Summary

Dissekering av cellautonom funktion av bräckligt X mental retardationsprotein i en hörselkrets genom in ovo-elektroporation

Published: July 06, 2022
doi:

Summary

Med hjälp av ovo-elektroporering utarbetade vi en metod för att selektivt transfektera det auditiva innerörat och den cochleära kärnan i kycklingembryon för att uppnå en cellgruppsspecifik knockdown av bräckligt X-mental retardationsprotein under diskreta perioder av kretsmontering.

Abstract

Fragile X mental retardation protein (FMRP) är ett mRNA-bindande protein som reglerar lokal proteinöversättning. FMRP-förlust eller dysfunktion leder till avvikande neuronala och synaptiska aktiviteter vid bräckligt X-syndrom (FXS), som kännetecknas av intellektuell funktionsnedsättning, sensoriska abnormiteter och sociala kommunikationsproblem. Studier av FMRP-funktion och FXS-patogenes har främst utförts med Fmr1 (genen som kodar för FMRP) knockout hos transgena djur. Här rapporterar vi en in vivo-metod för att bestämma den cellautonoma funktionen hos FMRP under perioden för kretsmontering och synaptisk bildning med kycklingembryon. Denna metod använder scen-, plats- och riktningsspecifik elektroporering av ett läkemedelsinducerbart vektorsystem innehållande Fmr1 litet hårnåls-RNA (shRNA) och en EGFP-reporter. Med denna metod uppnådde vi selektiv FMRP-knockdown i den auditiva ganglionen (AG) och i ett av dess hjärnstamsmål, kärnan magnocellularis (NM), vilket ger en komponentspecifik manipulation inom AG-NM-kretsen. Dessutom tillåter mosaikmönstret för transfektionen kontroller inom djur och närliggande neuron/ fiberjämförelser för förbättrad tillförlitlighet och känslighet vid dataanalys. Det inducerbara vektorsystemet ger tidsmässig kontroll av genredigeringsdebut för att minimera ackumulerande utvecklingseffekter. Kombinationen av dessa strategier ger ett innovativt verktyg för att dissekera FMRP: s cellautonoma funktion i synaptisk och kretsutveckling.

Introduction

Bräckligt X-syndrom (FXS) är en neurodevelopmental störning som kännetecknas av intellektuell funktionsnedsättning, sensoriska abnormiteter och autistiska beteenden. I de flesta fall orsakas FXS av en global förlust av bräckligt X-mentalt retardationsprotein (FMRP; kodat av Fmr1-genen) som börjar i tidiga embryonala stadier1. FMRP är ett RNA-bindande protein som normalt uttrycks i de flesta nervceller och gliaceller i hjärnan, liksom i sensoriska organ 2,3,4. I däggdjurshjärnor är FMRP sannolikt associerat med hundratals mRNA som kodar för proteiner som är viktiga för olika neurala aktiviteter5. Studier av konventionella Fmr1-knockoutdjur visade att FMRP-uttryck är särskilt viktigt för montering och plasticitet av synaptisk neurotransmission6. Flera villkorliga och mosaik knockout-modeller har vidare visat att FMRP-åtgärder och signaler varierar mellan hjärnregioner, celltyper och synaptiska platser under flera utvecklingshändelser inklusive axonal projektion, dendritisk mönstring och synaptisk plasticitet 7,8,9,10,11,12,13,14 . Akut funktion av FMRP vid reglering av synaptisk överföring studerades genom intracellulär leverans av hämmande FMRP-antikroppar eller FMRP själv i hjärnskivor eller odlade neuroner15,16,17,18. Dessa metoder erbjuder dock inte möjligheten att spåra FMRP-feluttrycksinducerade konsekvenser under utvecklingen. Således är det i stort behov att utveckla in vivo-metoder för att undersöka FMRP: s cellautonoma funktioner och förväntas hjälpa till att avgöra om de rapporterade avvikelserna hos FXS-patienter är direkta konsekvenser av FMRP-förlust i de associerade neuronerna och kretsarna, eller sekundära konsekvenser härledda från nätverksomfattande förändringar under utveckling19.

Den auditiva hjärnstammen hos kycklingembryon erbjuder en unikt fördelaktig modell för djupgående funktionella analyser av FMRP-reglering i krets- och synapsutveckling. Den enkla tillgången till embryonala kycklinghjärnor och den väletablerade ovo-elektroporationstekniken för genmanipulation har i hög grad bidragit till vår förståelse av hjärnans utveckling i tidiga embryonala stadier. I en nyligen publicerad studie kombinerades denna teknik med avancerade molekylära verktyg som möjliggör tidsmässig kontroll av FMRP-feluttryck20,21. Här är metodiken avancerad för att inducera selektiva manipuleringar av presynaptiska och postsynaptiska neuroner separat. Denna metod utvecklades i den auditiva hjärnstamskretsen. Akustisk signal detekteras av hårceller i det auditiva innerörat och överförs sedan till den auditiva ganglionen (AG; även kallad spiral ganglion hos däggdjur). Bipolära nervceller i AG innerverar hårceller med sina perifera processer och skickar i sin tur en central projektion (hörselnerven) till hjärnstammen där de slutar i två primära cochleära kärnor, kärnan magnocellularis (NM) och kärnan angularis (NA). Neuroner i NM är strukturellt och funktionellt jämförbara med de sfäriska buskiga cellerna i däggdjurets anteroventrala cochleära kärna. Inom NM, hörselnervfibrer (ANFs) synaps på somata av NM-neuroner via den stora endbulben av Held-terminaler22. Under utvecklingen uppstår NM-neuroner från rhombomererna 5 och 6 (r5/6) i bakhjärnan23, medan AG-neuroner härrör från neuroblaster som bor i otocysten24. Här beskriver vi proceduren för att selektivt slå ner FMRP-uttryck i de presynaptiska AG-neuronerna och i de postsynaptiska NM-neuronerna separat.

Protocol

Ägg och kycklingembryon hanterades med omsorg och respekt i enlighet med de djurprotokoll som godkänts av Jinan University Animal Care and Use Committee. 1. Ägg- och plasmidberedning Förberedelse av äggFå färskt befruktade kycklingägg (Gallus gallus) från South China Agricultural University och förvara vid 16 ° C före inkubation. För optimal livskraft, sätt alla ägg för inkubation inom en vecka efter ankomst. Placera äggen…

Representative Results

Genom att utföra ovo-elektroporering på olika platser och i olika utvecklingsstadier uppnådde vi selektiv FMRP-knockdown antingen i hörselperiferin eller i den auditiva hjärnstammen. FMRP knockdown i NMLitet hårnåls-RNA (shRNA) mot kycklingen Fmr1 designades och klonades in i Tet-On-vektorsystemet som beskrivits tidigare20. Inställningen för in ovo-elektroporering visas i figur 1A. …

Discussion

För att bestämma FMRP: s cellautonoma funktion är det nödvändigt att manipulera dess uttryck i enskilda cellgrupper eller celltyper. Eftersom en av FMRP: s huvudfunktioner är att reglera synaptisk bildning och plasticitet, är selektiv manipulering av varje synaptisk komponent i en viss krets en förutsättning för en fullständig förståelse av FMRP-mekanismen i synaptisk kommunikation. Med hjälp av ovo-elektroporering av kycklingembryon demonstrerade vi en metod för a…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Denna studie stöddes av: ett bidrag från National Natural Science Foundation of China (nr 32000697); Vetenskaps- och teknikprogrammet i Guangzhou (202102080139); Guangdong Natural Science Foundation (2019A1515110625, 2021A1515010619); Grundforskningsfonderna för de centrala universiteten (11620324). ett forskningsbidrag från Key Laboratory of Regenerative Medicine, utbildningsministeriet, Jinan University (nr. ZSYXM202107); Grundforskningsfonderna för Kinas centrala universitet (21621054). och Medical Scientific Research Foundation i Guangdong-provinsen i Kina (20191118142729581). Vi tackar det medicinska experimentella centret vid Jinan University. Vi tackar Dr. Terra Bradley för noggrann redigering av manuskriptet.

Materials

Egg incubation
16 °C refrigerator MAGAT Used for fertilized egg storage.
Egg incubator SHANGHAI BOXUN GZX-9240MBE
Fertilized eggs Farm of South China Agricultural University Eggs must be used in one week for optimal viability.
Plasmid preparation
Centrifuge Sigma 10016
Fast green Solarbio G1661 Make 0.1% working solution in distilled water and autoclave.
Plasmid Maxi-prep kit QIAGEN 12162 Dissolve plasmid DNA in Tris-EDTA (TE) buffer; endotoxin-free preparation kit
Sodium Acetate Sigma-Aldrich S2889 Make 7.5M working solution in nuclase-free water.
Electroporation and Doxycycline Administration
Electroporator BTX ECM399
1 mL / 5 mL Syringe GUANGZHOU KANGFULAI
Dissecting microscope CNOPTEC SZM-42
Doxcycline Sigma-Aldrich D9891 Use fresh aliquots for each dose and store at -20 °C.
Glass capillary BEIBOBOMEI RD0910 0.9-1.1 mm*100 mm
Laboratory parafilm PARAFILM PM996 transparent film
Pipette puller CHENGDU INSTRUMENT FACTORY WD-2 Pulling condition: 500 °C for 15 s
Platinum elctrodes Home made 0.5 mm diameter, 1.5 mm interval.
Platinum elctrodes Home made 0.5 mm diameter, 1.5 mm interval.
Rubber tube Sigma-Aldrich A5177
Tissue Dissection and Fixation
Forceps RWD F11020-11 Tip size: 0.05*0.01 mm
Other surgery tools RWD
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich 158127 Freshly made 4% PFA solution in phosphate-buffered saline can be stored in 4 °C for up to 1 week.
SYLGARD 184 Silicone Elastomer Kit DOW 01673921 For black background plates, food-grade carbon powder is applied.
Sectioning
Cryostat LEICA CM1850
Gelatin Sigma-Aldrich G9391 From bovine skin.
Sliding microtome LEICA SM2010
Immunostaining
Alexa Fluor 488 goat anti-Mouse Abcam ab150113 1:500 dilution, RRID: AB_2576208
Alexa Fluor 555 goat anti-rabbit Abcam ab150078 1:500 dilution, RRID: AB_2722519
DAPI Abcam ab285390 1: 1000 dilution
Fluoromount-G mounting medium Southern Biotech Sb-0100-01
FMRP antibody Y. Wang, Florida State University #8263 1:1000 dilution, RRID: AB_2861242
Islet-1 antibody DSHB 39.3F7 1:100 dilution, RRID: AB_1157901
Netwell plate Corning 3478
Neurofilament antibody Sigma-Aldrich N4142 1:1000 dilution, RRID: AB_477272
Parvalbumin antibody Sigma-Aldrich P3088 1:10000 dilution, RRID: AB_477329
SNAP25 antibody Abcam ab66066 1:1000 dilution, RRID: AB_2192052
Imaging
Adobe photoshop ADOBE image editing software
Confocal microscope LEICA SP8
Fluorescent stereomicroscope OLYMPUS MVX10
Olympus Image-Pro Plus 7.0 OlYMPUS commercial image processing software package

References

  1. Hagerman, R. J., et al. Fragile X syndrome. Nature Reviews Disease Primers. 3, 17065 (2017).
  2. Hinds, H. L., et al. Tissue specific expression of FMR-1 provides evidence for a functional role in fragile X syndrome. Nature Genetics. 3 (1), 36-43 (1993).
  3. Frederikse, P. H., Nandanoor, A., Kasinathan, C. Fragile X Syndrome FMRP co-localizes with regulatory targets PSD-95, GABA receptors, CaMKIIalpha, and mGluR5 at fiber cell membranes in the eye lens. Neurochemical Research. 40 (11), 2167-2176 (2015).
  4. Zorio, D. A., Jackson, C. M., Liu, Y., Rubel, E. W., Wang, Y. Cellular distribution of the fragile X mental retardation protein in the mouse brain. Journal of Comparative Neurology. 525 (4), 818-849 (2017).
  5. Darnell, J. C., et al. FMRP stalls ribosomal translocation on mRNAs linked to synaptic function and autism. Cell. 146 (2), 247-261 (2011).
  6. Bakker, C. E., Oostra, B. A. Understanding fragile X syndrome: insights from animal models. Cytogenetic and Genome Research. 100 (1-4), 111-123 (2003).
  7. Hanson, J. E., Madison, D. V. Presynaptic FMR1 genotype influences the degree of synaptic connectivity in a mosaic mouse model of fragile X syndrome. Journal of Neuroscience. 27 (15), 4014-4018 (2007).
  8. Deng, P. Y., Sojka, D., Klyachko, V. A. Abnormal presynaptic short-term plasticity and information processing in a mouse model of fragile X syndrome. Journal of Neuroscience. 31 (30), 10971-10982 (2011).
  9. Patel, A. B., Hays, S. A., Bureau, I., Huber, K. M., Gibson, J. R. A target cell-specific role for presynaptic Fmr1 in regulating glutamate release onto neocortical fast-spiking inhibitory neurons. Journal of Neuroscience. 33 (6), 2593-2604 (2013).
  10. Patel, A. B., Loerwald, K. W., Huber, K. M., Gibson, J. R. Postsynaptic FMRP promotes the pruning of cell-to-cell connections among pyramidal neurons in the L5A neocortical network. Journal of Neuroscience. 34 (9), 3413-3418 (2014).
  11. Higashimori, H., et al. Selective deletion of astroglial FMRP dysregulates glutamate transporter GLT1 and contributes to Fragile X syndrome phenotypes in vivo. Journal of Neuroscience. 36 (27), 7079-7094 (2016).
  12. Hodges, J. L., et al. Astrocytic contributions to synaptic and learning abnormalities in a mouse model of Fragile X syndrome. Biological Psychiatry. 82 (2), 139-149 (2017).
  13. Gonzalez, D., et al. Audiogenic seizures in the Fmr1 knock-out mouse are induced by Fmr1 deletion in subcortical, VGlut2-expressing excitatory neurons and require deletion in the inferior colliculus. Journal of Neuroscience. 39 (49), 9852-9863 (2019).
  14. Bland, K. M., et al. FMRP regulates the subcellular distribution of cortical dendritic spine density in a non-cell-autonomous manner. Neurobiology of Disease. 150, 105253 (2021).
  15. Pfeiffer, B. E., Huber, K. M. Fragile X mental retardation protein induces synapse loss through acute postsynaptic translational regulation. Journal of Neuroscience. 27 (12), 3120-3130 (2007).
  16. Pfeiffer, B. E., et al. Fragile X mental retardation protein is required for synapse elimination by the activity-dependent transcription factor MEF2. Neuron. 66 (2), 191-197 (2010).
  17. Deng, P. Y., et al. FMRP regulates neurotransmitter release and synaptic information transmission by modulating action potential duration via BK channels. Neuron. 77 (4), 696-711 (2013).
  18. Yang, Y. M., et al. Identification of a molecular locus for normalizing dysregulated GABA release from interneurons in the Fragile X brain. Molecular Psychiatry. 25 (9), 2017-2035 (2020).
  19. Razak, K. A., Dominick, K. C., Erickson, C. A. Developmental studies in fragile X syndrome. Journal of Neurodevelopmental Disorders. 12 (1), 13 (2020).
  20. Wang, X., Zorio, D. A. R., Schecterson, L., Lu, Y., Wang, Y. Postsynaptic FMRP regulates synaptogenesis in vivo in the developing cochlear nucleus. Journal of Neuroscience. 38 (29), 6445-6460 (2018).
  21. Wang, X., et al. Temporal-specific roles of fragile X mental retardation protein in the development of the hindbrain auditory circuit. Development. 147 (21), (2020).
  22. Rubel, E. W., Fritzsch, B. Auditory system development: primary auditory neurons and their targets. Annual Review of Neuroscience. 25, 51-101 (2002).
  23. Cramer, K. S., Fraser, S. E., Rubel, E. W. Embryonic origins of auditory brain-stem nuclei in the chick hindbrain. 发育生物学. 224 (2), 138-151 (2000).
  24. Chervenak, A. P., Hakim, I. S., Barald, K. F. Spatiotemporal expression of Zic genes during vertebrate inner ear development. Developmental Dynamics. 242 (7), 897-908 (2013).
  25. Hamburger, V., Hamilton, H. L. A series of normal stages in the development of the chick embryo. Journal of Morphology. 88 (1), 49-92 (1951).
  26. Lu, T., Cohen, A. L., Sanchez, J. T. In ovo electroporation in the chicken auditory brainstem. Journal of Visualized Experiments. (124), e56628 (2017).
  27. Evsen, L., Doetzlhofer, A. Gene transfer into the chicken auditory organ by in ovo micro-electroporation. Journal of Visualized Experiments. (110), e53864 (2016).
  28. Schecterson, L. C., Sanchez, J. T., Rubel, E. W., Bothwell, M. TrkB downregulation is required for dendrite retraction in developing neurons of chicken nucleus magnocellularis. Journal of Neuroscience. 32 (40), 14000-14009 (2012).
  29. Wang, X. Y., et al. High glucose environment inhibits cranial neural crest survival by activating excessive autophagy in the chick embryo. Scientific Reports. 5, 18321 (2015).
  30. Yu, X., Wang, X., Sakano, H., Zorio, D. A. R., Wang, Y. Dynamics of the fragile X mental retardation protein correlates with cellular and synaptic properties in primary auditory neurons following afferent deprivation. Journal of Comparative Neurology. 529 (3), 481-500 (2021).
  31. Li, H., et al. Islet-1 expression in the developing chicken inner ear. Journal of Comparative Neurology. 477 (1), 1-10 (2004).
  32. Carr, C. E., Boudreau, R. E. Central projections of auditory nerve fibers in the barn owl. Journal of Comparative Neurology. 314 (2), 306-318 (1991).
  33. Sandell, L. L., Butler Tjaden, N. E., Barlow, A. J., Trainor, P. A. Cochleovestibular nerve development is integrated with migratory neural crest cells. 发育生物学. 385 (2), 200-210 (2014).
  34. Cramer, K. S., Bermingham-McDonogh, O., Krull, C. E., Rubel, E. W. EphA4 signaling promotes axon segregation in the developing auditory system. 发育生物学. 269 (1), 26-35 (2004).
  35. Evsen, L., Sugahara, S., Uchikawa, M., Kondoh, H., Wu, D. K. Progression of neurogenesis in the inner ear requires inhibition of Sox2 transcription by neurogenin1 and neurod1. Journal of Neuroscience. 33 (9), 3879-3890 (2013).
  36. Curnow, E., Wang, Y. New animal models for understanding FMRP functions and FXS pathology. Cells. 11 (10), 1628 (2022).
check_url/cn/64187?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Fan, Q., Zhang, X., Wang, Y., Wang, X. Dissecting Cell-Autonomous Function of Fragile X Mental Retardation Protein in an Auditory Circuit by In Ovo Electroporation. J. Vis. Exp. (185), e64187, doi:10.3791/64187 (2022).

View Video