Vi beskriver og beskriver bruken av det translaminar autonome systemet. Dette systemet bruker det menneskelige bakre segmentet til selvstendig å regulere trykket inne i segmentet (intraokulær) og rundt synsnerven (intrakraniell) for å generere en translaminartrykkgradient som etterligner egenskaper av glaucomatous optisk nevropati.
Det er et nåværende udekket behov for en ny preklinisk menneskelig modell som kan målrette sykdomsetiologi ex vivo ved hjelp av intrakranielt trykk (ICP) og intraokulært trykk (IOP) som kan identifisere ulike patogene paradigmer relatert til glaukompatogenese. Ex vivo humant fremre segment perfusjon organkultur modeller har tidligere blitt vellykket brukt og anvendt som effektive teknologier for oppdagelsen av glaukom patogenese og testing av terapeutiske midler. Preklinisk legemiddelscreening og forskning utført på ex vivo humane organsystemer kan oversettes mer til klinisk forskning. Denne artikkelen beskriver i detalj generering og drift av en ny utrops menneskelig translaminartrykkmodell kalt translaminar autonome system (TAS). TAS-modellen kan uavhengig regulere ICP og IOP ved hjelp av humane donor posterior segmenter. Modellen gjør det mulig å studere patogenese på en preklinisk måte. Det kan redusere bruken av levende dyr i oftalmisk forskning. I motsetning til in vitro eksperimentelle modeller, kan optisk nervehode (ONH) vevsstruktur, kompleksitet og integritet også opprettholdes i ex vivo TAS-modellen.
Globale anslag i nyere undersøkelser tyder på at 285 millioner mennesker lever med synshemming, inkludert 39 millioner som er blinde1. I 2010 dokumenterte Verdens helseorganisasjon at tre av de ni oppførte ledende årsakene til blindhet forekommer i det bakre segmentet av øyet1. Bakre segment øyesykdommer involverer netthinnen, choroid og optisk nerve2. Netthinnen og synsnerven er sentralnervesystemet (CNS) utvidelser av hjernen. Retinal ganglion celle (RGC) axoner er sårbare for skade fordi de går ut av øyet gjennom synsnerven hodet (ONH) for å danne synsnerven3. ONH er fortsatt det mest sårbare punktet for RGC-axonene på grunn av 3D-maskearbeidet til bindevevsbjelker kalt lamina cribrosa (LC)4. ONH er det første stedet for fornærmelse mot RGC-aksoner i glaukom5,6,7, og genuttrykksendringer innen ONH har blitt studert i okulær hypertensjon og glaukommodeller8,9,10. RGC-aksonene er utsatt ved ONH på grunn av trykkforskjeller mellom det intraokulære rommet, kalt intraokulært trykk (IOP), og innenfor det eksterne perioptiske subarachnoid-rommet, kalt intrakranielt trykk (ICP)11. LC-regionen skiller begge områdene, og opprettholder normale trykkforskjeller, med IOP fra 10-21 mmHg og ICP fra 5-15 mmHg12. Trykkforskjellen gjennom lamina mellom de to kamrene kalles translaminartrykkgradienten (TLPG)13. En stor risikofaktor for glaukom er forhøyet IOP14.
Økt IOP øker belastningen innenfor og over hele laminærregionen6,15,16. Eksperimentelle observasjoner hos mennesker og dyremodeller presenterer ONH som det første stedet for axonal skade17,18. Det biomekaniske paradigmet til IOP-relatert stress og belastning som forårsaker glaucomatous skade ved ONH påvirker også patofysiologien til glauoma19,20,21. Selv om trykkinduserte endringer hos mennesker mekanisk skader RGC-axoner22, kan gnagere som mangler kollagenplater i lamina også utvikle glaukom7,23. I tillegg er forhøyet IOP fortsatt den mest fremtredende risikofaktoren hos primære åpenvinkelglaukompasienter, mens normale spenningsglaukompasienter utvikler glaucomatøs optisk nevropati selv uten forhøyet IOP. Videre er det også en undergruppe av okulære hypertensive pasienter som ikke viser noen optisk nerveskade. Det har også blitt antydet at cerebrospinalvæsketrykk (CSFp) kan spille en rolle i glaukompatogenese. Bevis indikerer at ICP senkes til ~ 5 mmHg hos glaukompasienter sammenlignet med normale individer, og forårsaker dermed økt translaminartrykk og spiller en avgjørende rolle i sykdom24,25. Tidligere ble det demonstrert i en hundemodell, at ved å kontrollere IOP- og CSFp-endringer, kan det være store forskyvninger av den optiske platen26. Heving av CSFp i svineøyne har også vist økt hovedstamme i LC-regionen og retrolaminar nevralt vev. Økt belastning på RGC-ene og LC-regionen bidrar til axonal transportblokkering og tap av RGCer27. Progressiv degenerasjon av RGCer har vært forbundet med tap av trofisk støtte28,29, stimulering av inflammatoriske prosesser / immunregulering30,31, og apoptotiske effektorer29,32,33,34,35. I tillegg forårsaker axonal skade (figur 3) skadelige effekter på RGCene, og utløser regenerativ feil36,37,38,39. Selv om effektene av IOP er godt studert, er det utført minimal forskning på unormale translaminartrykkendringer. De fleste behandlinger for glaukom fokuserer på å stabilisere IOP. Men selv om senking av IOP bremser sykdomsprogresjonen, reverserer den ikke synsfelttap og forhindrer fullstendig tap av RGCer. Forstå trykkrelaterte nevrodegenerative endringer i glaukom vil være avgjørende for å forhindre RGC-død.
Nåværende bevis indikerer at translaminartrykkmoduleringer på grunn av ulike mekaniske, biologiske eller fysiologiske endringer hos pasienter som lider av traumatiske eller nevrodegenerative synshemminger, kan forårsake betydelig synstap. For tiden finnes det ingen sann preklinisk menneskelig bakre segmentmodell som kan tillate studiet av glaucomatous biomekanisk skade i ex vivo human ONH. Observasjon og behandling av det bakre segmentet av øyet er en stor utfordring i oftalmologi27. Det er fysiske og biologiske barrierer for å målrette det bakre øyet, inkludert høye eliminasjonsrater, blodretinal barriere og potensielle immunologiske responser40. De fleste effekt- og sikkerhetstester for nye legemiddelmål oppnås ved hjelp av in vitro cellulære og in vivo dyremodeller41. Okulær anatomi er kompleks, og in vitro-studier etterligner ikke nøyaktig de anatomiske og fysiologiske barrierene som presenteres av vevsmodellsystemer. Selv om dyremodeller er en nødvendighet for farmakokinetiske studier, kan den okulære fysiologien til det menneskelige bakre øyet variere mellom ulike dyrearter, inkludert cellulær anatomi i netthinnen, vaskulaturen og ONH41,42.
Bruk av levende dyr krever intensive og detaljerte etiske forskrifter, høy økonomisk forpliktelse og effektiv reproduserbarhet43. Nylig har det oppstått flere andre retningslinjer for etisk bruk av dyr i eksperimentell forskning44,45,46. Et alternativ til dyreforsøk er bruk av ex vivo menneskelige øyemodeller for å undersøke sykdomspatogenese og potensiell analyse av legemidler for å beskytte ONH-skade. Humant postmortem vev er en verdifull ressurs for å studere menneskelige sykdomsparadigmer, spesielt når det gjelder menneskelige nevrodegenerative sykdommer, fordi identifisering av potensielle stoffer utviklet i dyremodeller krever at behovet for å kunne oversettes til mennesker47. Ex vivo human donor vev har blitt mye brukt til studiet av menneskelige lidelser47,48,49, og humant fremre segmentet perfusjon organ kultursystemer har tidligere gitt en unik ex vivo modell for å studere patofysiologi av forhøyet IOP50,51,52.
For å studere translaminartrykk relatert til IOP og ICP i menneskelige øyne, designet og utviklet vi vellykket et tokammertranslaminar autonomt system (TAS) som selvstendig kan regulere IOP og ICP ved hjelp av bakre segmenter fra menneskelige donorøyne. Det er den første ex vivo menneskelige modellen som studerer translaminartrykk og utnytter de biomekaniske effektene av TLPG på ONH.
Denne ex vivo menneskelige TAS-modellen kan brukes til å oppdage og klassifisere cellulære og funksjonelle modifikasjoner som oppstår på grunn av kronisk forhøyelse av IOP eller ICP. I denne rapporten beskriver vi den trinnvise protokollen for dissekering, oppsett og overvåking av TAS human posterior segmentmodell. Protokollen vil tillate andre forskere å effektivt reprodusere denne nye ex vivo trykksatte menneskelige bakre segmentmodellen for å studere biomekanisk sykdomspatogenese.
Humant postmortem vev er en spesielt verdifull ressurs for å studere menneskelige nevrodegenerative sykdommer fordi identifisering av potensielle legemidler utviklet i dyremodeller må oversettes til mennesker47. Effektene av menneskelig IOP-høyde er veletablerte, men det er utført minimal forskning på unormale ONH-translaminartrykkendringer. Selv om det finnes flere dyremodeller og endelig modellering av menneskelig ONH, finnes det ingen ex vivo menneskelig modell for å studere translaminart…
The authors have nothing to disclose.
Støtten til dette prosjektet var gjennom skjønnsmessige midler fra Dr. Colleen M. McDowell. Dette arbeidet ble delvis støttet av et ubegrenset tilskudd fra Research to Prevent Blindness, Inc. til UW Madison Department of Ophthalmology and Visual Sciences. Vi takker Dr. Abbot F. Clark og Weiming Mao for deres tekniske hjelp med perfusjonsorgankulturmodellen. Vi takker Lions Eye Institute for Transplant and Research (Tampa, FL) for å ha gitt de menneskelige donorøyne.
#122, 1-1/8" Inside x 1-5/16" Outside Diam, Viton O-Ring, 3/32" Thick, 755 Durometer 50 Pack |
Amazon | B07DRGPPZJ | |
114 Buna-N O-Ring, 70A Durometer, Black, 5/8" ID, 13/16" OD, 3/32" Width (Pack of 100) | Amazon | B000FMYRHK | |
30 mL Syringes without Needle | Vitality Medical | 302832 | |
3-Way Stopcock, 2 Female Luer Locks, Swivel Male Luer Lock, Vented Cap | QOSINA | 2C6201 | |
4-40 X 1/2 PH PAN MS SS/CHROME & appropriate sized phillips screwdriver | Brikksen Stainless Steel Fastners | PPMSSSCH4C.5 | |
ANPROLENE 16 LARGE AMPULE | Fisher Scientific | NC9085343 | |
Betadine | Purdue | PUR1815001EACH | |
Corning 100 x 20mm tissue-culture treated culture dishes | Sigma-Aldrich | CLS430167-100EA | |
Corning L-glutamine Solution | Fisher Scientific | MT25005CI | |
Covidien 3033 Curity Gauze Sponge, 4" x 4", 12-Ply, Sterile, 1200/CS | Med Plus Medical Supply | COV-3033-CS | |
Dressing Forceps Delicate Curved (serrated) | Katena | K5-4010 | |
Dumont #5 – Fine Forceps | F.S.T. | 11254-20 | |
Eye Scissors Standard Curved | Katena | K4-7410 | |
Falcon 150 x 15mm Plain Sterile Disposable Petri Dishes | Capitol Scientific | 351058 | |
Fisherbrand 4 oz. Specimen Containers | Fisher Scientific | 16-320-730 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-54 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-55 | |
Fisherbrand Instant Sealing Sterilization Pouches | Fisher Scientific | 01-812-58 | |
HyClone Dulbecco's Modified Eagles Medium | Fisher Scientific | SH3024302 | |
HyClone Penicillin Streptomycin 100X Solution | Fisher Scientific | SV30010 | |
Hydrophilic Filter with Female Luer Lock Inlet, Male Luer Slip Outlet, Blue and Clear | Qosina | 28217 | |
Hydrostatic pressure transducers, DELTRAN ® II, Catalog # DPT-200 with a 3CC/HR flow rate | AD instruments | DPT-200 | |
JG15-0.5HPX 15 Gauge 0.5" NT Premium Series Dispensing Tip 50/Box | Jenson Global | JG15-0.5HPX 15 | |
Keyence B2‐X710 microscope | Keyence | B2-X710 | |
LabChart 8 | AD instruments | LabChart 8 | |
Leica ST5020 Multi-stainer | Leica | ST5020 | |
Non-Vented Universal Luer Lock Cap, White | QOSINA | 65811 | |
Octal Bridge Amp (Model # FE228) | AD instruments | FE228 | |
Pharmco Products ETHYL ALCOHOL, 200 PROOF | Fisher Scientific | NC1675398 | |
Phosphate Buffered Solution (PBS) | Sigma-Aldrich | D8537-500ML | |
PowerLab 8/35 (Model # PL3508) | AD instruments | PL3508 | |
ProLong Gold Antifade Mountant with DAPI | ThermoFisher | P36935 | |
Push-to-Connect Tube Fitting for Air and Water Straight Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 NPT Male | McMAster-Carr | 7880T113 | |
Push-to-Connect Tube Fitting with Universal Thread for Air and Water, Adapter, 1/8" Tube OD x 1/8 Pipe | McMAster-Carr | 51235K101 | |
Saint-Gobain Tygon S3 E-3603 Flexible Tubing 500 ft. | Fisher Scientific | 14-171-268 | |
Superblock T20 | Fisher Scientific | PI37536 | |
Surgical Scissors – Sharp-Blunt | F.S.T. | 14001-14 | |
Tissue Forceps Delicate 1×2 Teeth Curved | Katena | K5-4110 | |
Translaminar Autonomous System (TAS) | University of North Texas Health Science Center | N/A | |
USA Size 030 O-ring Buna-N, B1000, 70 Durometer, Black, Buna-N (NBR, Nitrile, Buna) |
Marco Rubber & Plastics | B1000-030 |