Livraison intra-artérielle de cellules souches neuronales au cerveau du rat et de la souris : application à l’ischémie cérébrale
Summary
Une méthode pour fournir des cellules souches neurales, adaptable pour injecter des solutions ou des suspensions, par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) après un AVC ischémique est rapporté. Les cellules injectées sont réparties largement dans tout le parenchyme cérébral et peuvent être détectées jusqu’à 30 d après l’accouchement.
Abstract
La thérapie à base de cellules souches neuronales est un nouveau traitement novateur pour les accidents vasculaires cérébraux, les lésions cérébrales traumatiques et les troubles neurodégénératifs. Par rapport à la livraison intracrânienne, l’administration intra-artérielle des NSC est moins invasive et produit une distribution plus diffuse des NSC dans le parenchyme cérébral. En outre, la livraison intra-artérielle permet l’effet de première passe dans la circulation du cerveau, réduisant le potentiel de piégeage des cellules dans les organes périphériques, tels que le foie et la rate, une complication associée aux injections périphériques. Ici, nous détaillons la méthodologie, chez les souris et les rats, pour la livraison des NSC par l’artère carotide commune (souris) ou l’artère carotide externe (rat) à l’hémisphère ipsilateral après un accident vasculaire cérébral ischémique. À l’aide de NSC étiquetés GFP, nous illustrons la distribution généralisée réalisée dans tout l’hémisphère ipsilateral des rongeurs à 1 d, 1 semaine et 4 semaines après l’accouchement postischemique, avec une densité plus élevée dans ou près du site de blessures ischémiques. En plus de la survie à long terme, nous montrons des preuves de différenciation des cellules étiquetées GFP à 4 semaines. L’approche de livraison intra-artérielle décrite ici pour les NSC peut également être utilisée pour l’administration de composés thérapeutiques, et a donc une large applicabilité aux diverses lésions du SNC et les modèles de maladies chez plusieurs espèces.
Introduction
La thérapie à base de cellules souches (SC) offre un potentiel énorme en tant que traitement des maladies neurologiques, y compris les accidents vasculaires cérébraux, les traumatismes crâniens et la démence1,2,3,4,5,6. Cependant, une méthode efficace pour fournir des SC exogènes au cerveau malade reste problématique2,6,7,8,9,10,11,12,13. Les SC délivrés par voie d’accouchement périphérique, y compris l’injection intraveineuse (IV) ou intrapéritoneal (IP), sont soumis à un filtrage de première passe dans la microcirculation, en particulier dans le poumon, le foie, la rate et les muscles8,9,13,14, augmentant les chances d’accumulation de cellules dans les zones non ciblées. La méthode invasive d’injection intracérébrale entraîne des lésions localisées des tissus cérébraux et une distribution très restreinte des SC près du site d’injection2,6,8,14,15,16. Nous avons récemment établi une méthode d’injection intra-artérielle basée sur le cathéter pour fournir des SC neuronaux exogènes (NSC), qui est décrit ici appliqué dans un modèle de rongeur de course ischémique focale. Nous indussons transitoire (1 h) des dommages d’ischémie-reperfusion dans un hémisphère utilisant un filament enduit de caoutchouc de silicone pour occluser l’artère cérébrale moyenne gauche (MCA) dans la souris ou le rat17,18,19. Dans ce modèle, nous avons reproductiblement observé environ 75-85% dépression du flux sanguin cérébral (CBF) dans l’hémisphère ipsilateral avec Laser Doppler ou Laser speckle image image17,19, produisant des déficits neurologiques cohérents17,18,19.
Pour gagner du temps, la vidéo est réglée pour jouer à deux fois la vitesse normale et les procédures chirurgicales de routine telles que la préparation de la peau et la fermeture des plaies avec suture et l’utilisation et l’installation de la pompe à seringues motorisées ne sont pas présentés. La méthode de l’administration intra-artérielle des NSC est démontrée dans le contexte du modèle d’occlusion cérébrale moyenne (MCAO) de course expérimentale chez les rongeurs. Par conséquent, nous incluons la procédure transitoire d’AVC ischémique afin de démontrer plus tard comment la deuxième chirurgie, l’injection intra-artérielle, est exécutée utilisant le site chirurgical précédent sur le même animal. La faisabilité de l’administration intra-artérielle de la CSN dans les modèles d’AVC de rongeurs est démontrée par l’évaluation de la distribution et de la survie des NSC exogènes. L’efficacité de la thérapie de NSC pour atténuer la pathologie de cerveau et le dysfonctionnement neurologique sera rapportée séparément.
Protocol
Representative Results
Discussion
La thérapie de cellules souches pour les maladies neurologiques est encore à un stade exploratoire précoce. Un problème majeur est qu’il n’existe pas de méthode établie pour une livraison suffisante de SC ou de NSC dans le cerveau.
Bien que des CSC/NSC exogènes puissent être détectés dans le cerveau après l’injection intraveineuse (IV), intrapéritoneal (IP) ou intraparenchymal/intracérébrale, chaque approche d’accouchement présente des inconvénients. On estime que la po…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Cette recherche a été soutenue par ce qui suit : Prix AHA 14SDG20480186 pour LC, équipe d’innovation sujet de l’Université Shanxi de médecine chinoise 2019-QN07 pour BZ, et Kentucky Spinal Cord and Head Injury Research Trust subvention 14-12A pour KES et LC.
Materials
| 20 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305175 | preparation of injection catheter |
| 26 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305111 | preparation of injection catheter |
| 27 G needle | Becton & Dickinson | BD PrecisionGlide 305136 | preparation of injection catheter |
| 4-0 NFS-2 suture with needle | Henry Schein Animal Health | 56905 | surgery |
| 6-0 nylon suture | Teleflex/Braintree Scientific | 104-s | surgery |
| Accutase | STEMCELL Technologies | 7922 | cell detachment solution |
| blade | Bard-Parker | 10 | surgery |
| Buprenorphine-SR Lab | ZooPharm | Buprenorphine-SR Lab® | analgesia (0.6-1 mg/kg over 3 d) |
| Calcium/magnisum free PBS | VWR | 02-0119-0500 | NSC dissociation |
| DCX antibody | Millipore | AB2253 | immunostaining |
| GFAP antibody | Invitrogen | 180063 | immunostaining |
| Isoflurane | Henry Schein Animal Health | 50562-1 | surgery |
| MCAO filament for mouse | Doccol | 702223PK5Re | surgery |
| MCAO filament for rat | Doccol | 503334PK5Re | surgery |
| MRE010 catheter | Braintree Scientific | MRE010 | preparation of injection catheter |
| MRE025 catheter | Braintree Scientific | MRE025 | preparation of injection catheter |
| MRE050 catheter | Braintree Scientific | MRE050 | preparation of injection catheter |
| Nu-Tears Ointment | NuLife Pharmaceuticals | Nu-Tears Ointment | eye care during surgery |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Angled | Fine Science Tools | 00649-11 | surgery |
| S&T Forceps – SuperGrip Tips JF-5TC Straight | Fine Science Tools | 00632-11 | surgery |
| Superglue | Pacer Technology | 15187 | preparation of injection catheter |
| syringe pump | Kent Scientific | GenieTouch | surgery |
| Tuj1 antibody | Millipore | MAb1637 | immunostaining |
| two-component 5 minute epoxy | Devcon | 20445 | preparation of injection catheter |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-08 | surgery |
| vascular clamps | Fine Science Tools | 00400-03 | surgery |
| Zeiss microscope | Zeiss | Axio Imager 2 | microscopy |
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