Мы представляем протокол для изучения распределения митохондрий и эндоплазмической ретикулум в целых клетках после генетической модификации с использованием корреляционного света и объема электронной микроскопии, включая аскорбат омоксидазы 2 и преносида хрена окисления, серийное сечение клеток с геном-мишенью и без нее в том же разделе, а также серийное изображение с помощью электронной микроскопии.
Сотовые органеллы, такие как митохондрии и эндоплазмический ретикулум (ER), создают сеть для выполнения различных функций. Эти высоко изогнутые структуры складываются в различные формы, чтобы сформировать динамическую сеть в зависимости от клеточных условий. Визуализация этой сети между митохондриями и ER была предпринята с помощью сверхразрешения флуоресценции и световой микроскопии; однако, ограниченное разрешение недостаточно для того чтобы наблюдать мембраны между митохондриями и ER в деталях. Электронная микроскопия передачи обеспечивает хороший мембранный контраст и разрешение нанометрового масштаба для наблюдения клеточных органелл; однако при оценке трехмерной (3D) структуры высокоизосведой органелл занимает исключительно много времени. Поэтому мы наблюдали морфологию митохондрий и ER с помощью корреляционной светоэлектронной микроскопии (CLEM) и методов микроскопии объемной электронной микроскопии с использованием улучшенной аскорбатной перекоксидазы 2 и окисления перекисания хрена. Для наблюдения за трехмерной структурой применялись методок окрашивания, ультратонкий серийный сечение (массивная томография) и объемная электронная микроскопия. В этом протоколе мы предлагаем сочетание CLEM и 3D электронной микроскопии для проведения детальных структурных исследований митохондрий и ER.
Митохондрии и эндоплазмический ретикулум (ER) являются мембранными клеточными органеллами. Их связь необходима для их функции, и белки, связанные с их сетью, были описаны1. Расстояние между митохондриями и ER было сообщено как приблизительно 100 nm используя световую микроскопию2; однако, недавние супер-разрешение микроскопии3 и электронной микроскопии (EM)4 исследования показали, что он будет значительно меньше, примерно на 10-25 нм. Разрешение, достигнутое в микроскопии супер-разрешения ниже, чем EM, и требуется специальная маркировка. EM является подходящим методом для достижения достаточно высокого разрешения контраста для структурных исследований связей между митохондриями и ER. Однако недостатком является ограниченная информация z-оси, поскольку тонкие секции должны быть примерно на 60 нм или тоньше для обычной электронной микроскопии передачи (TEM). Для достаточного изображения EM z-оси можно использовать трехмерную электронную микроскопию (3DEM). Однако это предполагает подготовку сотен тонких серийных секций целых клеток, что очень сложно сделать, что освоили лишь немногие опытные технологи. Эти тонкие секции собраны на хрупких formvar пленки покрытием одноотверстие TEM сетки. Если пленка ломается на одном поясе, серийная визуализация и реконструкция громкости невозможны. Серийный блок-лицо сканирования электронной микроскопии (SBEM) является популярным методом для 3DEM, который использует разрушительные en блок секции внутри сканирующего электронного микроскопа (SEM) вакуумной камеры либо с алмазным ножом (Dik-SBEM) или целенаправленной ионный луч (FIB-SEM) 6. Однако, поскольку эти методы не доступны на всех объектах, мы предлагаем массив томографии7 с использованием последовательного секции и SEM. В массивной томографии серийные секции, вырезанные с помощью ультрамикротома, переносятся на стеклянный покрывало вместо сетки TEM и визуализируются с помощью световой микроскопии и SEM8. Для повышения сигнала для backscatter электрона (BSE) изображения, мы использовали ан блок EM окрашивания протокола с использованием осмия тетрокида (OsO4) фиксированные клетки с osmiophilic thiocarbohydrazide (TCH)9, что позволяет нам получать изображения без после встраивания двойное окрашивание.
Кроме того, митохондриальный маркер SCO1 (цитохром c окислидаса сборки белка 1) – аскорбат переоксидазы 2 (APEX2)10 молекулярный тег был использован для визуализации митохондрий на уровне ЭМ. APEX2 составляет около 28 kDa и является производным от сои аскорбат перекиснидаза11. Он был разработан, чтобы показать подробное расположение конкретных белков на уровне EM таким же образом, что зеленый флуоресцентный белок помечены белка используется в световой микроскопии. APEX2 преобразует 3,3′ -диаминобензидин (DAB) в нерастворимый осмиофильный полимер в месте тега в присутствии кофакторного перекиси водорода (H2O2). APEX2 может быть использован в качестве альтернативы традиционной маркировки антител в EM, с локализацией белка на всей глубине всей клетки. Другими словами, белок с маркировкой APEX2 может быть визуализирован специфическим осмицией11 без маркировки иммуногольдов и пермяки после ультракриосекции. Хрендиш пероксидаза (HRP) также чувствительный тег, который катализирует H2O 2-зависимых полимеризации DAB в локализованный осадок, обеспечивая EM контраст после лечения с OsO4. ER целевой пептид последовательности HRP-KDEL (лис-асп-глу-лей)12 был применен для визуализации ER в рамках всей клетки. Для оценки нашего протокола использования генетических тегов и окрашивания ан блока с уменьшенным осмием и TCH (метод ROTO), используя эффект осмии в то же время, мы сравнили мембранный контраст с и без использования каждой генетической метки в rOTO ан блок окрашивания. Хотя 3DEM с массивом томографии и DAB окрашивания с APEX и HRP, соответственно, были использованы для других целей, наш протокол уникален, потому что мы объединили массив томографии для 3DEM и DAB окрашивания для митохондрий и ER маркировки. В частности, мы показали пять клеток с и без APEX помечены генов в том же разделе, который помогал в исследовании влияния генетической модификации на клетки.
Определение клеточной локализации конкретных белков в разрешении нанометра с помощью EM имеет решающее значение для понимания клеточных функций белков. Как правило, Существует два метода для изучения локализации целевого белка через EM. Одним из них является метод иммуногольд, который …
The authors have nothing to disclose.
Это исследование было поддержано основной исследовательской программой KBRI через Корейский институт исследований мозга, финансируемый Министерством науки и ИКТ (19-BR-01-08), и ГрантОм Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым корейским правительством (MSIT)(Нет. 2019R1A2C1010634). SCO1-APEX2 и плазмиды HRP-KDEL любезно были предоставлены Хён У Ри (Суульский национальный университет). Данные TEM были получены на основных объектах исследования мозга в КБРИ.
Glutaraldehyde | EMS | 16200 | Use only in fume hood |
Paraformaldehyde | EMS | 19210 | Use only in fume hood |
Sodium cacodylate | EMS | 12300 | |
Osmium tetroxide 4 % aqueous solution | EMS | 16320 | Use only in fume hood |
Epon 812 | EMS | 14120 | EMbed 812- 20 ml/ DDSA- 16 ml/ NMA- 8 ml/ DMP-30 – 0.8 ml |
Ultra-microtome Leica ARTOS 3D | Leica | ARTOS 3D | |
Uranyl acetate | EMS | 22400 | Hazardous chemical |
Lead citrate | EMS | 17900 | |
35mm Gridded coverslip dish | Mattek | P35G-1.5-14-CGRD | |
Glow discharger | Pelco | easiGlow | |
Formvar carbon coated Copper Grid | Ted Pella | 01805-F | |
Hydrochloric acid | SIGMA | 258148 | |
Fugene HD | Promega | E2311 | |
Glycine | SIGMA | G8898 | |
3,3′ -diaminobenzamidine (DAB) | SIGMA | D8001 | Hazardous chemical |
30% Hydrogen peroxide solution | Merck | 107210 | |
Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate | SIGMA | P3289 | |
0.22 um syringe filter | Sartorius | 16534 | |
Thiocarbonyldihydrazide | SIGMA | 223220 | Use only in fume hood |
Potassium hydroxide | Fluka | 10193426 | |
L-aspartic acid | SIGMA | A9256 | |
Ethanol | Merck | 100983 | |
Transmission electron microscopy | FEI | Tecnai G2 | |
Indium tin oxide (ITO) coated glass coverslips | SPI | 06489-AB | fragil glass |
Isopropanol | Fisher Bioreagents | BP2618-1 | |
Diamond knife | Leica | AT-4 | |
Inveted light microscopy | Nikon | ECLipse TS100 | |
Scanning electron microscopy | Zeiss | Auriga |