viable podocytes in health and renal disease. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 285 (1), F40-F48 (2003).
Petermann, A. T., et al. Podocytes that detach in experimental membranous nephropathy are viable. Kidney International. 64 (4), 1222-1231 (2003).
Sakairi, T., et al. Conditionally immortalized human podocyte cell lines established from urine. American Journal of Physiology. Renal Physiology. 298 (3), F557-F567 (2010).
Rauch, C., et al. Differentiation of human iPSCs into functional podocytes. PLoS One. 13 (9), e0203869 (2018).
Musah, S., et al. Mature induced-pluripotent-stem-cell-derived human podocytes reconstitute kidney glomerular-capillary-wall function on a chip. Nature Biomedical Engineering. 1, 0069 (2017).
Takahashi, K., Okita, K., Nakagawa, M., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from fibroblast cultures. Nature Protocols. 2 (12), 3081-3089 (2007).
Takahashi, K., Yamanaka, S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defined factors. Cell. 126 (4), 663-676 (2006).
Teshigawara, R., Cho, J., Kameda, M., Tada, T. Mechanism of human somatic reprogramming to iPS cell. Laboratory Investigation. 97 (10), 1152-1157 (2017).
Bang, J. S., et al. Optimization of episomal reprogramming for generation of human induced pluripotent stem cells from fibroblasts. Animal Cells and Systems. 22 (2), 132-139 (2018).
Okita, K., et al. A more efficient method to generate integration-free human iPS cells. Nature Methods. 8 (5), 409-412 (2011).
Musah, S., Dimitrakakis, N., Camacho, D. M., Church, G. M., Ingber, D. E. Directed differentiation of human induced pluripotent stem cells into mature kidney podocytes and establishment of a Glomerulus Chip. Nature Protocols. 13 (7), 1662-1685 (2018).
Burt, M., Bhattachaya, R., Okafor, A. E., Musah, S. Guided differentiation of mature kidney podocytes from human induced pluripotent stem cells under chemically defined conditions. Journal of Visualized Experiments. (161), e61299 (2020).
Vangipuram, M., Ting, D., Kim, S., Diaz, R., Schule, B. Skin punch biopsy explant culture for derivation of primary human fibroblasts. Journal of Visualized Experiments. (77), e3779 (2013).
Hoffding, M. K., Hyttel, P. Ultrastructural visualization of the Mesenchymal-to-Epithelial Transition during reprogramming of human fibroblasts to induced pluripotent stem cells. Stem Cell Research. 14 (1), 39-53 (2015).
Bharathan, S. P., et al. Systematic evaluation of markers used for the identification of human induced pluripotent stem cells. Biology Open. 6 (1), 100-108 (2017).
Scholzen, T., Gerdes, J. The Ki-67 protein: from the known and the unknown. Journal of Cellular Physiology. 182 (3), 311-322 (2000).
Sun, X., Kaufman, P. D. Ki-67: more than a proliferation marker. Chromosoma. 127 (2), 175-186 (2018).
Vaz, I. M., et al. Chromosomal aberrations after induced pluripotent stem cells reprogramming. Genetics and Molecular Biology. 44 (3), 20200147 (2021).
Reiser, J., Altintas, M. M. Podocytes. F1000Research. 5, 114 (2016).
Ohmori, T., et al. Impaired NEPHRIN localization in kidney organoids derived from nephrotic patient iPS cells. Scientific Reports. 11 (1), 3982 (2021).
Morizane, R., Bonventre, J. V. Generation of nephron progenitor cells and kidney organoids from human pluripotent stem cells. Nature Protocols. 12 (1), 195-207 (2017).

Play Video

PDF

DOI

DOWNLOAD MATERIALS LIST

Cite This Article

Rose, V., Müller-Deile, J. Generation of Patient-Derived Podocytes from Skin Biopsies. J. Vis. Exp. (195), e65364, doi:10.3791/65364 (2023).