Summary

בודד סינפסה אינדיקטורים של גלוטמט שחרור ספיגה בפרוסות המוח חריפה מעכברים נורמלי הנטינגטון

Published: March 11, 2020
doi:

Summary

אנו מציגים פרוטוקול כדי להעריך את האיזון בין שחרור גלוטמט לבין הסיווג ב corticostriatal glutamatergic בודד בפרוסות חריפה מעכברים למבוגרים. פרוטוקול זה משתמש חיישן פלורסנט iGluu עבור זיהוי גלוטמט, מצלמה scmos עבור רכישת אותות והתקן עבור תאורה לייזר מוקד.

Abstract

הסינפסות הן יחידות פונקציונליות מאוד הפועלות באופן עצמאי אחד על השני. ב מחלת הנטינגטון (HD) ואחרים הפרעות ניווניות, עצמאות זו עלולה להיות בסכנה עקב הסיווג גלוטמט מספיק וכתוצאה מכך לשפוך ולשפוך את ההשפעות. כיסוי astrocytic משתנה של מסופי טרום סינפטיות ו/או שדוניים הדנדריטי, כמו גם גודל מופחת של אשכולות הטרנספורטר גלוטמט ב גלוטמט שחרור אתרים היו מעורבים בפתוגנזה של מחלות וכתוצאה מכך הסימפטומים של dys-/היפרקינססיa. עם זאת, המנגנונים המובילים את התפקוד של הסינפסות glutamatergic ב-HD אינם מובנים היטב. שיפור והחלה של הדמיה סינפסה הצלחנו להשיג נתונים ששפוך אור חדש על המנגנון מסכל את החניכה של תנועות. כאן, אנו מתארים את האלמנטים העיקריים של גישה זולה יחסית כדי להשיג החלטה סינפסה באמצעות החדש מקודד גנטית חיישן מהיר במיוחד iGluu, אופטיקה שדה רחב, מדעי ה-CMOS (scmos) מצלמה, 473 ננומטר לייזר ומערכת מיצוב לייזר כדי להעריך את המצב של סינפסות corticostriatal בפרוסות חריפה מן הגיל מטרואנטים גלוטמט נבנו מפיקסלים בודדים או מרובים כדי לקבל הערכות של i) שחרור גלוטמט מבוסס על העלאת המקסימלית של הריכוז גלוטמט [לגלו] ליד האזור הפעיל ii) ספיגת גלוטמט משתקף בזמן קבוע של ריקבון (טאוד) של perisynaptic [לגלו]. הבדלים מונחים על גודל בוטון ודפוסי מנוגדים של הפלסטיות לטווח קצר שימשו כקריטריונים לזיהוי של מסופים corticostriatal כשייכים לintratelencephalic (IT) או המסלול בדרכי במערכת (PT). באמצעות שיטות אלה, גילינו כי בעכברי HD סימפטומטי ~ 40% מסוג PT-type corticostriatal הציגו סיווג גלוטמט מספיק, הרומז כי הסינפסות האלה עשויים להיות בסיכון לנזק מרגש. התוצאות להדגיש את התועלת של TauD כמו סמנים של סינפסות תפקוד בעכברים הנטינגטון עם פנוטיפ היפוקינטית.

Introduction

ההשפעה היחסית של כל מסוף סינפטית השייכת ל”קשר יוניטרית” (כלומר, הקשר בין 2 תאי עצב) מוערך בדרך כלל על ידי השפעתו על החלק הראשוני של תא העצב הפוסט-סינפטית1,2. הקלטות סומטיים ו/או דנדריטים מנוירונים פוסט-סינפטיות מייצגות את הנפוצים ביותר, עד כה, גם האמצעים היצרניים ביותר להבהרת עיבוד מידע בפרספקטיבה מלמעלה-למטה או אנכית3,4,5. עם זאת, הנוכחות של אסטרוציטים עם נפרדת שלהם (במכרסמים) שטחים לא חופפים עשויים לתרום פרספקטיבה אופקית המבוססת על מנגנונים מקומיים של חילופי אותות, אינטגרציה וסנכרון באתרי סינפטיות6,7,8,9,10.

כי ידוע כי משחק אסטרוליה, באופן כללי, תפקיד מרכזי בפתוגנזה של מחלה נוירוניווניות11,12 , בפרט, תפקיד תחזוקה ופלסטיות של glutamatergic סינפסות13,14,15,16, זה אפשרי כי שינויים בביצועי סינפטית להתפתח בהתאם למצב של astroglia באזור היעד המשותף של סיבי כלי לימפה עם מוצא מגוון. כדי להמשיך לחקור את היעד-/astroglia-נגזרות מנגנונים התקינה המקומית בריאות ומחלות, יש צורך להעריך הסינפסות בודדים. הגישה הנוכחית עבדה כדי להעריך את מגוון של שחרור גלוטמט פונקציונלי ומחווני הסיווג להגדיר קריטריונים שעשויים לשמש כדי לזהות תפקוד לקוי (או התאושש) הסינפסות באזורים המוח הקשורות ביותר ליזום תנועה (כלומר, קודם כל בקליפת המנוע והסטריאטום).

לסטריאטום חסרה נוירונים glutamatergic פנימיים. לפיכך, קל יחסית לזהות glutamatergic היסודות של המקור. האחרון מקורם בעיקר בתלמוס המדיאלי ובקליפת המוח (ראה17,18,19,20 לעוד). הסינפסות Corticostriatal נוצרות על ידי אקסונים של נוירונים מיניים מקומי בשכבות קורטיקלית 2/3 ו 5. האקסונים טופס דו-telencephalic (IT) התקשרויות או התקשרויות התחברות דרך מערכת סיבים כי יותר מקבל יותר מהווה את מערכת הפירמידה (PT). יש עוד הציע כי זה-ו-PT-type מסופים שונים במאפייני השחרור שלהם בגודל21,22. לאור הנתונים האלה, אפשר גם לצפות כמה הבדלים בטיפול של גלוטמט.

הסטריאטום הוא אזור המוח המושפע ביותר במחלת הנטינגטון (HD)5. HD האדם הוא חמור חמורה הפרעת ניווניות תורשתית. מודל העכבר Q175 מציע הזדמנות לחקור את בסיס הסלולר של הצורה ההיפוקינטית-נוקשה של HD, מצב שיש הרבה במשותף עם parkinsonism. החל מגיל של כ 1 שנה, הומוזיציטים Q175 עכברים (HOM) התערוכה סימנים של היפוקיסיה, כפי שנחשף על ידי מדידת הזמן שהושקע ללא תנועה בשדה פתוח23. הניסויים הנוכחיים עם עכברים Q175 הטרוזיציטים (HET) אישרו את המנוע הקודם שנצפה ב HOM ו, בנוסף, הראה כי המוטוריים הנצפים היו מלווים על ידי רמה מופחתת של מרגש האסטרוציטי של חומצה אמינית הנשא 2 חלבון (EAAT2) בסביבה הקרובה של corticostriatal מסופים סינפטית24. ולכן יש היפותזה כי גרעון ספיגה של גלוטמט astrocytic יכול להוביל לתפקוד או אפילו אובדן של הסינפסות בהתאמה25,26.

כאן, אנו מתארים גישה חדשה המאפשרת אחד כדי להעריך את הסיווג בודד גלוטמט ביחס לכמות הנוירוטרנסמיטר שוחרר. חיישן גלוטמט חדש iGluu היה ביטא corticostriatal הנוירונים ביניים. הוא פותח על ידי קאטאלין Török27 ומייצג שינוי של הגבוהה ביותר הציג בעבר מאוד אהדה אבל החיישן גלוטמט איטי iGluSnFR28. שני החיישנים הם נגזרים של חלבון הפלורסנט הירוק המשופר (EGFP). לתכונות ספקטרליות וקינטית, ראו הלאסה ואח ‘27. בקצרה, iGluu הוא חיישן בעלי זיקה נמוכה עם קינטיקה מהירה של הפעלה, ולכן במיוחד מתאים גם כדי לחקור את הסיווג גלוטמט ב גלוטמט-שחרור מסופים סינפטית. קבוע זמן הדיסוציאציה של iGluu נקבע במתקן שנעצר, אשרהנחה את ערך הטאו של 2.1 אלפיות הראשונה ב-20 ° c, אך 0.68 מילישניות בטמפרטורה של 34 ° צ’27. מסופים בודדים שייפר בדקה ב 34 ° c עם סריקת לייזר ספירלה באזור CA1 של היפוסופקאית בתרבויות organotypic תחת מיקרוסקופ 2-פוטון הציג קבוע זמן ממוצע של ריקבון של 2.7 ms.

Protocol

כל העבודה בוצעה בהתאם להנחיות האיחוד האירופי 2010/63/האיחוד האירופי לניסויים בבעלי חיים ונרשמה במשרד ברלין להגנת הבריאות ובטיחות טכנית (G0233/14 ו-G0218/17). הערה: הקלטות מסוג Q175 פראי (WT) ו הטרוזיטים (HETs) ניתן לבצע בכל גיל ומין. כאן למדנו זכרים ונקבות בגיל של 51 עד 76 שבועות. <p class="jove_…

Representative Results

זיהוי של שני סוגים של corticostriatal glutamatergic אריאוזיםIT ו-PT afferents מקורם שכבה 2/3 ו 5, בהתאמה, והתצוגה ההפרש הדיפרנציאליות ודפוסי הסיום בתוך השצלעות והצלעות (מסופי IT בלבד) סטריאטום. עדיין מעט ידוע על המאפיינים של שחרור גלוטמט ואת הסיווג תחת תנאי הפעלה חוזרים כפי שנצפו במהלך החניכה של תנועו?…

Discussion

הניסויים משפיעים על עניין כללי-סינפסה והפסד אפשרי במהלך ניוון שולי, ואנו מתארים גישה חדשה לזיהוי סינפסות מושפעות בפרוסות מוח חדות מבני האדם (> 1). ניצול המאפיינים הקינטית המשופרים של חיישן גלוטמט שהוצג לאחרונה iGluu הניסויים להאיר את היחסים בין גלוטמט שחרור הסינפטית וספיגת באופן שלא הי…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

עבודה זו נתמכת על ידי CHDI (A-12467), קרן המחקר הגרמני (Exc 257/1 ו DFG פרויקט-ID 327654276 – SFB 1315) ו הפנים קרנות מחקר של Charité. אנו מודים לקיי. ‘.. ‘, אוניברסיטת לונדון, ו-N. Helassa, אוניברסיטת ליברפול, עבור iGluu פלמיד ודיונים רבים ומועילים. ד. בליטות ושונהר סיפקו סיוע טכני מעולה.

Materials

Stereo microsope WPI PZMIII Precision Stereo Zoom Binocular Microscope
Stereotaxic frame Stoelting 51500D Digital Lab New Standard stereotaxic frame
High speed drill equipment Stoelting 514439V Foredom K1070 cromoter Kit
Injection system Stoelting 53311 Quintessential Stereotaxic Injector (QSI)
Hamilton syringe 5 µl Hamilton 87930 75RN Syr (26s/51/2)
Laser positioning system Rapp OptoElectronic UGA-40 UGA-40
Blue laser for iGluu excitation Rapp OptoElectronic DL-473-020-S 473 nm laser
Dichroic mirror for 473 nm Rapp OptoElectronic ROE TB-355-405-473 Dichroic
1P upright microscope Carl Zeiss 000000-1066-600 Axioskop 2 FS Plus
Objective 63x/1.0 Carl Zeiss 421480-9900 W Plan-Apochromat
4x objective Carl Zeiss 44-00-20 Achroplan 4x/0,10
Dichroic mirror for iGluu Omega optical XF2030
Emission filter for iGluu Omega optical XF3086
Dichroic mirror Omega optical QMAX_DI580LP
Emission filter for autofluorescence subtr. Omega optical QMAX EM600-650
sCMOS camera Andor ZYLA4.2PCL10 ZYLA 4.2MP Plus
Acqusition software Andor 4.30.30034.0 Solis
AD/DA converter HEKA Elektronik 895035 InstruTECH LIH8+8
Aquisition software HEKA Elektronik 895153 TIDA5.25
Electrode positioning system Sutter Instrument MPC-200 Micromanipulator
Electrical stimulator Charite workshops STIM-26
Slicer Leica VT1200 S Vibrotome
Brown/Flaming-type puller Sutter Instr SU-P1000 P-1000
Glass tubes for injection pipettes WPI 1B100F3
Glass tubes forstimulation pipettes WPI R100-F3
Tetrodotoxin Abcam ab120054 TTX
iGluu plasmid Addgene 106122 pCI-syn-iGluu
Q175 mice Jackson Lab 27410 Z-Q175-KI

References

  1. Magee, J. C. Dendritic integration of excitatory synaptic input. Nature Reviews Neuroscience. 1, 181-190 (2000).
  2. Thome, C., et al. Axon-carrying dendrites convey privileged synaptic input in hippocampal neurons. Neuron. 83, 1418-1430 (2014).
  3. Larkum, M. E., Petro, L. S., Sachdev, R. N. S., Muckli, L. A Perspective on Cortical Layering and Layer-Spanning Neuronal Elements. Frontiers in Neuroanatomy. 12, 56 (2018).
  4. Spruston, N. Pyramidal neurons: dendritic structure and synaptic integration. Nature Reviews Neuroscience. 9, 206-221 (2008).
  5. Khakh, B. S., et al. Unravelling and exploiting astrocyte dysfunction in Huntington’s disease. Trends in Neurosciences. 40, 422-437 (2017).
  6. Perea, G., Navarrete, M., Araque, A. Tripartite synapses: astrocytes process and control synaptic information. Trends in Neurosciences. 32, 421-431 (2009).
  7. Perea, G., Araque, A. Astrocytes potentiate transmitter release at single hippocampal synapses. Science. 317, 1083-1086 (2007).
  8. Savtchenko, L. P., et al. Disentangling astroglial physiology with a realistic cell model in silico. Nature Communications. 9, 3554 (2018).
  9. Octeau, J. C., et al. An optical neuron-astrocyte proximity assay at synaptic distance scales. Neuron. 98, 49-66 (2018).
  10. Verkhratsky, A., Nedergaard, M. Physiology of astroglia. Physiological Reviews. 98, 239 (2018).
  11. Xie, Z., Yang, Q., Song, D., Quan, Z., Qing, H. Optogenetic manipulation of astrocytes from synapses to neuronal networks: A potential therapeutic strategy for neurodegenerative diseases. Glia. 10, (2019).
  12. Verkhratsky, A., Parpura, V., Pekna, M., Pekny, M., Sofroniew, M. Glia in the pathogenesis of neurodegenerative diseases. Biochemical Society Transactions. 42, 1291-1301 (2014).
  13. Dvorzhak, A., Melnick, I., Grantyn, R. Astrocytes and presynaptic plasticity in the striatum: Evidence and unanswered questions. Brain Research Bulletin. , 17-25 (2017).
  14. Rose, C. R., et al. Astroglial Glutamate Signaling and Uptake in the Hippocampus. Frontiers in Molecular Neuroscience. 10, 451 (2018).
  15. Scimemi, A., Diamond, J. S. Deriving the time course of glutamate clearance with a deconvolution analysis of astrocytic transporter currents. Journal of Visualized Experiments. (10), (2013).
  16. Theodosis, D. T., Poulain, D. A., Oliet, S. H. Activity-dependent structural and functional plasticity of astrocyte-neuron interactions. Physiological Reviews. 88, 983-1008 (2008).
  17. Reiner, A., Deng, Y. P. Disrupted striatal neuron inputs and outputs in Huntington’s disease. CNS Neuroscience & Therapeutics. 24, 250-280 (2018).
  18. Plotkin, J. L., Surmeier, D. J. Corticostriatal synaptic adaptations in Huntington’s disease. Current Opinion in Neurobiology. 33, 53-62 (2015).
  19. Villalba, R. M., Smith, Y. Loss and remodeling of striatal dendritic spines in Parkinson’s disease: from homeostasis to maladaptive plasticity. Journal of Neural Transmission (Vienna). 125, 431-447 (2018).
  20. Huerta-Ocampo, I., Mena-Segovia, J., Bolam, J. P. Convergence of cortical and thalamic input to direct and indirect pathway medium spiny neurons in the striatum. Brain Structure and Function. 219, 1787-1800 (2014).
  21. Kincaid, A. E., Zheng, T., Wilson, C. J. Connectivity and convergence of single corticostriatal axons. Journal of Neuroscience. 18, 4722-4731 (1998).
  22. Reiner, A., Hart, N. M., Lei, W., Deng, Y. Corticostriatal projection neurons – dichotomous types and dichotomous functions. Frontiers in Neuroanatomy. 4, 142 (2010).
  23. Rothe, T., et al. Pathological gamma oscillations, impaired dopamine release, synapse loss and reduced dynamic range of unitary glutamatergic synaptic transmission in the striatum of hypokinetic Q175 Huntington mice. 神经科学. 311, 519-538 (2015).
  24. Dvorzhak, A., Helassa, N., Torok, K., Schmitz, D., Grantyn, R. Single synapse indicators of impaired glutamate clearance derived from fast iGluu imaging of cortical afferents in the striatum of normal and Huntington (Q175) mice. Journal of Neuroscience. 39, 3970-3982 (2019).
  25. Rebec, G. V. Corticostriatal network dysfunction in Huntington’s disease: Deficits in neural processing, glutamate transport, and ascorbate release. CNS Neuroscience & Therapeutics. 10, (2018).
  26. Friedman, A., et al. Chronic Stress Alters Striosome-Circuit Dynamics, Leading to Aberrant Decision-Making. Cell. 171, 1191-1205 (2017).
  27. Helassa, N., et al. Ultrafast glutamate sensors resolve high-frequency release at Schaffer collateral synapses. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115, 5594-5599 (2018).
  28. Marvin, J. S., et al. An optimized fluorescent probe for visualizing glutamate neurotransmission. Nature Methods. 10, 162-170 (2013).
  29. Paxinos, G., Franklin, K. B. J. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (2003).
  30. Marcaggi, P., Attwell, D. Role of glial amino acid transporters in synaptic transmission and brain energetics. Glia. 47, 217-225 (2004).
  31. Bergles, D. E., Diamond, J. S., Jahr, C. E. Clearance of glutamate inside the synapse and beyond. Current Opinion in Neurobiology. 9, 293-298 (1999).
  32. Papouin, T., Dunphy, J., Tolman, M., Foley, J. C., Haydon, P. G. Astrocytic control of synaptic function. Philosophical Transactions of the Royal Society B: Biological Sciences. 372, 20160154 (2017).
  33. Tzingounis, A. V., Wadiche, J. I. Glutamate transporters: confining runaway excitation by shaping synaptic transmission. Nature Reviews Neuroscience. 8, 935-947 (2007).
  34. Nedergaard, M., Verkhratsky, A. Artifact versus reality–how astrocytes contribute to synaptic events. Glia. 60, 1013-1023 (2012).
  35. Octeau, J. C., Faas, G., Mody, I., Khakh, B. S. Making, Testing, and Using Potassium Ion Selective Microelectrodes in Tissue Slices of Adult Brain. Journal of Visualized Experiments. (10), (2018).
  36. Shrivastava, A. N., Aperia, A., Melki, R., Triller, A. Physico-Pathologic Mechanisms Involved in Neurodegeneration: Misfolded Protein-Plasma Membrane Interactions. Neuron. 95, 33-50 (2017).
  37. Langfelder, P., et al. Integrated genomics and proteomics define huntingtin CAG length-dependent networks in mice. Nature Neuroscience. 19, 623-633 (2016).
  38. Pal, B. Involvement of extrasynaptic glutamate in physiological and pathophysiological changes of neuronal excitability. Cellular and Molecular Life Sciences. 75, 2917-2949 (2018).
  39. Pekny, M., et al. Astrocytes: a central element in neurological diseases. Acta Neuropathologica. 131, 323-345 (2016).
  40. Bading, H. Therapeutic targeting of the pathological triad of extrasynaptic NMDA receptor signaling in neurodegenerations. Journal of Experimental Medicine. 214, 569-578 (2017).
  41. Pajarillo, E., Rizor, A., Lee, J., Aschner, M., Lee, E. The role of astrocytic glutamate transporters GLT-1 and GLAST in neurological disorders: Potential targets for neurotherapeutics. Neuropharmacology. 10, (2019).
  42. Jensen, T. P., Zheng, K., Tyurikov, a. O., Reynolds, J. P., Rusakov, D. A. Monitoring single-synapse glutamate release and presynaptic calcium concentration in organised brain tissue. Cell Calcium. 64, 102-108 (2017).
  43. Reynolds, J. P., Zheng, K., Rusakov, D. A. Multiplexed calcium imaging of single-synapse activity and astroglial responses in the intact brain. Neuroscience Letters. 10, (2018).
  44. Kuo, H. Y., Liu, F. C. Synaptic Wiring of Corticostriatal Circuits in Basal Ganglia: Insights into the Pathogenesis of Neuropsychiatric Disorders. eNeuro. 6, 19 (2019).
  45. Untiet, V., et al. Glutamate transporter-associated anion channels adjust intracellular chloride concentrations during glial maturation. Glia. 65, 388-400 (2017).
  46. Burgold, J., et al. Cortical circuit alterations precede motor impairments in Huntington’s disease mice. Scientific Reports. 9, 6634 (2019).
  47. Jensen, T. P., et al. Multiplex imaging relates quantal glutamate release to presynaptic Ca (2+) homeostasis at multiple synapses in situ. Nature Communications. 10, 1414 (2019).
  48. Inoue, M., et al. Rational Engineering of XCaMPs, a Multicolor GECI Suite for In Vivo Imaging of Complex Brain Circuit Dynamics. Cell. 177, 1346-1360 (2019).
  49. Durst, C. D., et al. High-speed imaging of glutamate release with genetically encoded sensors. Nature Protocols. 14, 1401-1424 (2019).

Play Video

Cite This Article
Dvorzhak, A., Grantyn, R. Single Synapse Indicators of Glutamate Release and Uptake in Acute Brain Slices from Normal and Huntington Mice. J. Vis. Exp. (157), e60113, doi:10.3791/60113 (2020).

View Video