Summary

Melanogaster drosophila Protocolo de injeção de larvas

Published: October 19, 2021
doi:

Summary

As moscas adultas de Drosophila melanogaster têm sido amplamente utilizadas como organismos modelo para investigar os mecanismos moleculares subjacentes às respostas imunes inatas antimicrobianas e estratégias de infecção microbiana. Para promover o estágio da larva D. melanogaster como um sistema modelo adicional ou alternativo, uma técnica de injeção larval é descrita.

Abstract

O uso de modelos não convencionais para estudar imunidade inata e virulência patógena fornece uma alternativa valiosa aos modelos mamíferos, que podem ser caros e levantar questões éticas. Modelos não convencionais são notoriamente baratos, fáceis de manusear e cultura, e não tomam muito espaço. Eles são geneticamente favoráveis e possuem sequências completas de genoma, e seu uso não apresenta considerações éticas. A mosca-das-frutas Drosophila melanogaster, por exemplo, forneceu grandes insights sobre uma variedade de pesquisas de comportamento, desenvolvimento, metabolismo e imunidade. Mais especificamente, d. melanogaster moscas adultas e larvas possuem várias reações de defesa inatas que são compartilhadas com animais vertebrados. Os mecanismos que regulam as respostas imunológicas têm sido revelados principalmente através de estudos genéticos e moleculares no modelo D. melanogaster . Aqui é fornecida uma nova técnica de injeção larval, que promoverá ainda mais investigações de processos imunológicos inatos em larvas de D. melanogaster e explorará a patogênese de uma ampla gama de infecções microbianas.

Introduction

O melanogaster de Drosophila tem sido imensamente utilizado em pesquisas biológicas e biomédicas por várias décadas, uma vez que o sofisticado conjunto de ferramentas genéticas e moleculares tem evoluído constantemente para análise de uma ampla gama de estudos1,2,3,4. Os aspectos evolutivamente conservados do desenvolvimento, da homeostase e da imunidade inata em D. melanogaster tornaram-no um valioso organismo modelo para estudar várias doenças humanas e insetos5,6. Notavelmente, o papel fundamental do modelo D. melanogaster para estudar imunidade tem sido em grande parte exemplificado em estudos de moscas adultas. No entanto, estudos de larvas de D. melanogaster também contribuíram para o conhecimento atual e exploraram principalmente as respostas imunes celulares, especificamente para infecções por vespas e nematoides que ocorrem através da cutícula de inseto7,8, 9,10. As larvas de melanogaster de Drosophila possuem três tipos diferentes de células sanguíneas, coletivamente chamadas de hemócitos: plasmatócitos, células cristalinas e lamellocitos11,12,13. Essas células podem montar uma série de respostas imunes quando as larvas de D. melanogaster são infectadas com patógenos como bactérias, fungos, vírus e parasitas14,15,16. As respostas imunes celulares incluem o engolamento direto (fagocitose) de pequenas moléculas ou bactérias, melanização, encapsulamento de patógenos maiores, como ovos parasitoides, e produção de espécies reativas de oxigênio (ROS) e sintetizadores de óxido nítrico (NOS)17,18,19.

Em contraste, menos estudos foram publicados sobre o uso do modelo larval D. melanogaster para analisar respostas imunes humorais. Isso se deve principalmente à aplicação de ensaios alimentares para infecção oral de larvas D. melanogaster e vários desafios associados a larvas de microinjeção, incluindo o manuseio preciso de larvas e o uso adequado do microacle, especialmente durante a penetração20,21. Assim, o conhecimento limitado da infecção larval e das dificuldades técnicas (ou seja, alta mortalidade) têm dificultado o uso do modelo larval de D. melanogaster. Um modelo larval terá o potencial de identificar novos mecanismos moleculares que fornecerão mais insights sobre as interações hospedeiro-patógeno e a indução de respostas imunes inatas específicas de hospedeiro contra infecções patogênicas.

Aqui um protocolo simples e eficiente que pode ser usado para injetar larvas D. melanogaster com vários patógenos, como bactérias, é descrito em detalhes. Em particular, as larvas de D. melanogaster são usadas para injeções com o patógeno humano Photorhabdus asymbiotica e as bactérias não patogênicas Escherichia coli. Este método pode ser usado para a manipulação e análise das respostas imunes de D. melanogaster a várias infecções microbianas.

Protocol

1. Criação de moscas NOTA: O ciclo de vida de D. melanogaster é dividido em quatro estágios: embrião, larva, pupa e adulto. O tempo de geração com condições ideais de criação em laboratório (~25 °C, 60% de umidade e alimento suficiente) é de aproximadamente 10 dias de óvulo fertilizado a adulto fechado. As fêmeas colocam ~100 embriões por dia, e a embriogênese dura cerca de 24 h22. As larvas passam por três estágios de desenvo…

Representative Results

Quando realizadas corretamente, as injeções de larvas de D. melanogaster mostram um efeito específico da bactéria. Os dados de sobrevivência foram coletados em vários pontos de tempo após infecções de P. asmbiotica (cepa ATCC43943), E. coli (cepa K12) e PBS (Figura 4). Considerando que as larvas de D. melanogaster são suscetíveis à P. assbiotica, o que compromete a sobrevivência rapidamente, as larvas injetadas com controles E. co…

Discussion

Drosophila melanogaster está entre os modelos mais valiosos e experimentalmente manipulados usados para investigações de imunidade inata e patogênese de várias infecções microbianas. Isso se deve ao seu ciclo de vida simples e rápido, simples manutenção em um laboratório, genética evolutiva bem estabelecida e diversa caixa de ferramentas genéticas. Métodos anteriores de injeções de larvas D. melanogaster, como o uso de um dispositivo microfluido híbrido ou um micromanipulador narishige,…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos aos membros do Departamento de Ciências Biológicas da Universidade George Washington (GWU) pela leitura crítica do manuscrito. GT foi apoiado através de uma bolsa de verão Harlan da GWU. Todas as figuras gráficas foram feitas usando BioRender.

Materials

Fly Food B (Bloomington Recipe) LabExpress 7001-NV Food B, in narrow vials, 100 vials/tray
100 x 15, Mono Petri Dishes Fully Stackable VWR 25384-342 Diameter 100 x 15 mm
60 x 15, Mono Petri dishes Fully Stackable VWR 25384-092 Diameter 60 x 15 mm
Glass capillaries VWR 53440-186
Grade 1 qualitative filter paper standard grade, circle VWR 28450-150 Diameter 150 mm
Lab culture Class II Type A2 Biosafety Safety Cabinet ESCO LA2-4A2-E
LB Agar Fisher Scientific BP1425-500 LB agar miller powder 500 g
LB Broth Fisher Scientific BP1426-500 LB broth miller powder 500 g
Mineral oil Alfa Aesar, Thermo Fisher Scientific 31911-A1
NanoDrop 2000/2000c Spectrophotometer Thermo Fisher Scientific ND-2000C
Nanoject III Programmable Nanoliter Injector Drummond 3-000-207
Narrow Drosophila Vials, Polystyrene Genesee Scientific 32-109
Needles, hypodermic VWR 89219-316 22 G, 25 mm
Next Generation Micropipette Puller World Precision Instruments SU-P1000
PBS VWR 97062-732 Buffer PBS tablets biotech grade 200tab
Prism GraphPad Version 8
Syringes – plastic, disposable VWR 76124-652 20 mL
Trypan Blue Sigma-Aldrich T8154

References

  1. Takehana, A., et al. Overexpression of a pattern-recognition receptor, peptidoglycan-recognition protein-LE, activates imd/relish-mediated antibacterial defense and the prophenoloxidase cascade in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 99 (21), 13705-13710 (2002).
  2. Senger, K., Harris, K., Levine, M. GATA factors participate in tissue-specific immune responses in Drosophila larvae. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103 (43), 15957-15962 (2006).
  3. Kenmoku, H., Hori, A., Kuraishi, T., Kurata, S. A novel mode of induction of the humoral innate immune response in Drosophila larvae. Disease Models & Mech.anisms. 10, 271-281 (2017).
  4. Kenney, E., Hawdon, J. M., O’Halloran, D., Eleftherianos, I. Heterorhabditis bacteriophora excreted-secreted products enable infection by Photorhabdus luminescens through suppression of the Imd pathway. Frontiers in Immunology. 10, 2372 (2019).
  5. Cherry, S., Silverman, N. Host-pathogen interactions in Drosophila: New tricks from an old friend. Nature Immunology. 7 (9), 911-917 (2006).
  6. Younes, S., Al-Sulaiti, A., Nasser, E., Najjar, H., Kamareddine, L. Drosophila as a model organism in host-pathogen interaction studies. Frontiers in Cellular and Infection Microbiology. 10, 214 (2020).
  7. Kenney, E., Hawdon, J. M., O’Halloran, D. M., Eleftherianos, I. Secreted virulence factors from Heterorhabditis bacteriophora highlight its utility as a model parasite among Clade V nematodes. International Journal for Parasitology. 51 (5), 321-325 (2021).
  8. Castillo, J. C., Reynolds, S. E., Eleftherianos, I. Insect immune responses to nematode parasites. Trends in Parasitology. 27 (12), 537-547 (2011).
  9. Leitão, A. B., Bian, X., Day, J. P., Pitton, S., Demir, E., Jiggins, F. M. Independent effects on cellular and humoral immune responses underlie genotype-by-genotype interactions between Drosophila and parasitoids. PLoS Pathogens. 15 (10), 1008084 (2019).
  10. Ramroop, J. R., Heavner, M. E., Razzak, Z. H., Govind, S. A. Parasitoid wasp of Drosophila employs preemptive and reactive strategies to deplete its host’s blood cells. PLoS Pathogens. 17 (5), 1009615 (2021).
  11. Vlisidou, I., Wood, W. Drosophila blood cells and their role in immune responses. The FEBS Journal. 282 (8), 1368-1382 (2015).
  12. Harnish, J. M., Link, N., Yamamoto, S. Drosophila as a model for infectious diseases. International Journal of Molecular Sciences. 22 (5), 2724 (2017).
  13. Lemaitre, B., Hoffmann, J. The host defense of Drosophila melanogaster. Annual Reviews of Immunology. 25, 697-743 (2007).
  14. Garriga, A., Mastore, M., Morton, A., Pino, F. G., Brivio, M. F. Immune response of Drosophila suzukii larvae to infection with the nematobacterial complex Steinernema carpocapsae-Xenorhabdus nematophila. Insects. 11 (4), 210 (2020).
  15. Trienens, M., Kraaijeveld, K., Wertheim, B. Defensive repertoire of Drosophila larvae in response to toxic fungi. Molecular Ecology. 26 (19), 5043-5057 (2017).
  16. Tafesh-Edwards, G., Eleftherianos, I. Drosophila immunity against natural and nonnatural viral pathogens. Virology. 540, 165-171 (2020).
  17. Gold, K. S., Brückner, K. Macrophages and cellular immunity in Drosophila melanogaster. Seminars in Immunology. 27 (6), 357-368 (2015).
  18. Dudzic, J. P., Kondo, S., Ueda, R., Bergman, C. M., Lemaitre, B. Drosophila innate immunity: regional and functional specialization of prophenoloxidases. BMC Biology. 13, 81 (2015).
  19. Honti, V., Csordás, G., Kurucz, &. #. 2. 0. 1. ;., Márkus, R., Andó, I. The cell-mediated immunity of Drosophilamelanogaster: hemocyte lineages, immune compartments, microanatomy and regulation. Developmental and Comparative Immunology. 42 (1), 47-56 (2014).
  20. Siva-Jothy, J. A., Prakash, A., Vasanthakrishnan, R. B., Monteith, K. M., Vale, P. F. Oral bacterial infection and shedding in Drosophila melanogaster. Journal of Visualized Experiments: JoVE. (135), e57676 (2021).
  21. Zabihihesari, A., Hilliker, A. J., Rezai, P. Localized microinjection of intact Drosophila melanogaster larva to investigate the effect of serotonin on heart rate. Lab on a Chip. 20 (2), 343-355 (2020).
  22. Flatt, T. Life-history evolution and the genetics of fitness components in Drosophila melanogaster. 遗传学. 214 (1), 3-48 (2020).
  23. Ciche, T. A., Sternberg, P. W. Postembryonic RNAi in Heterorhabditis bacteriophora: a nematode insect parasite and host for insect pathogenic symbionts. BMC Developmental Biology. 7, 101 (2007).
  24. Joyce, S. A., Watson, R. J., Clarke, D. J. The regulation of pathogenicity and mutualism in Photorhabdus. Current Opinion in Microbiology. 9 (2), 127-132 (2006).
  25. Yang, G., Waterfield, N. R. The role of TcdB and TccC subunits in secretion of the Photorhabdus Tcd toxin complex. PLoS Pathogens. 9 (10), 1003644 (2013).
  26. Shokal, U., et al. Effects of co-occurring Wolbachia and Spiroplasma endosymbionts on the Drosophila immune response against insect pathogenic and non-pathogenic bacteria. BMC Microbiology. 16, 16 (2016).
  27. Tomoyasu, Y., Denell, R. E. Larval RNAi in Tribolium (Coleoptera) for analyzing adult development. Development Genes and Evolution. 214 (11), 575-578 (2004).

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Cite This Article
Tafesh-Edwards, G., Kenney, E., Eleftherianos, I. Drosophila melanogaster Larva Injection Protocol. J. Vis. Exp. (176), e63144, doi:10.3791/63144 (2021).

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