Summary

使用间接量热法、红外热成像和血糖水平的组合来测量人类棕色脂肪组织的产热

Published: June 02, 2023
doi:

Summary

在这里,我们提出了一个协议来量化棕色脂肪组织(BAT)活性对人体新陈代谢影响的生理意义。这是通过将碳水化合物负荷和间接量热法与锁骨上温度变化的测量相结合来实现的。这种新方法可以帮助开发人类BAT产热的药理学靶点。

Abstract

在哺乳动物中,棕色脂肪组织(BAT)响应寒冷而迅速激活,以维持体温。尽管BAT已经在小动物中得到了大量研究,但很难测量BAT在人类中的活性。因此,人们对BAT在人体中的产热能力和生理意义知之甚少,包括饮食成分可以激活BAT的程度。这是由于目前最常用的评估通过正电子发射断层扫描-计算机断层扫描(PET-CT)测量的BAT放射性标记葡萄糖(氟脱氧葡萄糖或 18FDG)活化的方法的局限性。

这种方法通常在禁食受试者中进行,因为喂食会诱导肌肉摄取葡萄糖,这可以掩盖葡萄糖摄取到BAT中。本文描述了一种详细的方案,通过结合间接量热法、红外热成像和碳水化合物含量高的成年男性的血糖监测,量化 BAT 产热的全身人体能量消耗和底物利用率。为了表征BAT的生理意义,衡量BAT活动对人类健康的影响至关重要。我们展示了一种通过将碳水化合物负荷和间接量热法与锁骨上温度变化的测量相结合来实现这一目标的方案。这种新方法将有助于了解人类BAT产热的生理学和药理学。

Introduction

棕色脂肪组织 (BAT) 与白色脂肪组织 (WAT) 的线粒体含量、交感神经支配、多房脂滴、发热能力和解剖分布方面最显着不同。BAT被认为仅存在于婴儿和小型哺乳动物中,直到2009年确认其在人类成人中存在123因此,直到最近,BAT在人体生理学和代谢稳态中的作用还知之甚少。对小动物的广泛研究表明,在寒冷暴露期间,超过一半的新陈代谢是由于BAT4的非颤抖产热能力。一些研究表明,在轻度寒冷暴露(17-18°C)下,能量消耗和葡萄糖摄取到BAT的增加与人类BAT产热密切相关5,67此外,BAT产热可以在寒冷暴露期间贡献高达10%的人类静息能量消耗(有关综述,请参阅Van Schaik等人8)。研究BAT的生理学和对人类健康和疾病的影响目前受到协议限制的限制。因此,必须有一种准确的方法来测量BAT的真正代谢影响,以更好地了解BAT产热对肥胖及其人类代谢并发症的影响。

人类BAT的解剖分布使得获得BAT的准确测量具有挑战性。在人类内部,蝙蝠分布在WAT的仓库内,位于腹部,胸部,最值得注意的是颈部9。尸检和尸体研究已被用于从解剖学上表征BAT1011但这些方法无法提供功能信息。使用常规成像技术区分BAT具有挑战性,因为WAT和BAT8的密度相似。另一个令人困惑的问题是,米色脂肪库也位于与WAT8相同的狭窄筋膜层或某些库内,这使得使用常规成像技术难以区分。

为了克服这个问题,BAT体积通常通过正电子发射断层扫描(PET)和计算机断层扫描(CT)来测量。放射性标记的葡萄糖类似物18 F-氟氧脱氧葡萄糖(18F-FDG)是用于研究BAT12的最常见示踪剂。然而,它有一些限制,例如将受试者暴露在电离辐射中以及具有侵入性和昂贵。此外,18F-FDG示踪剂的最大局限性在于它测量葡萄糖类似物的摄取,鉴于游离脂肪酸是BAT产热13的首选底物,这并不理想。18F-FDG PET/CT 技术不测量游离脂肪酸作为产热底物的摄取,因此不测量 BAT 产热的生理重要性。有用于评估人类BAT的替代技术,包括测量氧-15标记的水(15O-O214,11 C-乙酸盐15,长链脂肪酸(18 F-氟-6-硫代十七烷酸)16或腺苷17的摄取,以及磁共振波谱18和磁共振成像19,但这些仍然非常昂贵,并使受试者暴露于电离辐射中。因此,缺乏一种可靠、廉价且重要的是安全的人类BAT定量金标准。

红外热成像(IRT)是一种替代的非侵入性成像技术2021它覆盖在已知的BAT仓库上测量皮肤温度。虽然这推断出能量消耗增加,但如果测量的温度不超过核心温度,则无法确定测量的温度变化是否仅仅是血流改变的结果。此外,测量的局部温度升高不能提供能量消耗改变的值,这通常是所需的终点。许多研究小组使用IRT来测量咖啡因干预或冷刺激后人类BAT仓库的温度升高;该库是锁骨上窝222324,252627

然而,目前尚不清楚咖啡因对BAT的作用是直接的还是通过神经回路导的。有证据表明,咖啡因在体外诱导脂肪细胞的褐变特征22,以前的研究表明咖啡因(100毫克)会增加心率变异性,这可能是体内交感神经驱动增加的指标27。这与啮齿动物的证据一致,其中咖啡因通过中枢神经系统增加产热,而不会产生不利的心脏动力学影响28

由于BAT产热的首选底物是源自甘油三酯13的游离脂肪酸,活性BAT螯合循环脂质以维持产热29,因此底物利用率的测量对于评估BAT的生理活化非常重要。呼吸交换比(RER)是消耗的氧气量(V̇O 2)和产生的二氧化碳(V̇CO2)的比值30。RER 为 0.7 表示脂肪酸代谢,RER 为 1.0 表示碳水化合物代谢31。因此,除了能量消耗增加之外,更喜欢脂肪酸利用的证据是BAT产热的关键相关性。

此外,鉴于葡萄糖的摄取是BAT活性的已知相关性(见上文),血糖下降与底物利用率的变化是BAT产热的关键相关性。以前单独使用间接量热法或与禁食个体的温度记录一起进行的研究报告称,底物利用率几乎没有急性变化3233。由于这可能被禁食状态(预吸收代谢有利于脂肪利用)所掩盖,我们建议将IRT和间接量热法与碳水化合物负荷相结合。

本文旨在提供一种循序渐进的方法,临床研究人员可以使用该方法通过结合 IRT、间接量热法和血糖水平来可靠且重要的是安全地量化 BAT 在人类中的生理重要性。这种技术最好在受试者碳水化合物负荷并暴露于药理学BAT药物或环境刺激后使用。这种方法的结果可用于研究单个研究对象中BAT激活后的BAT活性,底物利用率和能量消耗27

Protocol

所有参与者(n = 8)都提供了书面知情同意书,所有实验都得到了大学人类伦理委员会的批准;数据来自Van Schaik等人27。 1. 设备及软件安装 根据Van Schaik等人27,通过双能X射线吸收测定法(DXA)测量脂肪量。 估计过期气体的基板利用率和能量消耗;根据制造商的指南使用呼吸气体分析仪进行测量。 通过手指(毛细血管)穿刺 收集 血液样本,并根据制造商的指南使用血糖仪确定血糖水平。 根据制造商的指南,使用非接触式红外测温仪确定核心体温测量值(本设备的误差为 ±0.2 °C)。 2. 参会人员参观前的程序 筛查所有参与者的健康状况。 设置以下排除标准:体重指数为 >30 kg/m2 (由于 BAT 活动与肥胖34,35、使用处方药的参与者和糖尿病呈负相关。 在测试之前或之后,确保参与者接受 DXA 扫描以测量他们的脂肪量,因为 BAT 活动与肥胖34,35 呈负相关。 在到达研究前24小时,确保参与者避免任何剧烈运动或活动,并在到达实验室之前禁食10小时。 3. 学习当天的程序 确保收集数据的室温设置为恒定温度,以最大程度地减少由于室温差异而导致的外部混淆。注意:这可能会导致不正确的热测量或代谢测量。为了本实验的目的,使用了在热中性条件下保持在22°C的温度控制室。 要求参与者在上午08:00到达实验室,以说明每日激素节律。 测量参与者的身高和体重。 在进行基线测量之前,要求参与者在底座上躺至少30分钟。 在 120 分钟内,在过期的 O 2 和 CO2采样后每 15 分钟测量参与者的 IRT、间接量热法、血糖和核心温度(图 1)。 在基线测量之后,确保参与者在0分钟到15分钟的时间点之间通过消耗三种碳水化合物凝胶(每块90克葡萄糖)来加载碳水化合物。 确保参与者在碳水化合物负荷后45分钟摄入治疗。要遵循此协议,请使用100毫克咖啡因胶囊作为干预27。注意:干预和安慰剂之间需要 7 天的清除期,这意味着咖啡因和安慰剂治疗之间需要 7 天的时间。 4. 间接量热法 估计使用呼吸气体分析仪测量的过期气体的能量消耗和基质利用率值。按照制造商的说明完成呼吸气体分析仪的校准。 将冷消毒硅胶面罩安装到参与者身上,以便输送室内空气并获取代谢数据。确保面罩配有预消毒的非再呼吸阀(双向非再呼吸阀),并用网状附件将其固定在参与者的脸上并检查是否有泄漏。 确保吸气管和呼气管连接。 以电子表格格式导出数字数据文件。 以 5 秒的平均速度对过期的 O 2和 CO2 进行采样。这测量了能量消耗和呼吸交换比率(图1)。取下口罩以完成其他措施。 使用非蛋白 Weir 方程 1-331,36 计算底物氧化速率(碳水化合物和脂质氧化)和总能量消耗:脂肪氧化速率 (g/min−1) = (1.695 VO 2)-(1.701 VCO2) (1)碳水化合物氧化速率 (g/min−1) = (4.585 VCO 2) -(3.226 VO 2) (2)能量消耗(千卡/分钟) = (3.94 × VO 2)+ (1.1 × VCO2) (3) 5. 血浆血糖测量 在每轮过期气体测量后,通过手指点刺和血糖仪 进行 血糖读数(图2)。 6. 核心温度 记录每轮过期气体测量后的核心温度(Tcore)。理想情况下,在直肠或耳内测量核心温度(图2)。注意:由于COVID-19的安全实践,请尽量减少人与人之间的接触。 确保参与者仰卧,头部处于中立位置。始终将非接触式温度计指向参与者额头的中心。 7. 红外热成像 在每一轮过期气体测量后进行IRT(图2)。 要求参与者以直立的姿势坐起来,直视前方,胸部区域到颈部区域暴露在外(图3)。 使用红外热像仪采集前颈部和上胸部区域的红外图像。将相机放在距离拍摄对象脸部 1 m 的颈部水平的三脚架上(图 4D)。使用以下设置:探测器类型 = 非制冷微测辐射热计;检测器间距 = 17 μm;相机光谱范围 = 7.5-14.0 μm;30°C时的热灵敏度= 20 mK;镜头 = 36 毫米;分辨率 = 1,024 像素 x 768 像素。 打开相机。 通过旋转对焦环来调整相机的焦点。注意:正确调整焦点非常重要。不正确的焦点调整会影响温度测量。 将激光笔指向参与者颈部的中线。 拍摄图像。注:如果使用存储卡,图像将自动保存。 8. 图像分析 选择前胸和颈部的三个区域来分析表面温度:锁骨上窝(SCF)中覆盖BAT的双侧皮肤和颈部的外侧区域,胸骨区域被视为对照参考点(Tref),因为该区域不包含BAT(图4A-C)。 将三角形感兴趣区域 (ROI) 放置在左右 SCF 区域,并将圆形 ROI 放置在胸骨区域。 当所需区域已交叉定位后,确认软件显示每个选定区域的温度平均值和标准偏差。 9. 数据分析 使用双盲方法使用所述技术分析干预措施。让不参与数据收集或分析的研究人员对干预措施进行一般编码。 执行统计分析。计算测量的单个时间点的 IRT、核心温度和血糖数据的平均值。 计算 RER、脂肪氧化、碳水化合物氧化和能量消耗的平均值,以 10 分钟为单位。 对于能量消耗,将每组的能量消耗率相加,并将其分为干预前和干预后。注:参考Van Shaik等人的统计测试以分析数据27。

Representative Results

图1和图2显示了研究设计的流程图。协议设置的图像如图3所示。参与者特征可在表1中找到。参与者图像的IRT的代表性示例,包括基线(图4A),碳水化合物负荷后(图4B)和补充咖啡因后60分钟(图4C),以及相机设置的代表性图像,如图4D所示。值得注意的是,图4A-C提供了干预后锁骨上窝温度(Tscf)变化的可视化表示;图4B和图4C之间的温度差异特别明显。 在图5A-C中,Van Schaik等人的结果显示了Tscf (图5A),参考点的温度(Tref;图5C)和核心温度(Tcore;图5B)从基线(0分钟)到完成数据收集(120分钟)。数据显示咖啡因干预与安慰剂27相比。本手稿中描述的结果纯粹代表这篇已发表的论文。此外,Tscf 上的数据没有显示群体效应。统计数据可以在Van Schaik等人的补充数据中找到27。 锁骨上温度的显着升高与干预后底物利用率的变化和血糖水平的快速降低相吻合,如图6所示。这些结果,加上Tref和Tcore温度的温度没有变化(图5B,C)表明BAT产热。此外,随着能量消耗的增加(图6E),RER降低(图6A),这与干预后的脂肪氧化增加(图6B)相吻合。 图 1:每 15 分钟期间完成时间的测量示意图。 请点击此处查看此图的大图。 图2:研究设计的流程图。 实验过程。黑色方块=碳水化合物负荷时间;黑色圆圈 = 干预时间。缩写:IRT = 红外热成像;BGL = 血糖水平。 请点击此处查看此图的大图。 图 3:协议的代表性图像。 (A) 在没有参与者在场的情况下进行设置;(二)在基线时收集参与者的数据;(三)间接量热计算机;(D)参与者在基线后摄入碳水化合物负荷的措施。 请点击此处查看此图的大图。 图 4:IRT 和相机设置的代表性示例。 参与者在(A)基线,(B)碳水化合物负荷后和(C)咖啡因干预后60分钟的热图像,以及(D)相机设置的代表性图像。缩写:IRT = 红外热成像。 请点击此处查看此图的大图。 图5:干预对温度测量的影响。在碳水化合物负荷(时间点= 0)和给予咖啡因干预或安慰剂胶囊(时间= 45分钟至120分钟)后,参与者的基线原始温度变化(A)Tscf,(B)Tcore和(C)Tref27。这个数字是从Van Schaik等人27修改而来的。(A-C)浅灰色框1=碳水化合物负荷时间;方框2=干预前;深灰色框 3 = 干预后;蓝色圆圈=咖啡因干预;黑色三角=安慰剂干预。数据表示为最小值到最大值,所有点都显示在箱形图和晶须图中。方差表示为SD±平均值,每个干预n = 8;* 代表咖啡因相互作用效应 (*p < 0.05)。使用重复测量的三向方差分析来分析数据值。缩写:Tscf = 锁骨上窝的温度;核心 = 核心温度;Tref = 控制参考点。请点击此处查看此图的大图。 图6:干预对代谢措施的影响。 (A)RER,(B)脂肪氧化速率,(C)碳水化合物氧化速率,(D)血糖水平和(E)碳水化合物负荷(时间= 0)和咖啡因胶囊或安慰剂胶囊给药后参与者的能量消耗的变化(时间= 45分钟至120分钟)。浅灰色框1=碳水化合物负荷时间;方框2=干预前;深灰色框 3 = 干预后;蓝色圆圈=咖啡因干预;黑色三角=安慰剂干预。数据表示为最小值到最大值,所有点都显示在箱形图和晶须图中。(e) 干预措施的施用前后;灰色条=安慰剂干预;蓝色条=咖啡因干预。方差表示为SD± 平均值,n = 8每个干预;* 代表咖啡因相互作用效应 (*p < 0.05)。使用重复测量的三向方差分析来分析数据值。 请点击此处查看此图的大图。 所有参与者 n 8 年龄,岁月 22 ± 2 高度,厘米 176±5 重量,公斤 74±8 体重指数,公斤/米2  23 ± 2 体脂,% 20 ± 8 表1:参与者人口统计数据。 除非另有说明,否则这些值均为 SD ±平均值。此表来自 Van Schaik 等人 27。

Discussion

我们在这里展示的方法是一种技术上简单、安全且具有成本效益的方案,用于测量人类的 BAT 产热。该协议通过将IRT与能量消耗(EE)和底物利用率的测量相关联,解决了与单独使用IRT来区分由于皮肤血流改变引起的局部变暖和由于产热引起的更深变暖的可靠性有关的问题。由于该技术不使用电离辐射,因此允许重复测量分析,这是PET成像技术无法实现的。最后,虽然PET成像技术可以识别BAT激活,但它们不报告该协议测量的生理结果(温度升高和EE)。

这里描述的方案的优势在于,有四条证据线支持诱发BAT产热的结论:(1)测量的Tscf增加,同时相邻参考区域的核心温度不变和皮肤温度稳定;(2)增加能量消耗;(3)基板利用率的变化;(4)血糖水平下降。收敛观测结果均与BAT产热的预测结果一致。该方案的基本部分是参与者的碳水化合物负荷,以确保干预前的碳水化合物代谢。BAT产热将底物代谢从碳水化合物转变为游离脂肪酸,如RER的下降所示。虽然BAT产热的首选底物是游离脂肪酸,但葡萄糖对活性BAT的显着摄取是公认的567。因此,我们观察到血糖水平在BAT产热的同时下降。在禁食状态下,不可能观察到底物利用率(RER)的相互变化和血糖水平的下降。

以前的研究已经得出结论,增加的Tscf(通过IRT测量)足以得出BAT产热的结论。然而,只有当Tscf超过核心温度时,这个结论才是确定的。如果Tscf小于或等于核心温度,则不能排除由于皮肤血流量增加而导致的局部温度变化。一项系统评价得出结论,仅靠 IRT 无法确定锁骨上皮肤温度升高是否是由于 BAT 产热37。该评价指出,最常用的方法(18F-FDG PET/CT)测量葡萄糖对BAT的摄取37。然而,BAT产热的首选底物是脂肪酸13。这种方法学问题阻碍了PET / CT数据在验证IRT数据时进行任何有意义的比较,因为单独使用这两种测量方法中的任何一种都不是BAT真实代谢活性的合适测量方法,因为它不能指示由于BAT产热引起的能量消耗和底物利用率的变化。然而,通过这里描述的方案,我们不仅可以量化温度的变化,而且我们还可以确认能量消耗的增加 – 这是BAT产热的关键生理结果。IRT是一种非接触式、非侵入性且相对便宜的方法,用于测量与BAT产热相关的温度和温度变化。相比之下,PET-CT价格昂贵,并且使个体暴露于电离辐射,因此限制了该方法对临床影像学研究的小型回顾性分析的适用性。将目前的方案应用于大规模的随机临床试验将相对简单且具有成本效益。

重要的是要注意,咖啡因干预后碳水化合物氧化的减少可以通过干预导致BAT产热增加而导致底物利用率的转变来解释。胰岛素信号传导的测量将使这项研究的结果更加稳健。然而,根据这项研究的结果,尚不清楚咖啡因是否会通过对BAT的作用 影响 胰岛素信号传导,或者血糖下降是否是BAT占用更多能量底物的结果。

18F-FDG PET/CT 方法在用于量化和测量 BAT 的生理活性时有几个固有的局限性,特别是在研究营养素或膳食成分对 BAT 活性的影响时。18F-FDG PET/CT 方法要求受试者禁食以避免进食引起的肌肉组织葡萄糖摄取增加,这会显着降低 BAT 和 BAT 功能的检测38。此外,仅凭该技术无法测量BAT激活的生理影响或程度。此外,在PET成像研究中使用电离辐射是设计重复测量交叉研究的道德和健康和安全障碍。此外,18F-FDG仅代表葡萄糖摄取,这与测量葡萄糖代谢不同。这种在测量BAT温度之前加载碳水化合物的方法,并将血糖水平与间接量热法相结合,使我们能够严格测量产热和底物利用率变化的生理影响,否则在禁食状态下将无法获得。

优势和局限性
该协议比单纯研究BAT具有更广泛的影响。通过在干预前碳水化合物负荷参与者,可以观察到血糖水平响应碳水化合物负荷和咖啡因干预的振荡,以及底物利用率的变化。因此,该技术可用于改善人体间接量热研究和代谢测量。目前尚不清楚这项研究的结果是否可以在其他干预措施(如寒冷暴露或肾上腺素能刺激)后复制。然而,这项研究的结果已经在用不同的膳食成分(即 辣椒27)进行干预后得到复制。使用双盲方法分析所述技术的干预措施时,可以获得对结果的额外严谨性和可信度,这可以很容易地实施27

不同室温的潜在混淆与该协议无关,因为室温从参与者到参与者都保持稳定。此外,在校准呼吸气体分析仪时还要考虑湿度。这是在该设备的设置中推断出来的,因为校准是根据制造商的说明完成的。

测量和治疗的时间间隔是在进行方案故障排除的小型试点研究后确定的。从本质上讲,测量的时间间隔是根据研究人员进行测量所需的时间和参与者的舒适度确定的。根据碳水化合物负荷后碳水化合物代谢发生所需的时间确定干预时间,以研究干预是否增加了游离脂肪酸氧化(即BAT产热)并降低了碳水化合物氧化。

值得注意的是,毛细血管和静脉葡萄糖水平之间存在差异39。然而,在院外护理的背景下,测量血糖水平的最常见方法是通过手持式即时血糖仪40分析的毛细血管血样此外,在非临床环境中的健康个体(类似于本协议中包含的个体)中,当使用基于毛细管的即时血糖仪测量毛细血管血糖仪时,毛细血管和静脉血糖水平之间存在统计学显着但无临床意义的差异41。在这种情况下,毛细血管采样仍将是最佳方法,因为市场上大多数即时血糖仪都是为分析毛细血管血液样本而设计的41。从临床角度来看,可以说静脉血糖是更好的分析方法。然而,静脉采血不仅昂贵,需要专门的设备(同上),而且也是侵入性的。在方案期间增加不良事件风险的伦理考虑需要与报道的文献相平衡,这些文献显示毛细血管血糖作为静脉血糖的替代测量高度相关和可靠性42。当然,这里的关键是,我们还没有开始诊断糖尿病,而是测量血糖水平的变化,毛细血管血糖监测是一个非常合适的方案。

葡萄糖可以诱导产热,单餐可以激活BAT43。然而,相当重要的是,本手稿中包含的数据显示干预组或安慰剂组的葡萄糖负荷没有显着影响。此外,手稿中包含的数据来自Van Schaik等人的结果,其中包括第三种干预措施(辣椒),葡萄糖负荷对测量没有显着影响27

应该注意的是,该方案仅用于低体脂和活跃BAT的男性参与者(为了减少可控变量的数量,女性被排除在研究之外)。人类肥胖与BAT质量之间存在已知的负相关关系44。此外,众所周知,以前通过饮食和运动减肥的肥胖者基础代谢率较低,必须食用低热量饮食才能维持正常体重4546。此外,蝙蝠活动可以刺激蝙蝠生长8.这里描述的方法将允许长期研究,以其他技术无法提供的方式调查与代谢疾病相关的BAT活性的变化。

结论
总之,我们展示了一种在碳水化合物负荷后使用 IRT 和间接量热法量化人类棕色脂肪组织活性的测量方法。关键步骤包括1)在测量BAT温度之前加载处于禁食状态的参与者的碳水化合物,同时结合间接量热法和血糖水平,以量化BAT产热的生理程度和改变底物利用率;2)从参考点和核心温度评估相关的IRT BAT库和温度,以证明Tscf的任何增加,这将表明基于解剖位置的BAT激活。我们相信,这些定量测量可以更准确地评估BAT对成人能量代谢和体温调节的贡献。研究人员应该使用这种彻底的方法来研究BAT生理学,并作为未来开发人类BAT激活方法的新标准。

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

我们要感谢所有研究志愿者参与我们的研究。这项工作得到了霍尔斯沃思研究计划,拉筹伯大学和国防科学研究所(DSI,澳大利亚)的支持。

Materials

Automated Sphygmomanometer Omron SEM-2 advanced, Omron, Kyoto, Japan
Dual-energy X-ray absorptiometry scanner  Hologic Horizon, Hologic Inc., Bedford, MA, USA
ECG electrodes Ambu Blue Sensor R, Malaysia
Five lead ECG Medilog AR12 plus; Schiller, Germany
FLIR E60 camera FLIR Systems Australia, Melbourne , Australia
FLIR Research Studio Professional Edition FLIR Systems Australia, Melbourne , Australia
Freestyle Optium Xceed Abbott Diabetes Care, Alameda, Canada
Glucose Gel Winners Sports Nutrition, Mt Martha, Victoria, Australia
MaskA cold-sterilized silicone mask 7400 series Oro-Nasal Mask, Hans Rudolph
Medilog Darwin2 software Professional; Schiller, Germany
Non-contact Infrared Thermometer  Berrcom, JXB-178, Guangdong, China
Optium Glucose Strip Xceed Abbott Diabetes Care, Alameda, Canada
ParvoMedics TrueOne 2400 respiratory gas analyser ParvoMedics Inc, East Sandy, UT, USA
Pre-sterilized Non-rebreathing Valve Two-way non-rebreathing valve T-Shape configuration, 2600 Medium or 2700 Large, Hans Rudolph

References

  1. Cypess, A. M., et al. Identification and importance of brown adipose tissue in adult humans. The New England. Journal of Medicine. 360 (15), 1509-1517 (2009).
  2. van Marken Lichtenbelt, W. D., et al. Cold-activated brown adipose tissue in healthy men. The New England Journal of Medicine. 360 (15), 1500-1508 (2009).
  3. Virtanen, K. A., et al. Functional brown adipose tissue in healthy adults. New England Journal of Medicine. 360 (15), 1518-1525 (2009).
  4. Abreu-Vieira, G., Xiao, C., Gavrilova, O., Reitman, M. L. Integration of body temperature into the analysis of energy expenditure in the mouse. Molecular Metabolism. 4 (6), 461-470 (2015).
  5. Orava, J., et al. Different metabolic responses of human brown adipose tissue to activation by cold and insulin. Cell Metabolism. 14 (2), 272-279 (2011).
  6. Chen, K. Y., et al. Brown fat activation mediates cold-induced thermogenesis in adult humans in response to a mild decrease in ambient temperature. Journal of Clinical Endocrinology Metabolism. 98 (7), 1218-1223 (2013).
  7. Ouellet, V., et al. Brown adipose tissue oxidative metabolism contributes to energy expenditure during acute cold exposure in humans. The Journal of Clinical Investigation. 122 (2), 545-552 (2012).
  8. Van Schaik, L., Kettle, C., Green, R., Irving, H., Rathner, J. Effects of caffeine on brown adipose tissue thermogenesis and metabolic homeostasis: A review. Frontiers in Neuroscience. 15, 54 (2021).
  9. Lee, P., et al. Temperature-acclimated brown adipose tissue modulates insulin sensitivity in humans. Diabetes. 63 (11), 3686 (2014).
  10. Heaton, J. M. The distribution of brown adipose tissue in the human. Journal of Anatomy. 112 (1), 35-39 (1972).
  11. Sievers, W., et al. Innervation of supraclavicular adipose tissue: A human cadaveric study. PLoS One. 15 (7), 0236286 (2020).
  12. Chondronikola, M., Beeman, S. C., Wahl, R. L. Non-invasive methods for the assessment of brown adipose tissue in humans. The Journal of Physiology. 596 (3), 363-378 (2018).
  13. Carpentier, A. C., et al. Brown adipose tissue energy metabolism in humans. Frontiers in Endocrinology. 9, 447 (2018).
  14. Raiko, J., et al. Human brown adipose tissue [15O] O2 PET imaging in the presence and absence of cold stimulus. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 43 (10), 1878-1886 (2016).
  15. Blondin, D. P., et al. Selective impairment of glucose but not fatty acid or oxidative metabolism in brown adipose tissue of subjects with type 2 diabetes. Diabetes. 64 (7), 2388-2397 (2015).
  16. Blondin, D. P., et al. Dietary fatty acid metabolism of brown adipose tissue in cold-acclimated men. Nature Communications. 8, 14146 (2017).
  17. Lahesmaa, M., et al. Regulation of human brown adipose tissue by adenosine and A2A receptors-studies with [15O] H2O and [11C] TMSX PET/CT. European Journal of Nuclear Medicine and Molecular Imaging. 46 (3), 743-750 (2019).
  18. Koskensalo, K., et al. Human brown adipose tissue temperature and fat fraction are related to its metabolic activity. The Journal of Clinical Endocrinology & Metabolism. 102 (4), 1200-1207 (2017).
  19. Gifford, A., Towse, T. F., Walker, R. C., Avison, M. J., Welch, E. B. Characterizing active and inactive brown adipose tissue in adult humans using PET-CT and MR imaging. American Journal of Physiology-Endocrinology and Metabolism. 311 (1), 95-104 (2016).
  20. Law, J., et al. Thermal imaging is a noninvasive alternative to PET/CT for measurement of brown adipose tissue activity in humans. Journal of Nuclear Medicine. 59 (3), 516-522 (2018).
  21. Brasil, S., et al. A systematic review on the role of infrared thermography in the brown adipose tissue assessment. Reviews in Endocrine and Metabolic Disorders. 21 (1), 37-44 (2020).
  22. Velickovic, K., et al. Caffeine exposure induces browning features in adipose tissue in vitro and in vivo. Scientific Reports. 9 (1), 9104 (2019).
  23. Pérez, D. I. V., et al. Physically active men with high brown adipose tissue activity showed increased energy expenditure after caffeine supplementation. Journal of Thermal Biology. 99, 103000 (2021).
  24. Symonds, M. E., et al. Thermal imaging to assess age-related changes of skin temperature within the supraclavicular region co-locating with brown adipose tissue in healthy children. The Journal of Pediatrics. 161 (5), 892-898 (2012).
  25. Salem, V., et al. Glucagon increases energy expenditure independently of brown adipose tissue activation in humans. Diabetes, Obesity and Metabolism. 18 (1), 72-81 (2016).
  26. Lee, P., et al. Hot fat in a cool man: Infrared thermography and brown adipose tissue. Diabetes, Obesity and Metabolism. 13 (1), 92-93 (2011).
  27. Van Schaik, L., et al. Both caffeine and Capsicum annuum fruit powder lower blood glucose levels and increase brown adipose tissue temperature in healthy adult males. Frontiers in Physiology. 13, 870154 (2022).
  28. Van Schaik, L., et al. but not anxiogenic, doses of caffeine act centrally to activate interscapular brown adipose tissue thermogenesis in anesthetized male rats. Scientific Reports. 11 (1), 113 (2021).
  29. McNeill, B. T., Morton, N. M., Stimson, R. H. Substrate utilization by brown adipose tissue: What’s hot and what’s not. Frontiers in Endocrinology. 11, 571659 (2020).
  30. Schmidt-Nielsen, K. . Animal Physiology: Adaptation and Environment. , (1997).
  31. Peronnet, F., Massicotte, D. Table of nonprotein respiratory quotient: An update. Canadian Journal of Sport Sciences. 16 (1), 23-29 (1991).
  32. Galgani, J. E., Ryan, D. H., Ravussin, E. Effect of capsinoids on energy metabolism in human subjects. British Journal of Nutrition. 103 (1), 38-42 (2010).
  33. Ohnuki, K., et al. CH-19 sweet, a non-pungent cultivar of red pepper, increased body temperature and oxygen consumption in humans. Bioscience, Biotechnology, and Biochemistry. 65 (9), 2033-2036 (2001).
  34. Wang, Q., et al. Brown adipose tissue activation is inversely related to central obesity and metabolic parameters in adult human. PLoS One. 10 (4), 0123795 (2015).
  35. Vijgen, G. H., et al. Brown adipose tissue in morbidly obese subjects. PLoS One. 6 (2), 17247 (2011).
  36. Cunningham, J. Calculation of energy expenditure from indirect calorimetry: Assessment of the Weir equation. Nutrition. 6 (3), 222-223 (1990).
  37. Jimenez-Pavon, D., et al. Infrared thermography for estimating supraclavicular skin temperature and BAT activity in humans: A systematic review. Obesity. 27 (12), 1932-1949 (2019).
  38. Roman, S., et al. Brown adipose tissue and novel therapeutic approaches to treat metabolic disorders. Translational Research. 165 (4), 464-479 (2015).
  39. Sirohi, R., Singh, R. P., Chauhan, K. A comparative study of venous and capillary blood glucose in a tertiary care hospital. Indian Journal of Public Health Research and Development. 11 (7), 740 (2020).
  40. Funk, D. L., Chan, L., Lutz, N., Verdile, V. P. Comparison of capillary and venous glucose measurements in healthy volunteers. Prehospital Emergency Care. 5 (3), 275-277 (2001).
  41. Topping, J., et al. A comparison of venous versus capillary blood samples when measuring blood glucose using a point-of-care, capillary-based glucometer. Prehospital and Disaster Medicine. 34 (5), 506-509 (2019).
  42. Akinbami, F., et al. Tale of two sites: capillary versus arterial blood glucose testing in the operating room. The American Journal of Surgery. 203 (4), 423-427 (2012).
  43. Saito, M., Matsushita, M., Yoneshiro, T., Okamatsu-Ogura, Y. Brown adipose tissue, diet-induced thermogenesis, and thermogenic food ingredients: from mice to men. Frontiers in Endocrinology. 11, 222 (2020).
  44. Yoneshiro, T., et al. Age-related decrease in cold-activated brown adipose tissue and accumulation of body fat in healthy humans. Obesity. 19 (9), 1755-1760 (2011).
  45. Fothergill, E., et al. Persistent metabolic adaptation 6 years after "The Biggest Loser" competition. Obesity. 24 (8), 1612-1619 (2016).
  46. Hall, K. D. Energy compensation and metabolic adaptation: "The Biggest Loser" study reinterpreted. Obesity. 30 (1), 11-13 (2021).

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Van Schaik, L., Kettle, C., Green, R. A., Irving, H. R., Rathner, J. A. Using a Combination of Indirect Calorimetry, Infrared Thermography, and Blood Glucose Levels to Measure Brown Adipose Tissue Thermogenesis in Humans. J. Vis. Exp. (196), e64451, doi:10.3791/64451 (2023).

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