Summary

Identificación de la actividad hemolítica y fosfolipasa en extractos crudos de anémonas de mar mediante bioensayos sencillos

Published: March 29, 2022
doi:

Summary

Aquí, describimos un protocolo para obtener extracto de veneno crudo de la anémona de mar y detectar su actividad hemolítica y fosfolipasa.

Abstract

La composición del veneno de anémona de mar incluye moléculas polipeptídicas y no proteicas. Los componentes citolíticos tienen un alto potencial biotecnológico y biomédico para diseñar nuevas herramientas moleculares. El veneno de anémona de mar se localiza en las células glandulares del ectodermo y las estructuras subcelulares llamadas nematocistos, las cuales se distribuyen por todo el cuerpo de la anémona de mar. Esta característica implica desafíos porque las células y el nematocisto deben ser lisados para liberar los componentes del veneno con otras moléculas no tóxicas. Por lo tanto, primero, el veneno se deriva de un extracto crudo (mezcla de moléculas diferentes y diversas y restos de tejido). El siguiente paso es detectar polipéptidos con bioactividades específicas. Aquí, describimos una estrategia eficiente para obtener el extracto crudo de anémona de mar y bioensayo para identificar la presencia de citolisinas. El primer paso implica técnicas económicas y sencillas (ciclo agitado y de congelación-descongelación) para liberar citolisinas. Obtuvimos la mayor actividad citolítica y proteína (~500 mg de proteína de 20 g de peso seco). A continuación, se analizó la complejidad polipeptídica del extracto mediante el gel SDS-PAGE detectando proteínas con pesos moleculares entre 10 kDa y 250 kDa. En el ensayo hemolítico, utilizamos glóbulos rojos de oveja y determinamos HU50 (11,1 ± 0,3 μg/mL). Por el contrario, la presencia de fosfolipasas en el extracto crudo se determinó utilizando yema de huevo como sustrato en un medio sólido con agarosa. En general, este estudio utiliza un protocolo eficiente y económico para preparar el extracto crudo y aplica bioensayos replicables para identificar citolisinas, moléculas con intereses biotecnológicos y biomédicos.

Introduction

Los animales marinos son una rica fuente de compuestos biológicamente activos. En las últimas décadas, la composición del veneno de anémona de mar ha atraído la atención científica ya que comprende una diversidad de polipéptidos con actividad hemolítica, citotóxica, enzimática (fosfolipasa, proteasa, quitinasa) y neurotóxica y efectos inhibitorios sobre la actividad proteolítica1. Además, estos polipéptidos son fuentes potenciales para el desarrollo de herramientas moleculares en uso biotecnológico y terapéutico 2,3.

Hay pocos informes sobre el veneno de anémona de mar y sus componentes moleculares debido a la complejidad de obtener el veneno, incluso el aislamiento y la caracterización de toxinas. Los métodos de extracción utilizados en los informes implicaron la lisis y el vaciado del contenido de las células que están relacionadas y no relacionadas con la producción de veneno1.

Una característica particular en todos los cnidarios es la ausencia de un sistema para la producción y liberación del veneno centralizado en una sola región anatómica. En cambio, los nematocistos son estructuras que mantienen el veneno 4,5. Otros tipos de células, llamadas células de la glándula epidérmica, también secretan toxinas y también se distribuyen por todo el cuerpo de las anémonas de mar6.

El primer y más crucial reto en la obtención del veneno es la generación de un extracto con suficiente manipulación en procesos posteriores, sin la inactivación o degradación de proteínas lábiles. A continuación, las células deben ser lisadas, y los componentes, en este caso, los polipéptidos deben extraerse de manera eficiente y rápida, evitando la proteólisis y la hidrólisis mientras se eliminan otros componentes celulares7.

Se utilizan diferentes métodos para obtener el extracto crudo de una anémona de mar; algunos implican sacrificar el organismo, mientras que otros permiten que se mantenga vivo. Los métodos que implican el uso de todo el cuerpo del organismo permiten la liberación de la mayoría de las toxinas del veneno8, en comparación con los métodos que mantienen vivos a los organismos, que extraen solo algunos componentes del veneno9. La preparación de un extracto requiere evaluar la presencia y potencia de una sustancia de interés a través de un bioensayo específico, que incluye estrategias para observar los efectos farmacológicos por métodos in vivo o in vitro 10.

El veneno de anémona de mar contiene polipéptidos citolíticos, toxinas formadoras de poros (PFT)11 y fosfolipasas12; estas moléculas son modelos en el estudio de la interacción proteína-lípido, herramientas moleculares en la terapia del cáncer y biosensores basados en nanoporos3. La clasificación de los PFT de anémona de mar se realiza según su tamaño o peso molecular, de 5 kDa a 80 kDa. El PFT de 20 kDa, el más estudiado y conocido como actinoporinas11, es de particular interés por su potencial biomédico en el desarrollo de herramientas moleculares para posibles aplicaciones como biosensores anticancerígenos, antimicrobianos y basados en nanoporos. Otra citolisina, incluidas las fosfolipasas, específicamente la fosfolipasa A2 (PLA2)13, libera un ácido graso debido e hidroliza los fosfolípidos, desestabilizando la membrana celular. Debido a este mecanismo de acción, PLA2 promete ser un modelo esencial para el estudio y las aplicaciones en enfermedades inflamatorias. Podría servir como modelo para estudios del comportamiento lipídico en la membrana celular14.

Aquí, describimos un protocolo eficiente para obtener el extracto crudo de anémona de mar Anthopleura dowii Verrill, 1869, y detectar hemolisinas y fosfolipasas. Ambas son toxinas relevantes que podrían usarse como plantilla para diseñar nuevas herramientas moleculares.

Protocol

Las anémonas de mar fueron recolectadas de acuerdo a lineamientos de la Comisión Nacional de Acuacultura, Pesca y Alimentación del Gobierno Federal de México (número de permiso PPF / DGOPTA 07332.250810.4060). El Comité de Bioética del Instituto de Biotecnología de la Universidad Nacional Autónoma de México aprobó todos los experimentos con anémonas de mar. La muestra de sangre ovina fue adquirida en el Centro de Enseñanza Práctica e Investigación en Producción y Sanidad Animal (CEPIPSA, Universidad Nacio…

Representative Results

Los resultados representativos del protocolo utilizado para obtener el extracto crudo de anémona de mar mostraron que la combinación de dos técnicas (agitación y ciclos de congelación y descongelación) produjo una descarga eficiente de nematocistos, y la cantidad total de proteína fue de 500 mg (8 mg/ml) (Figura 3). La complejidad proteica del extracto crudo se pudo observar a partir de 10 kDa y superior a 250 kDa a través de la electroforesis SDS-PAGE. Ad…

Discussion

La alta demanda de nuevos compuestos con aplicaciones en diferentes campos de la ciencia y la industria ha llevado al estudio del veneno. El veneno representa una rica fuente de moléculas que sirve como plantilla para generar nuevas herramientas moleculares. Sin embargo, la complejidad de estos venenos requiere la implementación y combinación de varios métodos para obtenerlos y estudiarlos.

Aquí, mostramos un método para obtener y analizar el veneno de la anémona de mar Anthopleura …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el Programa de Apoyo a Proyectos de Investigación e Innovación Tecnológica (PAPIIT), con número de subvención IT200819. Los autores agradecen a Tom Musselman, Rock Paper Editing, LLC, por revisar la gramática inglesa de este manuscrito; y la asistencia técnica de Samanta Jiménez (CICESE, Ensenada), y Juan Manuel Barbosa Castillo (Instituto de Fisiología Celular, UNAM). También agradecemos al Dr. Augusto César Lizarazo Chaparro (CEPIPSA) por obtener sangre de oveja. Agradecemos especialmente al Dr. José Saniger Blesa, ICAT-UNAM, por las instalaciones de su laboratorio para la grabación de video.

Materials

15 mL conical centrifuge tube Corning 430766
2-Bromophenol blue Sigma B75808
2-mercaptoetanol Sigma-Aldrich M6250-100ML
50 mL conical centrifuge tubes Corning 430828
Acetic Acid Glacial J.T. Baker 9515-03
Acrylamide Promega V3115
Agarose Promega V3125
Bisacrylamide Promega V3143
Bovine Serum Albumin Fraction V Sigma A3059-100G
Bradford Protein Assays Bio-Rad 5000006
Calcium chloride Sigma-Aldrich C3306
Cell culture plates 96 well, V-bottom Corning 3894
Centrifuge Eppendorf 5804R
Centrifuge tubes Corning CLS430829
ChemiDoc MP system Bio-Rad 1708280
Citric acid Sigma-Aldrich 251275
Clear flat.bottom 96-Well Plates Thermo Scientific 3855
Coomassie Brilliant Blue G-250 Bio-Rad #1610406
Coomassie brilliant blue R-250 Bio-Rad 1610400
Dextrose J.T. Baker 1916-01
Ductless Enclosure Labconco Vertical https://imagej.nih.gov/ij ImageJ 1.53c
Gel Doc EZ Bio Rad. Gel Documentation System
Glycerol Sigma-Aldrich G5516-4L
Hemocytometer Marienfeld 650030
ImageJ (Software) NIH, USA Version 1.53c
Incubator 211 Labnet I5211 DS
Methanol J.T. Baker 9049-03
Mini-PROTEAN tetra cell Bio-Rad 1658000EDU
Na2HPO4 J.T. Baker 3824-01
NaCl J.T. Baker 3624-01
NaH2PO4.H2O J.T. Baker 3818-05
Origin software version 9 To design the plot with sigmoidal adjustments
Petridish Falcon 351007
Pipetman kit Gilson F167380
Precast mini gel BioRad 1658004
Prestained Protein Ladder Thermo Scientific 26620
Protease Inhibitor Cocktail Roche 11836153001
Protein Assay Dye Reagent Concentrate Bio-Rad 5000006
Rhodamine 6G Sigma-Aldrich 252433
SDS Sigma-Aldrich L4509
Sodium citrate dihydrate JT Baker 3646-01
Spectrophotometer THERMO SCIENTIFIC G10S UV-VIS
Tris Base Sigma-Aldrich 77-86-1
Volt Power Supply Hoefer PS300B

References

  1. Frazão, B., Vasconcelos, V., Antunes, A. Sea anemone (Cnidaria, Anthozoa, Actiniaria) toxins: an overview. Marine Drugs. 10 (8), 1812-1851 (2012).
  2. Jayathilake, J. M. N. J., Gunathilake, K. V. K. Cnidarian toxins: recent evidences for potential therapeutic uses. The European Zoological Journal. 87 (1), 708-713 (2020).
  3. Ramírez-Carreto, S., Miranda-Zaragoza, B., Rodríguez-Almazán, C. Actinoporins: From the structure and function to the generation of biotechnological and therapeutic tools. Biomolecules. 10 (4), 539 (2020).
  4. Fautin, D. G. Structural diversity, systematics, and evolution of cnidae. Toxicon. Official Journal of the International Society on Toxinology. 54 (8), 1054-1064 (2009).
  5. Moran, Y., et al. Analysis of soluble protein contents from the nematocysts of a model sea anemone sheds light on venom evolution. Marine Biotechnology. 15 (3), 329-339 (2013).
  6. Moran, Y., et al. Neurotoxin localization to ectodermal gland cells uncovers an alternative mechanism of venom delivery in sea anemones. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 279 (1732), 1351-1358 (2012).
  7. Grabski, A. C. Advances in preparation of biological extracts for protein purification. Methods in Enzymology. 463, 285-303 (2009).
  8. Bulati, M., et al. Partially purified extracts of sea anemone Anemonia viridis affect the growth and viability of selected tumour cell lines. BioMed Research International. 2016, 3849897 (2016).
  9. Orts, D. J. B., et al. Biochemical and electrophysiological characterization of two sea anemone type 1 potassium toxins from a geographically distant population of Bunodosoma caissarum. Marine Drugs. 11 (3), 655-679 (2013).
  10. Hader, D., Erzinger, G. . Bioassays: Advanced Methods and Applications. , (2017).
  11. Anderluh, G., Macek, P. Cytolytic peptide and protein toxins from sea anemones (Anthozoa: Actiniaria). Toxicon: Official Journal of the International Society on Toxinology. 40 (2), 111-124 (2002).
  12. Nevalainen, T. J., et al. Phospholipase A2 in cnidaria. Comparative Biochemistry and Physiology. Part B, Biochemistry & Molecular Biology. 139 (4), 731-735 (2004).
  13. Razpotnik, A., et al. A new phospholipase A2 isolated from the sea anemone Urticina crassicornis – its primary structure and phylogenetic classification. The FEBS Journal. 277 (12), 2641-2653 (2010).
  14. Dennis, E. A., Cao, J., Hsu, Y. -. H., Magrioti, V., Kokotos, G. Phospholipase A2 enzymes: Physical structure, biological function, disease implication, chemical inhibition, and therapeutic intervention. Chemical Reviews. 111 (10), 6130-6185 (2011).
  15. Bradford, M. M. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72, 248-254 (1976).
  16. Kwon, Y. -. C., Jewett, M. C. High-throughput preparation methods of crude extract for robust cell-free protein synthesis. Scientific Reports. 5, 8663 (2015).
  17. Eno, A. E., Konya, R. S., Ibu, J. O. Biological properties of a venom extract from the sea anemone, Bunodosoma cavernata. Toxicon: Official Journal of the International Society on Toxinology. 36 (12), 2013-2020 (1998).
  18. Morales-Landa, J. L., et al. Antimicrobial, antiprotozoal, and toxic activities of Cnidarian extracts from the Mexican Caribbean Sea. Pharmaceutical Biology. 45 (1), 37-43 (2007).
  19. Sánchez-Rodríguez, J., Cruz-Vazquez, K. Isolation and biological characterization of neurotoxic compounds from the sea anemone Lebrunia danae (Duchassaing and Michelotti, 1860). Archives of Toxicology. 80 (7), 436-441 (2006).
  20. de Oliveira, J. S., et al. Caissarolysin I (Bcs I), a new hemolytic toxin from the Brazilian sea anemone Bunodosoma caissarum: purification and biological characterization. Biochimica Et Biophysica Acta. 1760 (3), 453-461 (2006).
  21. Norton, R. S., et al. Purification and characterisation of proteins with cardiac stimulatory and haemolytic activity from the anemone Actinia tenebrosa. Toxicon: Official Journal of the International Society on Toxinology. 28 (1), 29-41 (1990).
  22. Gondran, M., Eckeli, A. L., Migues, P. V., Gabilan, N. H., Rodrigues, A. L. S. The crude extract from the sea anemone, Bunodosoma caissarum elicits convulsions in mice: possible involvement of the glutamatergic system. Toxicon: Official Journal of the International Society on Toxinology. 40 (12), 1667-1674 (2002).
  23. Dion, A. S., Pomenti, A. A. Ammoniacal silver staining of proteins: mechanism of glutaraldehyde enhancement. Analytical Biochemistry. 129 (2), 490-496 (1983).
  24. Ramírez-Carreto, S., et al. Identification of a pore-forming protein from sea anemone Anthopleura dowii Verrill (1869) venom by mass spectrometry. The Journal of Venomous Animals and Toxins Including Tropical Diseases. 25, 147418 (2019).
  25. Nelson, G. J. Studies on the lipids of sheep red blood cells. I. Lipid composition in low and high potassium red cells. Lipids. 2 (1), 64-71 (1967).
  26. Ramírez-Carreto, S., et al. Transcriptomic and proteomic analysis of the tentacles and mucus of Anthopleura dowii Verrill, 1869. Marine Drugs. 17 (8), 436 (2019).
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Ramírez-Carreto, S., Salazar-García, S. I., Macías Martínez, G., Rodríguez-Almazán, C. Identification of Hemolytic and Phospholipase Activity in Crude Extracts from Sea Anemones by Straightforward Bioassays. J. Vis. Exp. (181), e63630, doi:10.3791/63630 (2022).

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