JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
医学

Kardiyak Arrest, Resüsitasyon ve Spontan Dolaşımın Geri Dönüşü Sonrası Kardiyak Hasar ve Hemodinamiği İncelemek İçin Bir Domuz Yavrusu Perinatal Asfiksi Modeli

Published: January 13, 2023
doi:
10.3791/64788
, , , , , , , , , ,
1Institute of Clinical Medicine, Faculty of Medicine,University of Oslo, 2Department of Neonatal Intensive Care, Division of Pediatric and Adolescent Medicine,Oslo University Hospital Rikshospitalet, 3Department of Pediatric Research, Division of Paediatric and Adolescent Medicine,Oslo University Hospital Rikshospitalet, 4Department of Pediatrics,Vestfold Hospital Trust, 5Department of Anesthesiology,Oslo University Hospital Rikshospitalet, 6Department of Pediatrics, Faculty of Medicine and Dentistry,University of Alberta, 7Centre for the Studies of Asphyxia and Resuscitation, Neonatal Research Unit,Royal Alexandra Hospital, 8Division of Paediatric and Adolescent Medicine, Institute of Clinical Medicine,University of Oslo, 9Department of Paediatrics and Adolescent Health,University of Botswana, 10Department of Pediatric Research, Oslo University Hospital,University of Oslo, 11Department of Pediatrics, Robert H Lurie Medical Research Center,Northwestern University Chicago

Summary

Bu domuz yavrusu modeli, cerrahi enstrümantasyon, kalp durmasına kadar boğulma, resüsitasyon ve resüsitasyon sonrası gözlemi içerir. Model, hayvan başına çoklu örneklemeye izin verir ve sürekli invaziv arteriyel kan basıncı, EKG ve non-invaziv kardiyak debi monitörizasyonu kullanarak, perinatal asfiksi ve yenidoğan kardiyopulmoner resüsitasyonunda hemodinamik ve kardiyak patofizyoloji hakkında bilgi sağlar.

Abstract

Yenidoğan domuz yavruları, perinatal asfiksi için translasyonel modeller olarak yaygın olarak kullanılmaktadır. 2007 yılında, kalp durmasını tanıtarak köklü bir domuz yavrusu asfiksi modelini uyarladık. Bu, şiddetli asfiksinin spontan dolaşımın (ROSC) geri dönüşü için geçen süre ve kardiyopulmoner resüsitasyon için alternatif protokollere göre göğüs kompresyonlarının etkisi de dahil olmak üzere kilit sonuçlar üzerindeki etkisini incelememizi sağladı. Domuz yavruları ve insan yenidoğanlar arasındaki anatomik ve fizyolojik benzerlikler nedeniyle, domuz yavruları kardiyopulmoner resüsitasyon ve hemodinamik monitörizasyon çalışmalarında iyi modeller olarak hizmet vermektedir. Aslında, bu kardiyak arrest modeli, resüsitasyon protokolleri, patofizyoloji, biyobelirteçler ve hemodinamik izleme için yeni yöntemler üzerine yapılan araştırmalar yoluyla kılavuz geliştirme için kanıt sağlamıştır. Özellikle, domuz yavrularının önemli bir kısmının kalp durması sırasında nabızsız elektriksel aktiviteye (PEA) sahip olduğu tesadüfi bulgusu, modelin uygulanabilirliğini artırabilir (yani, perinatal dönemin ötesine uzanan patofizyolojiyi incelemek için kullanılabilir). Bununla birlikte, model üretimi teknik olarak zordur ve makul bir hayatta kalma oranı sağlamak için çeşitli beceri setleri, özel personel ve cerrahi protokoller ve yatıştırıcı / analjezik kullanımı da dahil olmak üzere önlemlerin iyi bir dengesini gerektirir. Bu yazıda, protokol ayrıntılı olarak anlatılmakta ve yıllar içinde protokole adaptasyonlarla ilgili deneyimler anlatılmaktadır.

Introduction

Perinatal asfiksi, doğumdan önce, sırasında ve / veya sonrasında bozulmuş gaz değişiminden (hipoksemi ve hiperkapni) kaynaklanır. Hayati organlara kan akışının azalmasına (iskemi) ve ardından karışık solunum ve metabolik asidoza neden olur. Perinatal asfiksi, dünya çapında her yıl 580.000 bebek ölümüne neden olan yaygın bir doğum komplikasyonudur1. Bu sayının azaltılması, Birleşmiş Milletler’in 3.2 numaralı Sürdürülebilir Kalkınma Hedefi’nde belirtildiği gibi yenidoğanlarda ve 5 yaşın altındaki çocuklarda ölümleri azaltmak için esastır (yani, yenidoğan ölümleri 1.000 canlı doğumda 12 < ve 5 yaşın altındaki ölüm oranı <1.000 canlı doğumda 25)2.

Klinik olarak asfiksi, yenidoğan bebekte hipoksik-iskemik ensefalopati (HIE), solunum depresyonu ve dolaşım yetmezliği olarak ortaya çıkar3 (yani, vital organ hipoksi-iskemi semptom ve bulguları)4. Sonuç olarak, boğulmuş bir bebeğin nöbetler de dahil olmak üzere ensefalopati tedavisine ve ileri solunum ve dolaşım desteğine ihtiyacı olabilir. Küresel olarak, her yıl, 10 milyon kadar bebek dokunsal stimülasyon gibi bir tür müdahaleye ihtiyaç duymaktadır ve 6-7 milyon bebek doğumda yardımlı ventilasyona ihtiyaç duymaktadır5. Bu nedenle, perinatal asfiksi, ilişkili sosyoekonomik etkilerle birlikte sağlık sistemi üzerinde büyük bir baskı oluşturmaktadır. Perinatal asfiksiye atfedilen küresel hastalık yükünü azaltmak için, araştırma gruplarımız bilimsel çalışmalarda aşağıdaki odak alanlarının araştırılması gerektiğine inanmaktadır: doğum öncesi ve obstetrik bakım ve takibin iyileştirilmesi de dahil olmak üzere önleme; prognostik biyobelirteçler; ve optimize edilmiş doğum odası resüsitasyon ve stabilizasyonu6.

Yenidoğan domuz yavruları ve yakın gebelikteki insan bebekleri benzer anatomi ve patofizyolojiye sahiptir7. Perinatal asfiksi ve kardiyak arrestin hiçbir hayvan modeli, asfiksi ve kalp durmasına yol açan başarısız perinatal geçişin tüm yönünü yaratamasa da, domuz yavruları iyi translasyonel modellerdir.

1970’lerin başlarında, yetişkin domuzlarda bir hipoksi modeli geliştirdik8. Araştırma grupları 9 tarafından başarılı bir şekilde rafine edildi, böylece perinatal asfiksinin bir domuz yavrusu modeli10,11,12,13,14,15,16,17,18 sağlandı. 2007 yılında, domuz yavrularında kalp durması ile ilgili ilk deneyler Oslo Üniversitesi Hastanesi Cerrahi Araştırma Enstitüsü’nde 11,13,15,16 yapıldı. Tutuklama modeli, kılavuz geliştirme 10,13,15,16,19,20 için kanıtların yanı sıra fizyolojik çalışmalar ve ekipman / tanı araçlarının test edilmesi için geniş fırsatlar sağlamıştır 14,21, resüsitasyon protokolleri (randomize kontrollü çalışmalar)13,15,16,22 ve kan ve doku biyobelirteçleri 10,12,20. Böylece, modelin çok yönlü olduğu kanıtlanmıştır ve geleneksel olarak birkaç araştırma sorusunu cevaplamak için tek bir deneysel seri kullanılmıştır. Bu önemlidir ve deneysel hayvan araştırmalarının üç R’si (azaltma, değiştirme ve arıtma) ile uyumludur23 (yani, bilimsel amaçlar için kurban edilen hayvan sayısını azaltma ilkesi).

Aşağıdaki protokolde, perinatal asfiksinin domuz yavrusu modeli, kalp durmasının nasıl indükleneceği, tanımlanacağı ve tespit edileceği de dahil olmak üzere ayrıntılı olarak açıklanmaktadır. Model, yatıştırıcılara ve cerrahi müdahalelere maruz kalmayı en aza indirgemek için rafine edilmiştir ve mekanik ventilasyon, boğulma, resüsitasyon, resüsitasyon sonrası gözlem ve kan, idrar ve beyin omurilik sıvısı örneklerinin toplanmasını içerir. Gruplarımız ayrıca geleneksel olarak postmortem hayati organlardan doku toplar, ancak doku toplama prosedürü bu protokolde ayrıntılı olarak açıklanmamıştır. Model, boğulmuş insan yenidoğanlarının biyokimyasını yansıtan karışık solunum ve metabolik asidoz ile hipoksik bir hakareti simüle eder. İnvaziv kan basıncı (BP) ve kalp atış hızı (HR), nabız oksimetresi (PO), elektrokardiyogram (EKG), empedans kardiyografisi (ICG) ve yakın kızılötesi spektroskopi (NIRS) değerlendirmeleri ile domuz yavrularının yakından izlenmesiyle, özellikle kalbe odaklanan perinatal asfiksinin fizyolojisi ayrıntılı olarak incelenebilir.

Model teknik olarak zordur, çünkü ilaçlarda, cerrahi müdahalelerde çok ince bir denge ve makul bir hayatta kalma oranını sağlamak için kalp durmasını indükleme yöntemi gereklidir. Deneylerin yürütülmesi, kapsamlı bir hazırlık ve özel ve iyi işleyen bir ekip gerektirir. Deney hayvanlarının seçimi de başarılı deneylerin sağlanmasında önemli bir rol oynamaktadır. Bu yazıda, protokolü ve onunla ilgili deneyimlerimizi ayrıntılı olarak açıklayacağız.

Protocol

Protokol, Norveç Gıda Güvenliği Otoritesi (onay no. 25030) tarafından onaylandı ve deneyler Avrupa, Norveç ve Kurumsal düzenlemelere göre gerçekleştirildi. Bu modelin çoğaltılması, hayvan deneyleri için kurumsal ve ulusal düzenlemelere uygun olarak etik onay alınmasını ve deneylerin üç Rs23’e göre yapılmasını sağlamayı gerektirir. Hayvanları taşıyan tüm personelin, 2010/63/EU 24 sayılı AB Direktifinin 23. ve24. Maddeleri veya eşdeğeri uyarınca A, B ve D fonksiyonları ile sertifikalandırılması gerekir. Tüm deney boyunca hayvanları dikkatlice izleyin ve hayvanların refahını sağlamak için anesteziyi, ventilatör ayarlarını, sıcaklığı ve hayvan konumlandırmasını ayarlayın. Modeli ve uygulamasını düzenli olarak eleştirel olarak değerlendirin ve gerektiğinde ve mümkün olduğunca hassaslaştırın. NOT: Bu çalışmada kullanılan domuz yavruları 12-36 yaşları arasındaydı, 1.7-2.3 kg ağırlığındaydı, eşit cinsiyet dağılımına sahipti, karışık Norveç Landrace, Duroc ve Yorkshire ırkındaydı ve genetik olarak değiştirilmemişti. Protokolün adım 1 ve adım 2’si, deney boyunca uygulanan genel anestezi ve veri örnekleme prosedürlerini içerir ve adım 3-10, hayvanların hazırlanması, cerrahi müdahale, kalp durmasına kadar boğulma, resüsitasyon ve resüsitasyon sonrası gözlem dahil olmak üzere deneysel prosedürleri detaylandırır. 1. Anestezi protokolü (TIME: tüm deney için geçerlidir) Kulak damarındaki periferik venöz kateterde IV fentanil (50 μg/kg) ve pentobarbital (15-20 mg/kg) bolus ile anestezi indükleyin.DİKKAT: Fentanil solunduğunda veya yutulduğunda zararlıdır ve gözleri ve cildi tahriş eder. Aynı zamanda kısıtlı bir ilaçtır. Tedariki ve kullanımı, kısıtlanmış ilaçlarla ilgili düzenlemelere göre izlenmeli ve düzenlenmelidir. Pentobarbital yutulursa zararlıdır ve gözleri ve cildi tahriş eder. Boğulma dönemine kadar IV fentanil (50 μg / kg / s) ile anesteziyi sürdürün ve daha sonra asfiksi sırasında durun ve spontan dolaşımın (ROSC) geri dönüşünden sonra 25 μg / kg / s’de yeniden başlatın.NOT: Bu modelde kullanılan yüksek doz fentanil anestezisi, neonatologlar ve pediatrik anestezistleri içeren ortak bir çabayla modelin onlarca yıldır rafine edilmesinden kaynaklanmaktadır. Yüksek doz fentanil anestezisi, insan erişkinlerinde ve yenidoğanlarda kardiyovasküler ve hemodinamik stabilite25,26 ile ilişkilidir. Bununla birlikte, yenidoğan domuz yavrularında yapılan bir çalışma, fentanil kullanımının azalmış HR ve kardiyak debi (CO) ve artmış ortalama arteriyel basınç (MAP), sol ventrikül diyastolik sonu basıncı ve toplam periferik direnç indeksi27 ile ilişkili olduğunu göstermiştir. Tüm deney boyunca domuz yavrusunun refahını izleyin. Kas tonusunu kontrol edin ve domuz yavrusunun iyice uyuşturulduğundan emin olmak için hayati önemleri değerlendirin. Domuz yavrusu sıkıntı belirtileri gösteriyorsa, klinik yargıya göre ek IV fentanil veya IV pentobarbital uygulayın. 2. Veri örneklemesi ve kayıtları (TIME: tüm deney için geçerlidir) Her domuz yavrusu için bir kağıt kutu kayıt formu (CRF) yazdırın. CRF, HR, BP (MAP dahil), oksijen doygunluğu (SpO2), bölgesel serebral oksijen doygunluğu (NIRS), sıcaklık, sağlanan ekstra ilaçlar ve titreme hakkında bilgi içerir. CRF’de, domuz yavrusuna bir kimlik numarası verin ve domuz yavrusunun ağırlığını ve cinsiyetini ön sayfaya kaydedin. Stabilizasyon süresi boyunca ve asfiksinin indüksiyonundan hemen önce her 5 dakikada bir kayıt yapın. Asfiksinin indüksiyonundan sonra, ilk kaydı 10 dakika sonra ve daha sonra kalp durmasına kadar her 5 dakikada bir yapın. ROSC elde edilirse, kayıtları ROSC’den sonra mümkün olan en kısa sürede, ROSC’den sonraki ilk saat için her 5 dakikada bir ve daha sonra gözlem süresinin geri kalanı için her 30 dakikada bir yapın. CRF’de, farklı örneklerin ne zaman toplanacağını belirtin.Stabilizasyonun başlangıcında, asfiksinin indüksiyonundan hemen önce, kalp durmasında, ROSC’de, 30 dakika, 60 dakika, 120 dakika, 240 dakika ve 540 dakika sonra ROSC’de ve çalışmanın sonunda (570 dakika) tam kan ve plazma toplayın.NOT: Her domuz yavrusundan ne kadar kan alınabileceğini hesaplamak önemlidir. Örnek olarak, boyun ameliyatından bir miktar kan kaybı yaşayan daha küçük domuz yavrularından, dengesiz domuz yavrularından ve domuz yavrularından daha az kan alınabilir. Deney boyunca hemoglobini (Hb) asit-baz durumundan izlemek de hayati önem taşır. Bu çalışmada Hb <6 g/dL olan domuz yavruları çalışmaya dahil edilmedi. ROSC’den 240 dakika sonra ve çalışmanın sonunda (570 dakika) idrar toplayın. Asit-baz durumunu stabilizasyonun başlangıcında, asfiksinin indüksiyonundan hemen önce, asfiksinin indüksiyonundan 10 dakika sonra ve daha sonra kalp durmasına kadar her 5 dakikada bir alın. Asit-baz durumunu kalp durmasında, ROSC’de, 5 dakika, 15 dakika, 30 dakika, 60 dakika, 120 dakika, 240 dakika ve 540 dakika sonra ve çalışmanın sonunda (570 dakika) alın. Çalışmanın sonunda beyin omurilik sıvısı (BOS) toplayın (570 dk). Merkezi arteriyel kateterden tam kan ve plazma toplayın.Merkezi arteriyel kateterden 2 mL kanı heparinize bir şırıngaya çekin ve yana koyun. Ardından, 2.5 mL kanı yeni bir heparinize şırıngaya çekin. Son çekilen tam kanın 0,5 mL’sini bir mikrosantrifüj tüpüne yerleştirin ve sıvı azot içinde tutturun. Kalan 2 mL’yi uygun boyutta bir EDTA şişesine yerleştirin ve 10 dakika boyunca 4 ° C’de 1.700 x g’de santrifüjleyin. Plazmayı (buffy kattan ve eritrositlerden üst tabaka olarak ayıran) mikrosantrifüj tüplerine pipet edin ve sıvı azotta tutturun. Merkezi arteriyel kateterden yeni bir heparinize şırıngaya 0.2 mL daha kan çekin. Şırıngayı asit-baz makinesine yerleştirin ( bakınız Malzeme Tablosu) ve ilgili bilgileri (kimlik, zaman noktası ve domuz yavrusu sıcaklığı) doldurun. İlk heparinize şırıngaya çekilen kanı arteriyel kateterin içine geri itin. Tüm kanın domuz yavrusu dolaşımına geri dönmesini sağlamak için arteriyel kateteri heparinize normal salin ile yıkayın. İdrarın suprapubik aspirasyonu ile idrar toplayın.Yer işaretlerini bulun: üçüncü-en düşük ve ikinci en düşük meme çiftleri arasındaki alan, göbek kemiğinin yaklaşık 2 cm altında ve orta hatta birkaç milimetre yanal. 23 G kanüllü 10 mL’lik bir şırınga kullanın. Kanülü dikey olarak yaklaşık 1 cm ilerletin ve şırınga idrarla dolana kadar aspire edin. İdrarı kriyojenik bir tüpe koyun ve sıvı azot içinde çırpın-dondurun. Lomber ponksiyonla BOS toplayın.Domuz yavrusunu yanına yerleştirin ve arka bacakları göğsüne doğru çekin. Yer işaretlerini bulun: domuz yavrusu iliak tepesi seviyesindeki omurga etiketleri arasında. 21 G’lik bir kanülü, BOS ortaya çıkana kadar omurga etiketleri arasında hafifçe kraniyal olarak ilerletin. CSF’yi mikrosantrifüj tüplerine koyun ve sıvı azot içinde tutturun. Bir veri toplama ve analiz yazılımı kullanarak sürekli EKG ve invaziv arteriyel BP verilerini toplayın (bkz. adım 6 ve adım 7) (bkz. malzeme tablosu). NIRS’yi (bkz. adım 7) ticari olarak temin edilebilen bir NIRS makinesiyle gerçekleştirin (bkz. Malzeme Tablosu). 3. Hazırlık (ZAMAN: haftalar ila aylar, gerektiği sürece) Hayvan deneyleri için etik onay alın. Bir çiftçiyle iletişime geçin ve domuz yavrularının seçimini (yaş: 12-36 saat, eşit cinsiyet dağılımı, ağırlık: 1.7-2.3 kg), teslimat tarihini ve nakliye düzenlemelerini düzenleyin.NOT: Aynı ırktan (bu çalışmada, Norveç Landrace, Duroc ve Yorkshire’ın bir karışımı) ve çiftlikten, ideal olarak aynı çöpten ve dar bir yaş aralığından domuz yavrularının seçilmesi, biyolojik ve fizyolojik varyansı azaltmak için önemlidir. Personelin belirlenen tarih(ler)de hazır olduğundan emin olun. Gerekli tüm ekipmanların mevcut olduğunu ve tüm aletlerin ve gözlem araçlarının çalıştığını kontrol edin. Asfiksi gazının son kullanma tarihini (% 8 O 2,% 92 N2) ve boş olmadığını kontrol edin. Laboratuvarı ve tüm ekipmanı, domuz yavrularının alımına hazır olacak şekilde ayarlayın. Gerekli tüm ekipmanları kalibre edin. Randomize kontrollü bir çalışma durumunda örneklem büyüklüğü tahmini yapın ve domuz yavrularının randomizasyonunu hazırlayın. 4. Domuz yavrularının alınması (SÜRE: domuz yavrularının sayısına bağlı olarak 10 dakika ila 2 saat arası) Deney gününde evcil domuz yavrularının çiftlikten cerrahi tesise taşınmasını organize edin. Domuz yavrularının sıcaklığını korumak için kabın “zeminini” ince odun yongaları ve sıcak su şişeleri ile örtün. Hava sirkülasyonunu sağlamak için kapta çapak delikleri açın. Çiftçiden domuz yavrularının yaşı ve ağırlığı hakkında bilgi edinin. Varışta ağırlıklarını doğrulayın. SpO2 ve HR’yi, domuz yavrusu kapta sakin ve rahatken domuz yavrusunun arka bacağına bir nabız oksimetresi (PO) probu (bkz. Malzeme Tablosu) yerleştirerek ölçün. Tüm aletleri hazırlayın ve ameliyat masasındaki elektrikli ısıtma şiltelerindeki ısıyı açın. Ekipteki herkes anestezi ve cerrahi müdahale indüksiyonuna hazır olana kadar domuz yavrularının kapta dinlenmesine izin verin. 5. Anestezi, entübasyon ve mekanik ventilasyon indüksiyonu (SÜRE: 15 dk.) Ekipmanı IV erişim ve entübasyon için hazırlayın. Anestezi ve entübasyon indüksiyonu sırasında oksijenasyon ve HR’nin izlenmesi için PO probunu bir arka bacak üzerine uygulayın. Kişinin kundaklanmış domuz yavrusunu hareketsiz ve sakin tuttuğundan emin olun. İkinci kişinin kulak damarına periferik intravenöz kateter yerleştirdiğinden emin olun. Yerleşimi onaylamak için kateteri yaklaşık 1 mL normal salin ile yıkayın. Kateteri bantla sabitleyin. Kulak damarına bir bolus dozunda fentanil ve pentobarbital enjekte edin (adım 1.1’de açıklandığı gibi). Kateteri 1 mL normal salin ile yıkayın. Geri çekilme reflekslerini değerlendirerek domuz yavrusunun anestezi aldığını kontrol edin. Bu kişinin domuz yavrusunu sırtüstü pozisyona yerleştirdiğinden emin olun. Ağzınızı açın ve dili 10 cm x 10 cm’lik bir gazlı bezle dışarı çekin. Larenksi düz bir çizgide tutun. İkinci kişinin dili kaldırmak için laringoskopu kullandığından emin olun (bkz. Epiglottis’i kaldırmak ve ses tellerini görselleştirmek için laringoskopu ilerletin. Endotrakeal tüpü (ETT, bakınız Malzeme Tablosu) ses tellerinden ilerletin.NOT: Kelepçeli bir ETT kullanmak, ETT’nin ses telleri boyunca ilerlemesini daha zor hale getirebilir. Entübasyon zorsa, domuz yavrusunun hayati belirtilerini izlemek özellikle önemlidir. Hayati noktalar düşerse, domuz yavrusu burnunun üzerine bir maske yerleştirin, maskeyi kendiliğinden şişen bir torbaya bağlayın ve hayati önem taşıyanlar normalleşene kadar domuz yavrusunu manuel olarak havalandırın. Ardından, tekrar entübe etmeyi deneyin. Hala zorluysa, ekstra bir doz pentobarbital vermeyi düşünün. Nadir durumlarda (örneğin, üst solunum yolu anomalisi), trakeostomi yapılmalıdır. Ancak deneyimli personel ile entübasyon genellikle kolaylıkla yapılmaktadır. ETT’yi kendiliğinden şişen bir torbaya bağlayın (bkz. Malzeme Tablosu) ve manuel havalandırmayı başlatın. Doğru ETT yerleşimini 1) ventilasyon üzerine bilateral ve simetrik göğüs yükselmesi, 2) epigastriyum üzerinde hava girişi sesi olmadan akciğer alanları üzerinde bilateral ve simetrik nefes sesleri, 3) SpO2 ve HR yanıtları ve 4) ETT içinde yoğuşma ile onaylayın. Süresi dolmuş CO2 , şüphe duyulması durumunda (yarı) nicel olarak da ölçülebilir. ETT manşetini şişirin. ETT’yi 12-13 cm derinlikte (2 kg’lık bir domuz yavrusu için) uzunlamasına ikiye bölünmüş bantla sabitleyin. Bandı ETT’nin hemen ön dişlere distal olan kısmının etrafına örtün ve burnun etrafında devam edin. Domuz yavrusunu, mekanik bir ventilatöre bağlandığı cerrahi müdahale masasına aktarılana kadar manuel olarak havalandırmaya devam edin. Masada, ETT’yi mekanik ventilatöre aşağıdaki ayarlarla bağlayın (bkz. Malzeme Tablosu): P Insp = 15-20 cm H 2 O, Peep = 5.0 cm H2O, Flow Insp = 8.0 L / dak, Frekans= 30 bpm ve TInsp = 0.34 s. NOT: Domuz yavrusu SpO 2’ye %<90 sahipse, SpO2 %≥90 olana kadar PInsp ve Frekans arttırılabilir. Resüsitasyon protokolü farklı FiO2’lerinkarşılaştırılmasını içermiyorsa ek oksijen kullanılabilir. Bir rektal termometre yerleştirin ve domuz yavrusu kuyruğunun etrafına cerrahi bantla sabitleyin. Domuz yavrusu sıcaklığını (38.5-39.0 ° C), domuz yavrusu etrafındaki sıcak battaniyeler / havlularla, domuz yavrusu altındaki ısıtma yatağının sıcaklığını ayarlayarak ve / veya lastik / lateks eldivenleri sıcak musluk suyuyla doldurarak ve domuz yavrusunu çevreleyen havlulara yerleştirerek koruyun. Cerrahi müdahale sırasında domuz yavrusu sıcaklığını izleyin ve gerektiğinde sıcaklık dengeleyici önlemler alın. 6. Cerrahi müdahale (SÜRE: 20 dk.) Gerekli tüm ekipmanı hazırlayın ve tüm kateterleri normal salin ile doldurun (Şekil 1). CRF’de cerrahi müdahalenin başladığı zamanı yazın. Anestezi uygulanan domuz yavrusunun derisini 3-5 cerrahi sünger kullanarak 5 mg/mL renkli klorheksidin ile sterilize edin. Bir neşter kullanarak domuz yavrusu boynunun sağ tarafında 2,5 cm uzunluğunda bir cilt kesisi yapın. İnsizyonun her iki tarafındaki cildi geri çekmek için göz kapağı retraktörleri kullanın. İnternal juguler veni diseke etmek ve açığa çıkarmak için arter forseps kullanın (Şekil 2). Sabit tutmak için juguler venin altına iki naylon 3-0 dikiş ipliği yerleştirin. Dikişlerden birini bir elinizde, santral venöz kateteri diğer elinizde tutun (Şekil 3). Merkezi venöz kateteri yerleştirin ve iğneyi geri çekin. Damarı damarın (ve kateterin) etrafında tutmak için kullanılan dikiş ipliklerinden birini, kateterin damarın içinde olduğu bölgeye bağlayın (Şekil 4).NOT: Tutma sütürünün kateterin etrafına çok sıkı bağlanmadığından ve düğümün kateterin distal ucuna proksimal olduğundan emin olun. Kateterin doğru yerleştirildiğini doğrulamak için 1 mL normal salin ile yıkayın. Cildi emilebilir 4-0 dikişlerle kapatın. Fentanil 50 μg / kg / s ve dengeli bir karbonhidrat-elektrolit çözeltisini (10 mg / mL glikoz, bakınız Malzeme Tablosu) merkezi venöz katetere bağlayın. Bir neşter kullanarak domuz yavrusu boynunun sol tarafında 2,5 cm uzunluğunda bir cilt kesisi yapın. Kesini, boynun sağ tarafındaki insizyondan biraz daha medial yapın. İnsizyonun her iki tarafındaki cildi geri çekmek için göz kapağı retraktörleri kullanın. Daha sonra, ortak karotis arteri (sternokleidomastoid kasına medial) diseke etmek ve açığa çıkarmak için arter forseps kullanın. Sabit tutmak için ortak karotis arterin altına iki naylon 3-0 dikiş ipliği yerleştirin. Dikişlerden birini bir elinizde, merkezi arteriyel kateteri diğer elinizde tutun. Merkezi arteriyel kateteri yerleştirin ve iğneyi geri çekin. Arteri arterin (ve kateterin) etrafında, kateterin arterin içinde olduğu alanda tutmak için kullanılan dikiş ipliklerinden birini bağlayın.NOT: Tutma sütürünün kateterin etrafına çok sıkı bağlanmadığından ve düğümün kateterin distal ucuna proksimal olduğundan emin olun. Kateterin doğru yerleştirildiğini doğrulamak için 1 mL normal salin ile yıkayın. Kateter kanatlarını cilde sabitlemek ve cildi kapatmak için emilebilir 4-0 dikişler kullanın. İnvaziv arteriyel BP izlemesine bağlanın (bkz. Malzeme Tablosu) ve veri toplama ve analiz yazılımını kullanarak kayda başlayın.NOT: Doğru BP okumaları elde etmek için invaziv arteriyel BP dönüştürücüsünün kalp seviyesinde kalibre edildiğinden emin olun. Şeffaf bir pansuman ile örtün. Şimdi, merkezi arteriyel kateter yerinde. Ameliyatın bittiği zamanı CRF’ye yazın. 7. Stabilizasyon (SÜRE: En az 1 saat, ancak ameliyattan sonra domuz yavrusunu stabilize etmek ve personelin asfiksi indüksiyonuna hazırlanması için gerekli olduğu sürece) Domuz yavrusunu EKG izleme ekipmanına bağlayın (bkz.Elektrotları yerleştirmeden önce saçları gerektiği gibi tıraş edin ve çıkarın. Toraksın her iki tarafına, her bir üst ekstremitenin medial tarafına iki elektrot yerleştirin. Üçüncü elektrodu göbeğin sol tarafına yerleştirin. Kabloları elektrotlara bağlayın ve veri toplama ve analiz yazılımını kullanarak kayda başlayın. Domuz yavrusunu non-invaziv bir CO izleme cihazına bağlayın (bakınız Malzeme Tablosu).Elektrotları yerleştirmeden önce saçları gerektiği gibi tıraş edin ve çıkarın (bkz. İlk elektrodu domuz yavrusu başının üstüne, gözlerin hemen arkasına, ikincisini boynun sol tarafına, üçüncüsünü karnın sol tarafına, midaksiller göbek seviyesinde ve dördüncü elektrodu sol uyluğa yerleştirin. Cihazdaki ilgili bilgileri doldurun ve kayda başlayın. Sınırlı dahili bellek nedeniyle, örnekleme hızını deneyin süresine göre ayarlayın. Domuz yavrusunu NIRS izlemeye bağlayın.Elektrotları yerleştirmeden önce saçları gerektiği gibi tıraş edin ve çıkarın. NIRS elektrotlarını (bakınız Malzeme Tablosu) domuz yavrusu başının üstüne, invaziv olmayan CO elektrodunun arkasına yerleştirin ve ışıktan korumak için şeffaf olmayan bantla sabitleyin. Domuz yavrusunu varsa ek izleme ekipmanına bağlayın ve deneysel protokolün bir parçasıysa ekokardiyografi yapın. Domuz yavrusunu tercihen eğilimli olan rahat bir konuma getirin. Ölçümleri ve kayıtları yapın ve stabilizasyon periyodu boyunca CRF’ye kaydedin (bkz. adım 2). Domuz yavrusunu sıcaklık, SpO2, HR, BP ve stabilizasyon süresi boyunca titreme açısından gözlemleyin. Mekanik ventilatör ayarlarını ve domuz yavrusu sıcaklığını ayarlayın ve uygun şekilde ekstra anestezi verin. 8. Asfiksi ve kalp durması indüksiyonu (SÜRE: 15-60 dk, domuz yavruları arasında değişir) NOT: İlgili tüm personelin asfiksi indüksiyonundan önce rollerini bilmeleri gerekir. Asfiksi başlatmak için bir zamana karar verin (stabilizasyon süresine ve personelin mevcudiyetine bağlı olarak) ve bunu CRF’ye yazın. Domuz yavrusunun fizyolojik ölçümlerini CRF’ye yazın ve asfiksinin indüksiyonundan hemen önce kan örnekleri alın. Asfiksinin başlamasından hemen önce fentanil IV’ü durdurun. Asfiksiyi başlatmak için, mekanik ventilatördeki oksijen kadranını% 100’e çevirin ve ventilatördeki oksijen hortumunu asfiksi gazına (% 8 O 2,% 92 N2) değiştirin. Ventilatör oranını 10 şişirme/dk azaltın. İndüksiyonun başarılı olduğundan emin olmak için domuz yavrusunun SpO2’sinin düştüğünden emin olun. 10 dakikalık asfiksiden sonra, ventilatör oranını 10 enflasyon / dak daha azaltın. 10 dakikalık asfiksiden sonra ve bundan sonra her 5 dakikada bir, asit-baz durumunu alın ve domuz yavrusunun fizyolojik ölçümlerini CRF’ye yazın. Kardiyak arreste kadar devam edin. 20 dakikalık asfiksiden sonra, ventilatör oranını 10 enflasyon / dak daha azaltın. 30 dakikalık asfiksiden sonra, ETT’yi arteriyel forseps ile kelepçeleyin. MAP 20 mm Hg’nin altına düştüğünde, kalbin sürekli oskültasyonunu başlatın.NOT: Kardiyak arrest, oskültasyon ve/veya arteriyel hat pulsasyonunun kaybı ile duyulamayan kalp atışı olarak tanımlanır. EKG’de darbesiz elektriksel aktivitenin (PEA) meydana gelebileceğini unutmayın. O kişinin kalbi oskülte ettiğinden emin olun. ETT kelepçesini çıkarırken kalp atışı artık duyulmadığında (kalp durması) yüksek sesle seslenin. İkinci kişinin ventilatördeki asfiksi gaz hortumunu oksijen çıkışına geri döndürdüğünden emin olun. CRF’de kalp durması zamanını kaydedin ve bir zamanlayıcı başlatın. FiO 2’yi protokol tarafından atandığı şekilde ayarlayın (bu çalışmada, domuz yavruları 0.21 veya 1.0’lık bir FiO2 almak için randomize edildi). Ventilatör ayarlarını şu şekilde ayarlayın: P Insp = 30 cm H 2 O, Peep= 5.0 cmH2O, Flow Insp = 8.0 L / dak, Frekans = 40 bpm ve TInsp = 0.34 s. Adım 2.5’te açıklandığı gibi kalp durması zaman noktasından kan örnekleri alın. 9. Kardiyopulmoner resüsitasyon (CPR) (SÜRE: 0-15 dk.) NOT: CPR, Uluslararası Resüsitasyon İrtibat Komitesi (ILCOR) kılavuz28’e göre, çalışmanın amacına bağlı olarak 3: 1 göğüs kompresyonu / ventilasyon oranı veya göğüs kompresyonlarının ventilasyonlara farklı oranları ile yapılabilir. ILCOR tarafından önerilen 3:1 CPR kullanıyorsanız, aşağıdaki adımları uygulayın.Kalp durmasından sonra domuz yavrusunu 30 saniye boyunca mekanik olarak havalandırın. Ardından, göğüs kompresyonlarına başlayın ve 3: 1 göğüs kompresyonunun ventilasyon oranına ulaşmasını hedefleyin.NOT: Ventilasyonları bir kişi değil de ventilatör gerçekleştirdiği için göğüs kompresyonları ve ventilasyonlar bazen eş zamanlı/koordinasyonsuz olabilir. Göğsü torasik anteroposterior çapının 1 / 3’ü derinliğine kadar sıkıştırın, tam göğüs geri tepmesine izin verin ve iki başparmak çevreleyen eller tekniğini kullanın. Sistolik arteriyel basınç ≥20 mm Hg üretmeyi amaçlar. Adrenalin (0.02-0.03 mg / kg) IV’ü 30 s göğüs kompresyonundan sonra ve daha sonra her 3 dakikada bir CPR (maksimum dört doz) uygulayın. Her adrenalin uygulamasından sonra 1 mL normal salin ile yıkayın. Arteriyel BP izlerini ve EKG’yi gözlemleyerek ROSC’yi belirleyin ve kardiyak oskültasyon ile doğrulayın. ROSC’nin tanımı kararlı, yardımsız bir İK’dır ≥100 bpm. Resüsitasyon çalışmalarına ROSC’ye kadar veya en fazla 15 dakika devam edin. CPR 15 dakika içinde başarılı olmazsa, resüsitasyon çabalarını durdurun, ölüm zamanını belirtin ve CRF’ye kaydedin. Resüsitasyon çabaları başarılı olursa, CRF’ye ROSC’nin zamanını, saniyeler içinde CPR süresini ve uygulanan adrenalin dozlarının sayısını yazın. ROSC’den sonra mümkün olan en kısa sürede kan örneklerini ve CRF kayıtlarını alın ve kayıtlara adım 2’de açıklandığı gibi 9,5 saat (570 dakika) daha devam edin. 10. ROSC sonrası gözlem (SÜRE: 9.5 saat) Fentanil IV infüzyonunu başlangıçta 25 μg / kg / s’de yeniden başlatın ve klinik etkilere / gereksinimlere göre titre edin.NOT: Asfiksi sırasında ve sonrasında, metabolik hız azalır, dolayısıyla daha düşük fentanil IV dozu. Bununla birlikte, bazı domuz yavrularının daha yüksek infüzyon hızlarına ihtiyacı olabilir ve bu nedenle domuz yavrusunun yaşamsal ve reflekslerini gözlemlemek önemlidir. Domuz yavrularını 9,5 saat boyunca dikkatlice izleyin. SpO 2’yi ≥ tutmak ve normokapni (5-7,5 kPa’lık CO 2 (pCO2) sıcaklık ayarlı kısmi basıncı) korumak için mekanik ventilatör ayarlarını gerektiği gibi ayarlayın. Domuz yavrusu sıcaklığını 38.5-39.0 ° C’de tutun ve belirtildiği gibi sıcaklık düzeltici önlemler alın.NOT: Domuz yavruları asfiksi sırasında ve sonrasında hipotermik olma eğilimindedir. CRF tarafından belirlenen önceden belirlenmiş zaman noktalarında numuneleri ve CRF kayıtlarını alın (adım 2). ROSC sonrası gözlemin 9.5 saatinde, domuz yavrusunu ötenazi yapın (adım 11).NOT: Bazı domuz yavruları, ROSC sonrası gözlemin 9,5 saatinin tamamında hayatta kalamayabilir. Domuz yavrusu önemli sıkıntı belirtileri ve kötüleşen bir durum gösteriyorsa, daha önce ötenazi yapın. 11. Ötenazi (SÜRE: 10 dk.) Diseksiyon masasını gerekli cerrahi ekipman, doku örneklerini saklamak için şişeler ve numuneleri tutturmak-dondurmak için sıvı azot ile hazırlayın. Adım 2’de açıklandığı gibi çalışma sonu (570 dakika) örneklerini toplayın. IV pentobarbital 150 mg / kg uygulayın. Diseksiyon yapın, organ örneklerini işaretli kriyojenik tüplere yerleştirin ve sıvı azotta tutturun. İsterseniz bir beyin yarısını formalinde saklayın. Deneyden alınan örnekleri (tam kan, plazma, idrar, BOS ve organ örnekleri) -80 ° C’lik bir dondurucuya koyun veya planlanan analizler tarafından belirtildiği gibi başka bir şekilde saklayın. Resim 1: Cerrahi aletlerle steril masa. Cerrahi aletler boyun ameliyatı başlamadan önce hazırlanır ve steril bir masada saklanır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın. Resim 2: İç juguler ven. Diseke edildikten sonra internal juguler ven serbest ve açığa çıkar. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 3: Santral venöz kateterin yerleştirilmesi. Dikiş iplikleri, santral venöz kateterin yerleştirilmesinden hemen önce tutulur. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 4: Santral venöz kateteri sabitlemek için dikişler. Dikişler, kateteri damar içine sabitlemek için damarın (ve kateterin) etrafına bağlanır. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.

Representative Results

Domuz yavruları aletli hale getirildikten ve stabilize edildikten sonra, EKG ve BP ölçümleri bir veri toplama ve analiz yazılımı kullanılarak sürekli olarak toplanır. Asfiksi sırasındaki hemodinamik değişiklikler yazılımda kolayca görülebilir (Şekil 5). BP, BP = 0 olduğunda kalp durmasına kadar asfiksi sırasında kademeli olarak düşer. ROSC elde edildikten sonra, BP artar ve bir süre sonra tekrar normalleşir. BP ve EKG verileri, CPR sırasında koroner perfüzyon basıncının hesaplanması ve asfiksi öncesinde, sırasında ve / veya sonrasında BP ve EKG ritmi ve morfolojisindeki değişiklikler gibi farklı analiz türleri için kullanılabilir. Kardiyak inme hacmi ve kardiyak indeks, empedans kardiyografisi (non-invaziv kardiyak debi ölçümü)21 ile sürekli olarak izlenir. Kardiyak hasarı incelemek için, oksidatif stres ve anaerobik metabolizmanın miyokard belirteçleri ölçülür19. Ek olarak, kardiyak troponin T de dahil olmak üzere kardiyak enzimler plazmada ölçülebilir (sonuçlar henüz yayınlanmamıştır). Asfiksi domuz yavrusu fizyolojisini değiştirir. Şekil 6, HR (Şekil 6A), MAP (Şekil 6B), pH (Şekil 6C), pCO2 (Şekil 6D), baz fazlalığı (Şekil 6E) ve laktatın (Şekil 6F) deney boyunca nasıl değiştiğine dair bir örnek göstermektedir. Beklendiği gibi, asfiksi sırasında MAP, pH ve baz fazlalığı azalırken, pCO2 ve laktat artar (karışık solunum ve metabolik asidoz). Denemenin sonuna doğru değerler normalleşir. Tarihsel olarak, deneyler trakeostomili domuz yavruları 11,13,15,16,19 (yani sızdırmaz bir hava yolu ile) ile gerçekleştirilmiştir. Cerrahi stresi sınırlamak için, domuz yavruları 2019’dan itibaren yapılan deneylerde kelepçeli ETT’lerle endotrakeal olarak entübe edildi. Bu deneylerde21, önemli ölçüde daha düşük ROSC oranları gözlenmiştir. Bu nedenle, son deneylerde, kelepçeli ve kelepçeli ETT’leri kullanarak ROSC oranlarını karşılaştırdık. Manşetsiz ETT’ler kullanıldığında, 7/19 domuz yavrusu ROSC’ye ulaştı ve kelepçeli ETT’ler kullanıldığında, 5/5 domuz yavrusu ROSC’ye ulaştı (p = 0.012) (yayınlanmamış sonuçlar). Bu bulgu, bu modelde sızdırmaz bir hava yolunun önemini desteklemektedir. Şekil 5: Veri toplama ve analiz yazılımı kullanılarak sürekli veri örneklemesi. Sürekli veri örneklemesinin veri toplama ve analiz yazılımında nasıl göründüğüne bir örnek. (A) Tüm deney için BP. (B) BP ve EKG’nin atımdan atıma kompleksleri. Deneyin farklı bölümleri panel (A)’da işaretlenmiştir: 1) asfiksinin başlangıcı, 2) kalp durması ve CPR, 3) ROSC. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın. Şekil 6: Deney boyunca kardiyovasküler ve metabolik değişkenlerdeki değişiklikler. Deney boyunca farklı değişkenlerin nasıl değiştiğinin bir gösterimi. Gösterilen altı zaman noktası aşağıdaki gibidir: hipoksi başlangıcından hemen önce (başlangıç), 10 dakika hipoksi, kalp durması, ROSC, ROSC’den 120 dakika sonra ve çalışmanın sonunda (ROSC’den 570 dakika sonra). (A) Kalp atış hızı (HR), (B) ortalama arteriyel basınç (MAP), (C) pH, (D) kısmi CO 2 basıncı (pCO2), (E) baz fazlalığı ve (F) laktat. Bu şeklin daha büyük bir versiyonunu görmek için lütfen buraya tıklayın.

Discussion

Bu domuz yavrusu modeli, birkaç kritik adımla zaman alıcı ve teknik olarak zorlayıcıdır. İlaçlarda, cerrahi müdahalelerde ve kalp durmasını indükleme yönteminde iyi bir denge, makul bir sağkalım oranını sağlamak için gereklidir. Protokol nispeten uzun süreli olduğundan ve birkaç kritik adım içerdiğinden, deneylerin yürütülmesi kapsamlı bir hazırlık ve özel ve iyi işleyen bir ekip gerektirir ve deneyler büyük hayvan araştırmaları konusunda deneyime sahip tesislerde yapılmalıdır. Araştırma ekiplerimiz paralel olarak bir ila üç domuz yavrusu üzerinde deneyler gerçekleştirdi. Deneyler sırasında her zaman en az iki kişinin bulunması ve deneylerin aynı anda üç domuz yavrusu ile yapılması gerekiyorsa en az üç kişinin bulunması önerilir.

Deneylerin özellikle kritik ve teknik açıdan zorlayıcı kısımları şunları içerir: 1) tüm ekipmanın çalıştığından ve tüm veri örnekleme araçlarının mevcut, çalışır durumda ve kalibre edildiğinden emin olmak; 2) özellikle asfiksi öncesi ve CPR sırasında iyi ve tatmin edici mekanik ventilasyon; 3) cerrahi müdahale; 4) asfiksinin indüksiyonu; 5) kardiyak arrestin belirlenmesi; 6) CPR; ve 7) özellikle kalp durması ve ROSC gibi zaman açısından kritik noktalarda örneklerin örneklenmesi. Protokoldeki en kritik adımlar asfiksinin indüklenmesi ve kalp durmasının belirlenmesidir. İlk deneylerde, perinatal asfiksinin karışık solunum ve metabolik asidozunu yakından taklit etmek için asfiksi gazına CO2 eklendi 10,11,13,14,15,16,20. Bununla birlikte, CO2 gazının bulunmadığıdaha sonraki 7,21,22 deneylerinde, mekanik ventilasyon hızının azalması ve ardından 20-30 dakika sonra ETT’nin kelepçelenmesinin de karışık solunum ve metabolik asidoza neden olduğu gözlenmiştir. Kardiyak arrestte yüksek CO2 seviyeleri sadece klinik durumu taklit etmek için önemli değildir, aynı zamanda ROSC’yi de etkileyebilir. Bunun nedeni, kalp durmasının belirli bir pH’da meydana gelmesi ve pH’ın hem laktat hem de CO2’ye bağlı olması olabilir. Hiperkapni laktik asidozdan daha kolay tersine çevrildiğinden, ağırlıklı olarak solunum ve metabolik asidoz, domuz yavrularının asfiksiden ne kadar çabuk iyileştiğini belirleyebilir. Perinatal asfiksi veya HIE’nin diğer domuz yavrusu modelleri, tipik olarak MAP değerlerine veya asfiksinin süresine göre kalp durmasından önce reoksijenasyon / resüsitasyona başlar (örneğin, 45 dakika asfiksi 29, 2 saat asfiksi 30, MAP 20 mmHg 31, MAP 30-35 mmHg 30, MAP taban çizgisi29,32’nin %70 altındadır). Bu modelin avantajı, kardiyak arresti indükleyerek, yenidoğan CPR’sini ve örnek verileri kalp durmasından önce, sırasında ve hemen sonrasında incelemek mümkün olmasıdır. Özellikle, domuz yavrularının önemli bir kısmının kalp durması sırasında PEA 7,33’e sahip olduğu tesadüfi bulgusu, modelin perinatoloji alanının ötesinde uygulanabilirliğini artırabilir 34.

Yıllar geçtikçe, model domuz yavrularının yatıştırıcılara ve cerrahi müdahaleye maruz kalmasını en aza indirmek ve veri örneklemesini ve kayıtlarını iyileştirmek için rafine edilmiştir. Önceki protokoller 10,11,13,14,15,16,20 sevofluran ile anestezi indüksiyonunu içeriyordu. Mevcut protokol doğrudan bir kulak damarı ve IV ilaçları yoluyla IV erişiminin kurulmasını içerdiğinden, bu şimdi terk edilmiştir. Bu, domuz yavrusu sıkıntısının, eğitimli bir sağlayıcı tarafından periferik intravenöz kateter yerleştirilmeden önce domuz yavrusunu bir havlu içinde kundaklayarak önlendiği için mümkündür. Midazolam ilk deneysel protokollerde de kullanılmıştır; Bununla birlikte, otopsilerin büyük çoğunluğunu gerçekleştiren araştırmacının (RS) öznel değerlendirmesi, midazolamın sürekli bir infüzyon olarak kullanılması durumunda, otopsi sırasında beynin daha kötü bir durumda olduğu yönündeydi. Bu nedenle, şimdi anesteziyi sürdürmek için sadece fentanil IV kullanıyoruz. Midazolam, domuz yavrusu sıkıntı belirtileri gösteriyorsa ve fentanil ve / veya pentobarbital etki göstermiyorsa, bolus dozlarında kullanılabilir; ancak, neredeyse hiç bir zaman onu yönetmek zorunda kalmadık.

Diğer iyileştirmeler açısından, önceki deneylerde, domuz yavruları, subglottik bir insizyondan sıkıca sabitlenmiş bir endotrakeal tüp ile trakeostomi edildi. Bu prosedür sızdırmaz bir hava yolu sağlar, ancak domuz yavrusu için cerrahi strese neden olur. Öte yandan, domuz yavrusunun daha büyük üst solunum yolları nedeniyle, endotrakeal entübasyon, kelepçesiz ETT’ler kullanıldığında önemli sızıntı ile ilişkilidir. Bu nedenle, trakeostomili domuz yavruları ile yapılan deneylerle karşılaştırıldığında sıfır sızıntı ve önemli ölçüde daha yüksek ROSC oranları ile sonuçlanan kelepçeli ETT’leri kullanmaya başladık. Ayrıca, veri örneklemesi ile ilgili bazı ayarlamalar yapılmıştır. Önceki deneylerden bazıları 7,19,22,33,35,36, sol ortak karotis arterin etrafına yerleştirilmiş bir akış probunun kullanılmasını içeriyordu. Bu akış probu son yıllarda Oslo’daki enstitümüzde hazır bulunmamaktadır. Edmonton’daki laboratuvarımız hala bir karotis akış probu kullanıyor ve kullanımı modele değerli ek hemodinamik veriler sağlayabilir. Önceki birkaç deney, sol ventriküle yerleştirilen ve karotidlerden birinden geçirilerek yönlendirilen basınç-hacimli bir kateterin kullanılmasını da içeriyordu. Göğüs kompresyonlarının uygulanması basınç-hacim kateter kayıtlarını karıştırdı ve hatta bazı durumlarda kateter yetmezliğine ve kırılmasına neden oldu. Böylece, tutuklama modelinde kullanımı terk edildi. Son zamanlarda, protokole non-invaziv CO monitörleri eklenmiştir ve EKG morfolojisi ve PEA hakkında değerli bilgiler verebileceğinden, kardiyak arrest ve CPR sırasında EKG sinyallerini optimize etmeye odaklanıyoruz. Son olarak, ROSC sonrası gözlem süresi 4 saatten 9.5 saate uzatıldı, çünkü 4 saat histopatolojik değişiklikleri, hücre ölümünü ve bazı biyobelirteçlerdeki değişiklikleri tespit etmek için çok kısa.

Bu modelin en önemli sınırlamalarından biri ve genel olarak domuz yavrularının translasyonel bir model olarak kullanılması, doğum odası CPR’sinden farklı olarak, doğum sonrası kardiyo-pulmoner geçişin domuz yavrularında zaten gerçekleşmiş olmasıdır. Domuz yavrularının, boğulmuş bir yenidoğanda olduğu gibi, açık fetal kardiyovasküler şantlara ve yüksek pulmoner basınçlara sahip olmaları olası değildir. Bu domuz yavrusu asfiksi modelinin önceki bir versiyonunu (kalp durması değil) kullanan Fugelseth ve ark.37 tarafından yapılan bir çalışma, vasküler şantların asfiksi sırasında domuz yavrularında yeniden açılmasının muhtemel olduğunu göstermesine rağmen, ventilasyon ve hemodinamik desteğe verdikleri yanıtlar farklı olabilir. Bu nedenle, fizyolojik ölçümler her zaman geçiş yapan bir insan yenidoğanını temsil etmeyebilir. Domuz yavruları ve yenidoğanlar arasındaki bazı anatomik farklılıklar da mevcuttur, örneğin domuz yavrularındaki daha büyük üst solunum yolları, ETT sızıntısına neden olur (kelepçeli ETT’lerin kullanılması önemlidir) ve daha yüksek bazal sıcaklığa neden olur.

Bu sınırlamalara rağmen, küresel araştırma topluluğunda domuz yavrularını perinatal asfiksi için translasyonel bir model olarak kullanma konusunda uzun bir gelenek vardır. Domuz, anatomisi, fizyolojisi, histolojisi, biyokimyası ve inflamasyonu38 açısından insanlara benzer ve termde (1.5-2.5 kg) düşük doğum ağırlıklarının yanı sıra, yeni doğan domuz yavrusu insan yenidoğanına oldukça benzer bir boyuta sahiptir. Boyut ve anatomi, enstrümantasyon, izleme, görüntüleme ve insan yenidoğanıyla karşılaştırılabilir biyolojik örneklerin toplanmasını sağlar. Bu model aynı zamanda resüsitasyon çalışmalarına da izin verir, çünkü göğüs kompresyonlarının insan yenidoğanlarda olduğu gibi gerçekleştirilmesi nispeten kolaydır ve domuzlar koroner kan dağılımı, iletim sistemine kan temini, miyokardın histolojik görünümü ve iskemik hasara karşı biyokimyasal ve metabolik yanıtlar dahil olmak üzere insanlarınkine benzeyen kardiyak anatomi ve fizyolojiye sahiptir39. Bir diğer önemli faktör, yenidoğan domuz yavrusunun insan yenidoğan41 ile karşılaştırılabilir perinatal beyin gelişimine sahip olmasıdır ve asfiksi, hiperkapni ve boğulmuş yenidoğanınkine benzeyen karışık solunum ve metabolik asidoz ile biyokimyasal bir tepkiye neden olur.

Sonuç olarak, bu perinatal asfiksi modeli teknik olarak zor ve zaman alıcıdır. Bununla birlikte, perinatal asfiksi sırasındaki fizyolojik ve hemodinamik değişiklikler hakkında değerli bilgiler sağlar, yenidoğan resüsitasyon çalışmalarına izin verir ve perinatoloji dışında tıptaki diğer araştırma alanlarının da ilgisini çekebilecek kalp durması öncesi, sırası ve sonrası fizyolojik değişiklikler hakkında değerli bilgiler sağlar.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Tesislerimizde perinatal asfiksi ve kalp durmasının bu domuz yavrusu modelinin oluşturulmasına, geliştirilmesine ve rafine edilmesine yardımcı olan tüm araştırma görevlilerine ve araştırmacılara teşekkür ederiz. Norveç’teki Oslo Üniversitesi, Cerrahi Araştırma Enstitüsü ve Karşılaştırmalı Tıp Enstitüsü’ndeki hayvan araştırma tesislerindeki personele ve Kanada’nın Edmonton kentindeki Alberta Üniversitesi’ndeki araştırma teknisyenlerine yıllar boyunca yaptıkları işbirliği için teşekkür ederiz. Oslo Üniversitesi Tıp Öğrencisi Araştırma Programı’na, Norveç Araştırma Konseyi’ne ve Norveç SIDS ve Ölü Doğum Derneği’ne bu yayına verdikleri ekonomik destek için teşekkür ederiz.

Materials

Acid-base machine (ABL 800 Flex) Radiometer Medical ApS, Brønshøj, Denmark 989-963
AcqKnowledge 4.0 software for PC Biopac Systems Inc., Goleta, CA, USA ACK100W
Adhesive aperture drape OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1505-01
Adrenaline (1 mg/mL) Takeda AS, Asker, Norway Vnr 00 58 50 Dilute 1:10 in normal saline to 0.1 mg/mL
Arterial cannula 20 G 1,10 mm x 45 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 682245
Arterial forceps Any
Asphyxia gas, 8% oxygen in nitrogen Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 110093
Benelyte, 500 mL Fresenius Kabi, Norge AS, Halden, Norway 79011
Biopac ECG and invasive blood pressure modules, Model MP 150 Biopac Systems Inc., Goleta, CA 93117, USA ECG100C, MP150WSW
Box of cardboard for sample storage Syhehuspartner HF, Oslo, Norway 2000076
Cannula , 23G x 1 1/4"- Nr.14 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 300700
Cannula, 18G x 2" Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 301900
Cannula, 21G x 1 1/2"- Nr.2 Beckton Dickinson S.A., Fraga, Spain 304432
Centrifuge (Megafuge 1.0R)  Heraeus instruments, Kendro Laboratory Products GmbH, Hanau, Germany 75003060
Chlorhexidin colored 5 mg/mL Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 00 73 24
Combi-Stopper B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4495101
CRF form Self-made
Desmarres eyelid retractor 13 cm x 18 mm Any
Digital Thermometer ama-digit ad 15 th Amarell, Kreuzwertheim, Germany 9243101
ECG electrodes, Skintact Leonhard Lang, Innsbruck, Austria FS-TC1 /10
Electric heating mattress Any
Extension set Codan Medizinische Geräte GmbH & Co KG, Lensahn, Germany 71.4021
Fentanyl (50 µg/mL) Hameln, Saksa, Germany 00 70 16
Fine wood chips Any
Finnpipette F1, 100-1000 µL VWR, PA, USA 613-5550
Fully equipped surgical room
Gas hose Any
Gauze swabs 5 cm x 5 cm Bastos Viegas,.a., Penafiel, Portugal
Heparin, heparinnatium 5000 IE/a.e./mL LEO Pharma AS, Ballerup, Denmark 46 43 27
HighClean Nonwoven Swabs, 10 cm x 10 cm Selefa, OneMed Group Ay, Helsinki, Finland 223003
ICON  Osypka Medical GmbH, Berlin, Germany Portable non-invasive cardiometer
ICON electrodes/ECG electrodes, Ambu WhiteSensor WSP25 Ambu A/S, Ballerup, Denmark WsP25-00-S/50
Infusomat Space medical pump B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8713050
Invasive blood pressure monitoring system Codan pvb Critical Care GmbH, Forstinning, Germany 74.6604
Laryngoscope SunMed Greenlinen blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Leoni plus mechanical ventilator  Löwenstein Medical SE & Co. KG, Bad Ems, Germany
Liquid nitrogen 230 L Linde Gas AS (AGA AS), Oslo, Norway 102730
Microcentrifuge tubes, 1.5 ml Forsyningssenteret, Trondheim, Norway 72.690.001
Microcuff endotracheal tube, size 3.5 Avanos, GA, USA 35162
Needle holder Any
Neoflon, peripheral venous catheter, 24 G 0.7 mm x 19 mm Becton Dickinson Infusion Therapy AB, Helsingborg, Sweden 391350
Neonatal piglets 12-36 h of age As young as possible
NIRS electrodes, FORE-SIGHT Single Non-Adhesive Sensor Kit Small Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-07-2000
NIRS machine, FORE-SIGHT Universal, Cerebral Oximeter MC-202, Benchtop regional oximeter FORE-SIGHT Cas Medical systems Inc., Branford Connecticut, USA 01-06-2020 May also use INVOS, Covidien
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway Vare nr. 141387 Unmixed
Normal saline, NaCl 9 mg/mL, 500 mL. Fresenius Kabi Norge AS, Halden, Norway 141388 For IV blood pressure monitoring, add heparin (0.2 ml heparin 5000 IE/a.e./mL in 500 mL of 0.9% NaCl)
Nunc Cryogenic Tubes 1.8 mL VWR, PA, USA 479-6847
Original Perfusor Line, I Standard PE B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 8723060
Oxygen saturation monitor, MasimoSET, Rad 5 Masimo, Neuchâtel, Switzerland 9196
Oxygen saturation monitor, OxiMax N-65 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA N65-PDN1
Pentobarbital (100 mg/mL) Norges Apotekerforening, Oslo, Norway Pnr 811602
Pipette tips VWR, PA, USA 732-2383
Plastic container with holes Any Has to allow for circulation of air
Printer labels B-492, hvit, 25 mm x 9 mm, 3000 labels VWR, PA, USA BRDY805911 For nunc tubes
Razor, single use disposable Any
Rubber gloves Any
Rubber hot water bottles Any
Self-inflating silicone pediatric bag 500 ml Laerdal Medical, Stavanger, Norway 86005000
Smallbore T-Port Extension Set B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 471954
Sterile surgical gloves latex, Sempermed supreme Semperit Technische Produkte Ges.m.b.H., Vienna, Austria size 7: 822751701 Different sizes
Stethoscope  Any
Stopcocks, 3-way, Discofix B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 16494C
Stylet size 3.5  Any
SunMed Greenlinen laryngoscope blade No 2  KaWe Medical, Asperg, Germany
Surgical blade, size 15 Swann Morton LTD, Sheffield England 205
Surgical forceps Any
Surgical scissors Any
Surgical sponges, sterile Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden C0130-3025
Surgical swabs Mölnlycke Health Care, Göteborg, Sweden 159860-00
Surgical tape Micropore 2.5 cm x 9.1 m  3M Norge AS, Lillestrøm, Norway 153.5
Suture, Monsoft Monofilament Nylon 3-0 Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA SN653
Suture, Polysorb Braided Absorbable Covidien LP (formerly Nellcor Puritan Bennett Inc.), Boulder, CO, USA GL884
Syringe 0.01-1 mL Omnifix F Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 9161406V Used for acid base blood sampling. Flush with heparin
Syringe 10 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616103V
Syringe 2.5 mL BD Plastipak Beckton Dickinson S.A., Madrid, Spain 300185 Used for blood sampling. Flush with heparinized NaCl
Syringe 20 mL Omnifix Luer Loc Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617207V
Syringe 20 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616200V
Syringe 5 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616057V
Syringe 50 mL Omnifix Luer Lock Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4617509F
Syringe 50 mL Omnifix Luer Solo B. Braun Melsungen AG,  Melsungen, Germany 4616502F
Table drape sheet, asap drytop Asap Norway AS, Skien, Norway 83010705
Tape Tensoplast 2.5 cm x 4.5 m  BSN Medical, Essity Medical Solutions, Charlotte, NC, USA 66005305, 72067-00
Timer Any
Towels Any
Transparent IV-fixation Mediplast AB, Malmö, Sweden 60902106
Ultrasound gel Optimu Medical Solutions Ltd. Leeds, UK 1157
Ultrasound machine, LOGIQ e GE Healthcare, GE Medical Systems, WI, USA 5417728-100
Utility drape, sterile OneMed Group Oy, Helsinki, Finland 1415-01
Vacuette K3E K3EEDTA 2mL Greiner Bio-One GmbH, Kremsmünster, Austria 454222
Venflon Pro Safety 22 G 0.9 mm x 25 mm Becton Dickinson Infusion Therapy, Helsingborg, Sweden 393222
Ventilation mask made to fit tightly around a piglet snout Any Typically cone shaped
Weight Any
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Perin, J., et al. regional, and national causes of under-5 mortality in 2000-19: An updated systematic analysis with implications for the Sustainable Development Goals. The Lancet Child & Adolescent Health. 6 (2), 106-115 (2022).
  2. United Nations. Transforming our World: The 2030 Agenda for Sustainable Development. United Nations. , (2015).
  3. Sarnat, H. B., Sarnat, M. S. Neonatal encephalopathy following fetal distress. A clinical and electroencephalographic study. Archives of Neurology. 33 (10), 696-705 (1976).
  4. Volpe, J. J. Neonatal encephalopathy: An inadequate term for hypoxic-ischemic encephalopathy. Annals of Neurology. 72 (2), 156-166 (2012).
  5. Lee, A. C., et al. Neonatal resuscitation and immediate newborn assessment and stimulation for the prevention of neonatal deaths: a systematic review, meta-analysis and Delphi estimation of mortality effect. BMC Public Health. 11, 12 (2011).
  6. Saugstad, O. D. Reducing global neonatal mortality is possible. Neonatology. 99 (4), 250-257 (2011).
  7. Solevåg, A. L., et al. Non-perfusing cardiac rhythms in asphyxiated newborn piglets. PLoS One. 14 (4), 0214506 (2019).
  8. Saugstad, O. D., Aasen, A. O., Hetland, O. Plasma hypoxanthine levels in pigs during acute hypoxemia. A correlation between lactate and base deficit concentrations. European Surgical Research. 10 (5), 314-321 (1978).
  9. Rootwelt, T., Løberg, E. M., Moen, A., Øyasæter, S., Saugstad, O. D. Hypoxemia and reoxygenation with 21% or 100% oxygen in newborn pigs: Changes in blood pressure, base deficit, and hypoxanthine and brain morphology. Pediatric Research. 32 (1), 107-113 (1992).
  10. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Sonerud, T., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Brain inflammation induced by severe asphyxia in newborn pigs and the impact of alternative resuscitation strategies on the newborn central nervous system. Pediatric Research. 73 (2), 163-170 (2013).
  11. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Delayed onset of cardiac compressions in cardiopulmonary resuscitation of newborn pigs with asphyctic cardiac arrest. Neonatology. 99 (2), 153-162 (2011).
  12. Sachse, D., Solevåg, A. L., Berg, J. P., Nakstad, B. The role of plasma and urine metabolomics in identifying new biomarkers in severe newborn asphyxia: A study of asphyxiated newborn pigs following cardiopulmonary resuscitation. PLoS One. 11 (8), 0161123 (2016).
  13. Solevag, A. L., Dannevig, I., Nakstad, B., Saugstad, O. D. Resuscitation of severely asphyctic newborn pigs with cardiac arrest by using 21% or 100% oxygen. Neonatology. 98 (1), 64-72 (2010).
  14. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Šaltytė-Benth, J., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Reliability of pulse oximetry in hypoxic newborn pigs. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 27 (8), 833-838 (2014).
  15. Solevåg, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Extended series of cardiac compressions during CPR in a swine model of perinatal asphyxia. Resuscitation. 81 (11), 1571-1576 (2010).
  16. Solevag, A. L., Dannevig, I., Wyckoff, M., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Return of spontaneous circulation with a compression:ventilation ratio of 15:2 versus 3:1 in newborn pigs with cardiac arrest due to asphyxia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 96 (6), 417-421 (2011).
  17. Dotinga, B. M., Solberg, R., Saugstad, O. D., Bos, A. F., Kooi, E. M. W. Splanchnic oxygen saturation during reoxygenation with 21% or 100% O2 in newborn piglets. Pediatric Research. 92 (2), 445-452 (2021).
  18. Solberg, R., et al. Resuscitation with supplementary oxygen induces oxidative injury in the cerebral cortex. Free Radical Biology and Medicine. 53 (5), 1061-1067 (2012).
  19. Solevåg, A. L., et al. Myocardial perfusion and oxidative stress after 21% vs. 100% oxygen ventilation and uninterrupted chest compressions in severely asphyxiated piglets. Resuscitation. 106, 7-13 (2016).
  20. Dannevig, I., Solevåg, A. L., Saugstad, O. D., Nakstad, B. Lung injury in asphyxiated newborn pigs resuscitated from cardiac arrest – The impact of supplementary oxygen, longer ventilation intervals and chest compressions at different compression-to-ventilation ratios. The Open Respiratory Medicine Journal. 6 (1), 89-96 (2012).
  21. Berisha, G., Solberg, R., Klingenberg, C., Solevag, A. L. Neonatal impedance cardiography in asphyxiated piglets-A feasibility study. Frontiers in Pediatrics. 10, 804353 (2022).
  22. Solevåg, A. L., et al. Ventilation with 18, 21, or 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated piglets: A randomized controlled animal trial. Neonatology. 117 (1), 102-110 (2020).
  23. The Three Rs. Norecopa Available from: https://norecopa.no/alternatives/the-three-rs (2022)
  24. Directive 2010/63/EU of the European Parliament and of the Council of 22 September 2010 on the protection of animals used for scientific purposes. Official Journal of the European Union Available from: https://eur-lex.europa.eu/legal-content/EN/TXT/?uri=CELEX:32010L0063 (2010)
  25. Bovill, J. G., Sebel, P. S., Stanley, T. H. Opioid analgesics in anesthesia: With special reference to their use in cardiovascular anesthesia. Anesthesiology. 61 (6), 731-755 (1984).
  26. Hansen, D. D., Hickey, P. R. Anesthesia for hypoplastic left heart syndrome: Use of high-dose fentanyl in 30 neonates. Anesthesia & Analgesia. 65 (2), 127-132 (1986).
  27. Schieber, R. A., Stiller, R. L., Cook, D. R. Cardiovascular and pharmacodynamic effects of high-dose fentanyl in newborn piglets. Anesthesiology. 63 (2), 166-171 (1985).
  28. Wyckoff, M. H., et al. 2021 International Consensus on Cardiopulmonary Resuscitation and Emergency Cardiovascular Care Science With Treatment Recommendations: Summary from the Basic Life Support; Advanced Life Support; Neonatal Life Support; Education, Implementation, and Teams; First Aid Task Forces; and the COVID-19 Working Group. Circulation. 145 (9), 645-721 (2022).
  29. Kyng, K. J., et al. A piglet model of neonatal hypoxic-ischemic encephalopathy. Journal of Visualized Experiments. (99), e52454 (2015).
  30. Cheung, P. Y., Gill, R. S., Bigam, D. L. A swine model of neonatal asphyxia. Journal of Visualized Experiments. (56), e3166 (2011).
  31. Manueldas, S., et al. Temporal patterns of circulating cell-free DNA (cfDNA) in a newborn piglet model of perinatal asphyxia. PLoS One. 13 (11), 0206601 (2018).
  32. Foster, K. A., et al. An improved survival model of hypoxia/ischaemia in the piglet suitable for neuroprotection studies. Brain Research. 919 (1), 122-131 (2001).
  33. Patel, S., et al. Pulseless electrical activity: A misdiagnosed entity during asphyxia in newborn infants. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 104 (2), 215-217 (2019).
  34. Best, K., Wyckoff, M. H., Huang, R., Sandford, E., Ali, N. Pulseless electrical activity and asystolic cardiac arrest in infants: Identifying factors that influence outcomes. Journal of Perinatology. 42 (5), 574-579 (2022).
  35. Hidalgo, C. G., et al. Sustained inflation with 21% versus 100% oxygen during cardiopulmonary resuscitation of asphyxiated newborn piglets – A randomized controlled animal study. Resuscitation. 155, 39-47 (2020).
  36. Solevåg, A. L., Schmölzer, G. M., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Cheung, P. Y. Association between brain and kidney near-infrared spectroscopy and early postresuscitation mortality in asphyxiated newborn piglets. Neonatology. 112 (1), 80-86 (2017).
  37. Fugelseth, D., Satas, S., Steen, P. A., Thoresen, M. Cardiac output, pulmonary artery pressure, and patent ductus arteriosus during therapeutic cooling after global hypoxia-ischaemia. Archives of Disease in Childhood. Fetal and Neonatal Edition. 88 (3), 223-228 (2003).
  38. Welsh, M. J., Rogers, C. S., Stoltz, D. A., Meyerholz, D. K., Prather, R. S. Development of a porcine model of cystic fibrosis. Transactions of the American Clinical and Climatological Association. 120, 149-162 (2009).
  39. Cameron, D. E., Tam, V. K. H., Cheng, W., Braxton, M., Swindle, M. M., Moody, D. C., Phillips, L. C. Studies in the physiology of cardiopulmonary bypass using a swine model. Swine as Models in Biomedical Research. , 187-197 (1992).
  40. Barouxis, D., Chalkias, A., Syggelou, A., Iacovidou, N., Xanthos, T. Research in human resuscitation: What we learn from animals. The Journal of Maternal-Fetal and Neonatal Medicine. 25, 44-46 (2012).
  41. Dobbing, J., Sands, J. Comparative aspects of the brain growth spurt. Early Human Development. 3 (1), 79-83 (1979).

Tags

Keyword Extraction:Piglet Perinatal Asphyxia ModelCardiac InjuryHemodynamicsCardiac ArrestResuscitationReturn Of Spontaneous CirculationNeonatal Cardiopulmonary ResuscitationPulseless Electrical ActivitySurgical InterventionInternal Jugular VeinCentral Venous CatheterFentanyl IVBalanced Carbohydrate Electrolyte Solution

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Stenersen, E. O., Olsen, A., Melheim, M., Solberg, R., Dannevig, I., Schmölzer, G., Cheung, P., Nakstad, B., Saugstad, O. D., Rønnestad, A., Solevåg, A. L. A Piglet Perinatal Asphyxia Model to Study Cardiac Injury and Hemodynamics after Cardiac Arrest, Resuscitation, and the Return of Spontaneous Circulation. J. Vis. Exp. (191), e64788, doi:10.3791/64788 (2023).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image