Summary

אפיון מצרפים לחלבונים בודדים ע י ננו-ספקטרוסקופיה אינפרא-אדום ומיקרוסקופ כוח אטומי

Published: September 12, 2019
doi:

Summary

אנו מתארים את היישום של ננו ספקטרוסקופית אינפרא אדום ברזולוציה גבוהה מיקרוסקופ כוח אטומי כדי להמחיש את תהליך של חלבון הרכבה עצמית לתוך אגרגטים oligomeric ו-עמילואיד fibrils, אשר קשורה היטב התחלתה ופיתוח של מגוון רחב של מחלות ניווניות אנושיות.

Abstract

התופעה של חלבון מתקפל ומצבור תוצאות היווצרות של אגרגטים חלבון הטרוגנית מאוד, אשר קשורים למצבים נוירוניווניות כגון מחלות אלצהיימר ופרקינסון. במיוחד אגרגטים מולקולרית במשקל נמוך, עמילואיד oligomers, הוכחו בעלי תכונות ציטוטוקסיים גנריות מעורבים כמו רעלים נוירוטוקסינים רבות של דמנציה. אנו ממחישים את השימוש בשיטות המבוססות על מיקרוסקופ כוח אטומי (AFM) כדי לטפל במשימה המאתגר של אפיון התכונות המורפולוגיות, הקונסטרוקטיביות והכימיות של אגרגטים אלה, שקשה ללמוד באמצעות מבנה קונבנציונאלי שיטות או שיטות ביופיזיקלי בצובר בשל טרוגניות והאופי הארעי שלהם. סריקה גישות מיקרוסקופ בדיקה כעת מסוגלים לחקור את המבנה של אגרגטים עמילואיד עם רזולוציה sub-ננומטר. אנו מראים כאן כי האינפרא אדום (IR) ננוספקטרוסקופית (AFM-IR), אשר בו מנצל את הרזולוציה הגבוהה של AFM ואת כוח הזיהוי הכימי של ספקטרוסקופיית IR, יכול ללכת רחוק יותר ולאפשר את האפיון של המאפיינים המבבניים של הפרט אגרגטים חלבוניים, ובכך מציעים תובנות על מנגנוני הצבירה. מאז הגישה שאנו מתארים ניתן ליישם גם לחקירות של אינטראקציות של הרכבות חלבון עם מולקולות ונוגדנים קטנים, זה יכול לספק מידע בסיסי כדי לפתח תרכובות טיפוליות חדשות כדי לאבחן או לטפל הפרעות ניווניות.

Introduction

מעל 40,000,000 אנשים ברחבי העולם מושפעים כיום על ידי הפרעות ניווניות, כגון אלצהיימר (AD)1 ו פרקינסון (PD)2 מחלות. באופן כללי יותר, יותר מ-50 הפתווגיות משויכים ברמה המולקולרית עם misfolding חלבון ומצבור, תהליך המוביל התפשטות של אגרגטים מסיסים חלבון fibrillar, המכונה פיקדונות עמילואיד3, 4. המקורות המולקולריים של ניוון שולי והקשרים שלה עם חלבון התאמות שינויים של חלבונים המובילים היווצרות עמילואיד, עם זאת, נשאר ברור, בחלק גדול בגלל הרמה הגבוהה של טרוגניות, הטבע ארעי ו ננו-סקאלה מידות האגרגטים הפתולוגיים4,5.

חקירות מוצלחות ביותר של מבני חלבונים בעשורים האחרונים התבססו באופן נרחב על שימוש בשיטות בצובר, כולל קריסטלוגרפיה בקרני רנטגן, מיקרוסקופ הקפאה אלקטרוני וספקטרוסקופיית תהודה מגנטית גרעינית5, מיכל בן 6 , מיכל סבן , בן שמונה , 9. בתוך מחלקה זו של טכניקות, אינפרא אדום (IR) ספקטרוסקופיית התפתחה ככלי אנליטי רגיש כדי לפענח את המאפיינים הכימיים של מערכות ביולוגיות כגון חלבונים8. שיטות IR מאפשרות את כימות החלבון של שינויים מבניים משני החלבונים במהלך הקיפול והצבירה שלהם. בנוסף, על מנת לפענח ברמה המיקרוסקופית את הפרטים המכניים המעורבים בנופי האנרגיה המסובכים של החלבון במהלך הצבירה שלהם, מקדמה גדולה הייתה פיתוח כלים קינטיקה כימית להרחבת מורכבות הרכבה עצמית מסלולים כולל עמילואיד סיבים היווצרות5,6,7,10,11,12. עם זאת, שיטות ספקטרוסקופיות בצובר מספקות מידע ממוצע בלבד על ההרכב הטרוגנית של מינים המצויים בפתרון או מעורב בצעדים מיקרוסקופיים מסוימים, ובכך מציג את החקירה של המאפיינים הביופיסיים של הפרט מינים צבורים מאתגרים ברמת ננו13,14.

בעשורים האחרונים הופיעו מספר טכניקות מיקרוסקופ עם יכולת הפעלה על קשקשים קטנים יותר מאשר מגבלת האור העקיפה. מחלקה זו של שיטות כוללת מיקרוסקופ אלקטרוני (EM) ומיקרוסקופ כוח אטומי (AFM). בעוד סריקת אלקטרון מיקרוסקופ (SEM) ומיקרוסקופ אלקטרון הילוכים (TEM) לספק דו מימדי (2D) תמונות של הדגימה, AFM התפתחה בעשורים האחרונים כטכניקה רבת עוצמה ורב תכליתי ללמוד תלת מימדי (3D) מורפולוגיות, כמו וכמו כן המאפיינים הננו של מדגם עם רזולוציה של תת-נאנמטר13,14,15,16,17,18,19, מיכל בן 20 , מיכל בן 21 , מיכל בן 22 , מיכל בן 23 , בת 24 , מיכל בן 25 , מיכל בן 26 , 27. הרציונל מאחורי לימוד צבירת חלבונים באמצעות afm הוא שגישה זו מאפשרת את חקירת המבנה של מינים בודדים המצויים בתמיסה13,14,16, 17,19,20,21,25,27,28,29,30, 31,32,33,34,35,36,37. במיוחד, על ידי ניטור המדגם כפונקציה של זמן, AFM מאפשר את חקירת האבולוציה של המבנה של המינים בתוך המדגם, מה שמאפשר לעקוב ולדמיין את המסלולים של היווצרות עמילואיד23, 25,38,39,40,41,42. יתרה מזאת, afm מאפשר כימות של פרמטרים מבניים כגון הגבהים הצולבים ואורכים של המינים הבודדים נוכח פתרון13,19,30,31 ,32,33,34,35,36,37,40,43, 44 , 45 , 46 , 47 , 48. עם זאת, המחקר של נכס ביופיזיקלי יחיד, כגון מורפולוגיה, הוא לעתים קרובות לא מספיק בעת לימוד הטרוגנית מערכות ביולוגיות מורכבות. AFM, SEM או שיטות הדמיה בלבד לא לחשוף בקלות את התכונות הכימיות של מינים הטרוגנית של אגרגטים עמילואיד בסולם הננו.

מראש מרכזי לניתוח של דגימות ביולוגיות הטרוגנית בקנה מידה זה נעשה לאחרונה עם פיתוח ויישום לתחום של צבירת חלבון של ננוספקטרוסקופיה אינפרא אדום (afm-IR)24,26, 38,42,49,50,51,52. שיטה חדשנית זו מנצלת את השילוב של הרזולוציה המרחבית של AFM (~ 1-10 ננומטר) עם כוח הניתוח הכימי של IR. טכניקת AFM-IR מתבססת על מדידת אפקט התהודה של פוטותרמי שמונעת על ידי לייזר IR, ועל מדידת ההתרחבות התרמית של המדגם בחקירה באמצעות העצה AFM. המדגם יכול להיות מואר על ידי לייזר IR ישירות מהחלק העליון או מהחלק התחתון של השתקפות פנימית מוחלטת, בדומה כמו באמצעות ספקטרוסקופיית אינפרא אדום קונבנציונאלי24,42,52,53 . לייזר IR יכול להיות פעמו עם תדרים טיפוסיים בסדר של מאות קילוהרץ (1-1000 kHz) ומכוונים על טווח ספקטרלי רחב, בדרך כלל בין 1000-3300 ס מ-1. למרות שמקור הלייזר משתרע על שטח של בקוטר של ~ 30 יקרומטר, הרזולוציה המרחבית של טכניקת afm-IR נקבעת בהתאם לקוטר קצה afm, המזהה את התרחבות התרמית המקומית של המערכת. Afm-IR מתאים היטב לחקר דגימות ביולוגיות מכיוון שהאות האינפרא-אדום פרופורציונלי לעובי שלהם עד 1-1.5 μm, והספקטרום של האינפרא-אדום המתקבל בדרך כלל בהסכמה עם ספקטרום התמסורת התואם של ftir13,54 ,55. מסיבה זו, שיטות מבוססות ניתוח בספקטרוסקופיה ניתן להחיל בקלות, כגון המחקר של שינויים כימיים, צורת הלהקה שינוי ו-de-קונבולוציה על ידי הנגזרות השני ניתוח52. בסך הכל, שילוב הרזולוציה המרחבית של AFM עם כוח הזיהוי הכימי של ספקטרוסקופיית IR, AFM-IR מאפשר רכישה בו של מגוון רחב של תכונות מורפולוגיות, מכניות וכימיות של מדגם בסולם הננו.

כאן, אנו ממחישים פרוטוקול לאפיון התהליך של צבירת חלבונים המנצלת את השילוב של הקרינה הפלואורסצנטית מתורבת, ברזולוציה גבוהה AFM הדמיה וננו AFM-IR. גישה משולבת זו כבר הצטיין במתן תוצאות מפורטות לימוד תכונות כימיות ומבניות של מיקרו-טיפות בודדות שנוצרו על ידי אגרגטים חלבונים, במחקר של הפרדה נוזל נוזלי בשלב החלבון, וב חקירת המאפיינים טרוגניות וביופיזיים של מינים צבורים בודדים ב-ננוסקאלה23,26,38,45,50,53, 56,57.

Protocol

1. הצבירה מציינת על קוראי לוחית הזריחה הערה: הפרוטוקול המתואר כאן הוא דוגמה לאופן הלימוד של צבירת חלבונים או פפטיד באמצעות קינטיקה כימית. בפרט, הוא מתאר פרוטוקול ממוטב לחקור את הצבירה של aβ 42 פפטיד, אשר מעורב בתחילתה והתקדמות של מחלת האלצהיימר58,59</su…

Representative Results

מסלול זמן נציג של Aβ 42, כפי שנמדד על ידי שיטת הזריחה של ThT, מוצג באיור 1. תהליך הצבירה מתאפיין בדרך כלל בעקומת סיגמואידית, שבה מתבוננים בתחילה שלב השהיה, ומלווה בשלב הגדילה התלול, לפני שעקומת העקומה מגיעה לרמה כאשר המצב הקבוע של שיווי משקל מגיע ל-6,7<…

Discussion

הצעד הקריטי הראשון בפרוטוקול זה הוא הכנת חלבונים monomeric, כגון במקרה של Aβ 42 פתרון המתואר בשלבים 1.1 ו 1.2. זה חיוני כדי ליזום את תהליך הצבירה מתוך טהור מאוד, הפתרון monomeric, כמו נוכחות של oligomeric או מינים צבורים עלול לגרום היהייה ירודה של מצבור הקינטיקה58, ולגרום לחפצי אמנות afm מדידות (למש?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים תודה הקרן הלאומית השוויצרית למדע (snf) עבור התמיכה הפיננסית (גרנט מספר P2ELP2_162116 ו P300P2_171219), מכללת דרווין, ארסמוס + תוכנית לתמיכה הפיננסית (גרנט מספר 2018-1-LT01-KA103-046719 -15400-P3) וה מחקר המוביל לתוצאות אלה קיבל מימון ממועצת המחקר האירופית תחת תוכנית המסגרת השביעית של האיחוד האירופי (FP7/2007-2013) באמצעות מענק erc החוזה (הסכם מספר 337969), קרן ניומן (T.P.J.K.) וה מרכז קיימברידג ‘ למחלות מתקפלות (M.V., ו-T.P.J.K.).

Materials

AFM-IR system Anasys Instruments nanoIR 2 or 3 Systems to measure thermal expansion in contact and resonance mode
Corning 96-well Half Area Black/Clear Bottom Polystyrene NBS Microplate Corning 3881
Corning Microplate Aluminium Sealing Tape Corning 6570
Double Sided Adhesive Discs AGAR Scientific AGG3347N
FLUOstar Omega BMG Labtech 415-101 Platereader
Mica Disc 10mm V1 AGAR Scientific AGF7013
Park NX10 AFM system Park Systems N/A Atomic Force Microscope
Platypus Ultra-Flat Gold Chips Platypus Technologies AU.1000.SWTSG
PPP-NCHR-10 cantilevers Park Systems PPP-NCHR-10
Protein LowBind Tubes, 2.0mL Eppendorf 30108132
Silicon gold coated cantilevers Anasys Instruments PR-EX-nIR2
SPM Specimen Discs 12mm AGAR Scientific AGF7001

References

  1. Selkoe, D. J., Hardy, J. The amyloid hypothesis of Alzheimer’s disease at 25 years. EMBO Molecular Medicine. 8, 595-608 (2016).
  2. Poewe, W., et al. Parkinson disease. Nature Reviews Disease Primers. 3, 1-21 (2017).
  3. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, functional amyloid, and human disease. Annual Review of Biochemistry. 75, 333-366 (2006).
  4. Chiti, F., Dobson, C. M. Protein misfolding, amyloid formation, and human disease: A summary of progress over the last decade. Annual Review of Biochemistry. 86, 27-68 (2017).
  5. Knowles, T. P. J., Vendruscolo, M., Dobson, C. M. The amyloid state and its association with protein misfolding diseases. Nature Reviews Molecular Cell Biology. 15, 384-396 (2014).
  6. Meisl, G., et al. Molecular mechanisms of protein aggregation from global fitting of kinetic models. Nature Protocols. 11, 252-272 (2016).
  7. Knowles, T. P. J., et al. An analytical solution to the kinetics of breakable filament assembly. Science. 326, 1533-1537 (2009).
  8. Barth, A. Infrared spectroscopy of proteins. Biochimica et Biophysica Acta (BBA) – Bioenergetics. 1767, 1073-1101 (2007).
  9. Fitzpatrick, A. W. P., et al. Atomic structure and hierarchical assembly of a cross- amyloid fibril. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 5468-5473 (2013).
  10. Cohen, S. I. A., et al. Proliferation of amyloid-β42 aggregates occurs through a secondary nucleation mechanism. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 9758-9763 (2013).
  11. Michaels, T. C. T., Lazell, H. W., Arosio, P., Knowles, T. P. J. Dynamics of protein aggregation and oligomer formation governed by secondary nucleation. Journal of Chemical Physics. 143, (2015).
  12. Šarić, A., Michaels, T. C. T., Zaccone, A., Knowles, T. P. J., Frenkel, D. Kinetics of spontaneous filament nucleation via oligomers: Insights from theory and simulation. The Journal of Chemical Physics. 145, 211926 (2016).
  13. Ruggeri, F. S., Habchi, J., Cerreta, A., Dietler, G. AFM-based single molecule techniques: Unraveling the amyloid pathogenic species. Current Pharmaceutical Design. 22, 3950-3970 (2016).
  14. Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Atomic force microscopy for single molecule characterisation of protein aggregation. Archives of Biochemistry and Biophysics. 664, 134-138 (2019).
  15. Iljina, M., et al. Nanobodies raised against monomeric α-synuclein inhibit fibril formation and destabilize toxic oligomeric species. BMC Biology. 15, 1-14 (2017).
  16. Schilling, C., et al. Sequence-Optimized Peptide Nanofibers as Growth Stimulators for Regeneration of Peripheral Neurons. Advanced Functional Materials. 1809112, 1-15 (2019).
  17. Chiki, A., et al. Mutant exon1 huntingtin aggregation is regulated by T3 phosphorylation-induced structural changes and crosstalk between T3 phosphorylation and acetylation at K6. Angewandte Chemie – International Edition. 56, 5202-5207 (2017).
  18. Sieste, S., et al. Water-dispersible polydopamine-coated nanofibers for stimulation of neuronal growth and adhesion. Advanced Healthcare Materials. 7, 1-11 (2018).
  19. De, S., et al. Different soluble aggregates of Aβ42 can give rise to cellular toxicity through different mechanisms. Nature Communications. 10, 1541 (2019).
  20. Chang, K. C., Chiang, Y. W., Yang, C. H., Liou, J. W. Atomic force microscopy in biology and biomedicine. Tzu Chi Medical Journal. 24, 162-169 (2012).
  21. Variola, F. Atomic force microscopy in biomaterials surface science. Physical Chemistry Chemical Physics. 17, 2950-2959 (2015).
  22. Drolle, E., Hane, F., Lee, B., Leonenko, Z. Atomic force microscopy to study molecular mechanisms of amyloid fibril formation and toxicity in Alzheimer’s disease. Drug Metabolism Reviews. 46, 207-223 (2014).
  23. Ruggeri, F. S., et al. Identification and nanomechanical characterization of the fundamental single-strand protofilaments of amyloid α-synuclein fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 115 (28), 7230-7235 (2018).
  24. Ruggeri, F. S., et al. Infrared nanospectroscopy characterization of oligomeric and fibrillar aggregates during amyloid formation. Nature Communications. 6, 1-9 (2015).
  25. Ruggeri, F. S., et al. Microfluidic deposition for resolving single-molecule protein architecture and heterogeneity. Nature Communications. 9, (2018).
  26. Qamar, S., et al. FUS phase peparation is modulated by a molecular chaperone and methylation of arginine cation-π interactions. Cell. 173, 720-734 (2018).
  27. Habchi, J., et al. Cholesterol catalyses Aβ42 aggregation through a heterogeneous nucleation pathway in the presence of lipid membranes. Nature Chemistry. 10, 673-683 (2018).
  28. Sweers, K. K. M., Stöckl, M., Bennink, M. L., Subramaniam, V., Uversky, V. N., Lyubchenko, Y. L. Characterizing nanoscale morphologic and mechanical properties of α-Synuclein amyloid fibrils with atomic force microscopy. Bio-nanoimaging: Protein Misfolding & Aggregation. , 309-322 (2014).
  29. Goldsbury, C., et al. Amyloid structure and assembly Insights from scanning transmission electron microscopy. Journal of Structural Biology. 173, 1-13 (2011).
  30. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Devlin, G. L., Dobson, C. M., Welland, M. E. Analysis of structural order in amyloid fibrils. Nanotechnology. 18, (2007).
  31. Knowles, T. P. J., Mezzenga, R. Amyloid fibrils as building blocks for natural and artificial functional materials. Advanced Materials. , 6546-6561 (2016).
  32. Knowles, T. P. J., Oppenheim, T. W., Buell, A. K., Chirgadze, D. Y., Welland, M. E. Nanostructured films from hierarchical self-assembly of amyloidogenic proteins. Nature Nanotechnology. 5, 204-207 (2010).
  33. Knowles, T. P. J., Smith, J. F., Craig, A., Dobson, C. M., Welland, M. E. Spatial persistence of angular correlations in amyloid fibrils. Physical Review Letters. 96, 1-4 (2006).
  34. Knowles, T. P. J., et al. Twisting transition between crystalline and fibrillar phases of aggregated peptides. Physical Review Letters. 109, 158101 (2012).
  35. Knowles, T. P., et al. Role of intermolecular forces in defining material properties of protein nanofibrils. Science. 318, 1900-1903 (2007).
  36. Smith, J. F., Knowles, T. P. J., Dobson, C. M., MacPhee, C. E., Welland, M. E. Characterization of the nanoscale properties of individual amyloid fibrils. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 103, 15806-15811 (2006).
  37. Sokolov, D. V. Atomic force microscopy for protein nanotechnology. Methods in Molecular Biology (Clifton, N.J.). 300, 323-367 (2013).
  38. Ruggeri, F. S., et al. Influence of the β-sheet content on the mechanical properties of aggregates during amyloid fibrillization. Angewandte Chemie – International Edition. 54, 2462-2466 (2015).
  39. Jeong, J. S., Ansaloni, A., Mezzenga, R., Lashuel, H. A., Dietler, G. Novel mechanistic insight into the molecular basis of amyloid polymorphism and secondary nucleation during amyloid formation. Journal of Molecular Biology. 425, 1765-1781 (2013).
  40. Adamcik, J., Mezzenga, R. Study of amyloid fibrils via atomic force microscopy. Current Opinion in Colloid and Interface Science. 17, 369-376 (2012).
  41. Deguire, S. M., et al. N-terminal huntingtin (Htt) phosphorylation is a molecular switch regulating Htt aggregation, helical conformation, internalization, and nuclear targeting. Journal of Biological Chemistry. , (2018).
  42. Ruggeri, F. S., et al. Nanoscale studies link amyloid maturity with polyglutamine diseases onset. Scientific Reports. 6, 1-11 (2016).
  43. Adamcik, J., et al. Understanding amyloid aggregation by statistical analysis of atomic force microscopy images. Nature Nanotechnology. 5, 423-428 (2010).
  44. Lin, Y. C., Komatsu, H., Ma, J., Axelsen, P. H., Fakhraai, Z. Quantitative analysis of amyloid polymorphism using height histograms to correct for tip convolution effects in atomic force microscopy imaging. RSC Advances. 6, 114286-114295 (2016).
  45. Mannini, B., et al. Stabilization and characterization of cytotoxic Aβ40 oligomers isolated from an aggregation reaction in the presence of zinc ions. ACS Chemical Neuroscience. , (2018).
  46. Medalsy, I., Hensen, U., Muller, D. J. Imaging and quantifying chemical and physical properties of native proteins at molecular resolution by force-volume AFM. Angewandte Chemie – International Edition. 50, 12103-12108 (2011).
  47. Dufrêne, Y. F., Martínez-Martín, D., Medalsy, I., Alsteens, D., Müller, D. J. Multiparametric imaging of biological systems by force-distance curve–based AFM. Nature Methods. 10, 847-854 (2013).
  48. Takai, E., et al. Scanning electron microscope imaging of amyloid fibrils. American Journal of Biochemistry and Biotechnology. 10, 31-39 (2014).
  49. Dazzi, A., et al. AFM-IR: Combining atomic force microscopy and infrared spectroscopy for nanoscale chemical characterization. Applied Spectroscopy. 66, 1365-1384 (2012).
  50. Volpatti, L. R., et al. Micro- and nanoscale hierarchical structure of core-shell protein microgels. Journal of Materials Chemistry B. 4, 7989-7999 (2016).
  51. Galante, D., et al. A critical concentration of N-terminal pyroglutamylated amyloid beta drives the misfolding of Ab1-42 into more toxic aggregates. The International Journal of Biochemistry & Cell Biology. 79, 261-270 (2016).
  52. Ruggeri, F. S., et al. Identification of oxidative stress in red blood cells with nanoscale chemical resolution by infrared nanospectroscopy. International Journal of Molecular Sciences. 19, 1-14 (2018).
  53. Ramer, G., Ruggeri, F. S., Levin, A., Knowles, T. P. J., Centrone, A. Determination of polypeptide conformation with nanoscale resolution in water. ACS Nano. 12 (7), 6612-6619 (2018).
  54. Dazzi, A., Prater, C. B. AFM-IR: Technology and applications in nanoscale infrared spectroscopy and chemical imaging. Chemical Reviews. 117, 5146-5173 (2017).
  55. Lahiri, B., Holland, G., Centrone, A. Chemical imaging beyond the diffraction limit: experimental validation of the PTIR technique. Small. 9 (3), 439-445 (2013).
  56. Ansaloni, A., et al. One-pot semisynthesis of exon 1 of the huntingtin protein: New tools for elucidating the role of posttranslational modifications in the pathogenesis of Huntington’s disease. Angewandte Chemie – International Edition. 53 (7), 1928-1933 (2014).
  57. Khalaf, O., et al. The H50Q mutation enhances α-synuclein aggregation, secretion, and toxicity. Journal of Biological Chemistry. 289, 21856-21876 (2014).
  58. Hellstrand, E., Boland, B., Walsh, D. M., Linse, S. Amyloid β-protein aggregation produces highly reproducible kinetic data and occurs by a two-phase process. ACS Chemical Neuroscience. 1, 13-18 (2010).
  59. Limbocker, R., et al. Trodusquemine enhances Aβ42 aggregation but suppresses its toxicity by displacing oligomers from cell membranes. Nature Communications. 10 (1), 225 (2019).
  60. Lu, F., Belkin, M. A. Infrared absorption nano-spectroscopy using sample photoexpansion induced by tunable quantum cascade lasers. Optics Express. 19, 1902-1904 (2011).
  61. Jiao, Y., Schäffer, T. E. Accurate height and volume measurements on soft samples with the atomic force microscope. Langmuir. 20, 10038-10045 (2004).
  62. Müller, D. J., Engel, A. The height of biomolecules measured with the atomic force microscope depends on electrostatic interactions. Biophysical Journal. 73, 1633-1644 (1997).
  63. Heymann, J. B., Moller, C., Muller, D. J. Sampling effects influence heights measured with atomic force microscopy. Journal Of Microscopy-Oxford. 207, 43-51 (2002).
  64. Marinello, F., Balcon, M., Schiavuta, P., Carmignato, S., Savio, E. Thermal drift study on different commercial scanning probe microscopes during the initial warming-up phase. Measurement Science and Technology. 22, 9 (2011).
  65. Marinello, F., Bariani, P., De Chiffre, L., Savio, E. Fast technique for AFM vertical drift compensation. Measurement Science and Technology. 18, 689-696 (2007).
  66. Ricci, D., Braga, P. C. Recognizing and avoiding artifacts in AFM imaging (Clifton, N.J.). Methods in Molecular Biology. 242, 25-27 (2004).
  67. Canale, C., Torre, B., Ricci, D., Braga, P. C., Braga, P. C., Ricci, D. Recognizing and avoiding artifacts in atomic force microscopy imaging. Atomic Force Microscopy in Biomedical Research. 736, 31-43 (2011).
  68. Marinello, F., Carmignato, S., Voltan, A., Savio, E., De Chiffre, L. Error Sources in Atomic Force Microscopy for Dimensional Measurements: Taxonomy and Modeling. Journal of Manufacturing Science and Engineering. 132, 030903 (2010).
  69. Ukraintsev, E., Kromka, A., Kozak, H., Reme, Z., Rezek, B., Frewin, C. L. Artifacts in Atomic Force Microscopy of Biological Samples. Atomic Force Microscopy Investigations into Biology – From Cell to Protein. , (2012).
  70. Tsukruk, V. V., Singamaneni, S. . Scanning Probe Microscopy of Soft Matter: Fundamentals and Practices. , (2011).

Play Video

Cite This Article
Ruggeri, F. S., Šneideris, T., Chia, S., Vendruscolo, M., Knowles, T. P. J. Characterizing Individual Protein Aggregates by Infrared Nanospectroscopy and Atomic Force Microscopy. J. Vis. Exp. (151), e60108, doi:10.3791/60108 (2019).

View Video