Summary

Митохондрии и эндоплазмические ретикулами imaging коррелятийным светом и объемной электронной микроскопией

Published: July 20, 2019
doi:

Summary

Мы представляем протокол для изучения распределения митохондрий и эндоплазмической ретикулум в целых клетках после генетической модификации с использованием корреляционного света и объема электронной микроскопии, включая аскорбат омоксидазы 2 и преносида хрена окисления, серийное сечение клеток с геном-мишенью и без нее в том же разделе, а также серийное изображение с помощью электронной микроскопии.

Abstract

Сотовые органеллы, такие как митохондрии и эндоплазмический ретикулум (ER), создают сеть для выполнения различных функций. Эти высоко изогнутые структуры складываются в различные формы, чтобы сформировать динамическую сеть в зависимости от клеточных условий. Визуализация этой сети между митохондриями и ER была предпринята с помощью сверхразрешения флуоресценции и световой микроскопии; однако, ограниченное разрешение недостаточно для того чтобы наблюдать мембраны между митохондриями и ER в деталях. Электронная микроскопия передачи обеспечивает хороший мембранный контраст и разрешение нанометрового масштаба для наблюдения клеточных органелл; однако при оценке трехмерной (3D) структуры высокоизосведой органелл занимает исключительно много времени. Поэтому мы наблюдали морфологию митохондрий и ER с помощью корреляционной светоэлектронной микроскопии (CLEM) и методов микроскопии объемной электронной микроскопии с использованием улучшенной аскорбатной перекоксидазы 2 и окисления перекисания хрена. Для наблюдения за трехмерной структурой применялись методок окрашивания, ультратонкий серийный сечение (массивная томография) и объемная электронная микроскопия. В этом протоколе мы предлагаем сочетание CLEM и 3D электронной микроскопии для проведения детальных структурных исследований митохондрий и ER.

Introduction

Митохондрии и эндоплазмический ретикулум (ER) являются мембранными клеточными органеллами. Их связь необходима для их функции, и белки, связанные с их сетью, были описаны1. Расстояние между митохондриями и ER было сообщено как приблизительно 100 nm используя световую микроскопию2; однако, недавние супер-разрешение микроскопии3 и электронной микроскопии (EM)4 исследования показали, что он будет значительно меньше, примерно на 10-25 нм. Разрешение, достигнутое в микроскопии супер-разрешения ниже, чем EM, и требуется специальная маркировка. EM является подходящим методом для достижения достаточно высокого разрешения контраста для структурных исследований связей между митохондриями и ER. Однако недостатком является ограниченная информация z-оси, поскольку тонкие секции должны быть примерно на 60 нм или тоньше для обычной электронной микроскопии передачи (TEM). Для достаточного изображения EM z-оси можно использовать трехмерную электронную микроскопию (3DEM). Однако это предполагает подготовку сотен тонких серийных секций целых клеток, что очень сложно сделать, что освоили лишь немногие опытные технологи. Эти тонкие секции собраны на хрупких formvar пленки покрытием одноотверстие TEM сетки. Если пленка ломается на одном поясе, серийная визуализация и реконструкция громкости невозможны. Серийный блок-лицо сканирования электронной микроскопии (SBEM) является популярным методом для 3DEM, который использует разрушительные en блок секции внутри сканирующего электронного микроскопа (SEM) вакуумной камеры либо с алмазным ножом (Dik-SBEM) или целенаправленной ионный луч (FIB-SEM) 6. Однако, поскольку эти методы не доступны на всех объектах, мы предлагаем массив томографии7 с использованием последовательного секции и SEM. В массивной томографии серийные секции, вырезанные с помощью ультрамикротома, переносятся на стеклянный покрывало вместо сетки TEM и визуализируются с помощью световой микроскопии и SEM8. Для повышения сигнала для backscatter электрона (BSE) изображения, мы использовали ан блок EM окрашивания протокола с использованием осмия тетрокида (OsO4) фиксированные клетки с osmiophilic thiocarbohydrazide (TCH)9, что позволяет нам получать изображения без после встраивания двойное окрашивание.

Кроме того, митохондриальный маркер SCO1 (цитохром c окислидаса сборки белка 1) – аскорбат переоксидазы 2 (APEX2)10 молекулярный тег был использован для визуализации митохондрий на уровне ЭМ. APEX2 составляет около 28 kDa и является производным от сои аскорбат перекиснидаза11. Он был разработан, чтобы показать подробное расположение конкретных белков на уровне EM таким же образом, что зеленый флуоресцентный белок помечены белка используется в световой микроскопии. APEX2 преобразует 3,3′ -диаминобензидин (DAB) в нерастворимый осмиофильный полимер в месте тега в присутствии кофакторного перекиси водорода (H2O2). APEX2 может быть использован в качестве альтернативы традиционной маркировки антител в EM, с локализацией белка на всей глубине всей клетки. Другими словами, белок с маркировкой APEX2 может быть визуализирован специфическим осмицией11 без маркировки иммуногольдов и пермяки после ультракриосекции. Хрендиш пероксидаза (HRP) также чувствительный тег, который катализирует H2O 2-зависимых полимеризации DAB в локализованный осадок, обеспечивая EM контраст после лечения с OsO4. ER целевой пептид последовательности HRP-KDEL (лис-асп-глу-лей)12 был применен для визуализации ER в рамках всей клетки. Для оценки нашего протокола использования генетических тегов и окрашивания ан блока с уменьшенным осмием и TCH (метод ROTO), используя эффект осмии в то же время, мы сравнили мембранный контраст с и без использования каждой генетической метки в rOTO ан блок окрашивания. Хотя 3DEM с массивом томографии и DAB окрашивания с APEX и HRP, соответственно, были использованы для других целей, наш протокол уникален, потому что мы объединили массив томографии для 3DEM и DAB окрашивания для митохондрий и ER маркировки. В частности, мы показали пять клеток с и без APEX помечены генов в том же разделе, который помогал в исследовании влияния генетической модификации на клетки.

Protocol

1. Клеточная культура с узорчатой сеткой культуры блюдо и клеточной трансфекции с SCO1-APEX2 и HRP-KDEL плазмидный вектор Семена 1 х 105 HEK293T клетки, поместив их в 35-мм стеклянной сетки дном культуры блюда в увлажненной атмосфере, содержащей 5% CO2 при 37 КС в модифицированной среде Ор?…

Representative Results

Рисунок 1 описывает расписание и рабочий процесс для этого протокола. Протокол требует 7 дней; однако, в зависимости от времени, затраченного на sem изображения, это может увеличиться. Для трансфекции клеток, выпуклость клеток должна контролироваться, чтобы не покрывать нижнюю ч?…

Discussion

Определение клеточной локализации конкретных белков в разрешении нанометра с помощью EM имеет решающее значение для понимания клеточных функций белков. Как правило, Существует два метода для изучения локализации целевого белка через EM. Одним из них является метод иммуногольд, который …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Это исследование было поддержано основной исследовательской программой KBRI через Корейский институт исследований мозга, финансируемый Министерством науки и ИКТ (19-BR-01-08), и ГрантОм Национального исследовательского фонда Кореи (NRF), финансируемым корейским правительством (MSIT)(Нет. 2019R1A2C1010634). SCO1-APEX2 и плазмиды HRP-KDEL любезно были предоставлены Хён У Ри (Суульский национальный университет). Данные TEM были получены на основных объектах исследования мозга в КБРИ.

Materials

Glutaraldehyde EMS 16200 Use only in fume hood
Paraformaldehyde EMS 19210 Use only in fume hood
Sodium cacodylate EMS 12300
Osmium tetroxide 4 % aqueous solution EMS 16320 Use only in fume hood
Epon 812 EMS 14120 EMbed 812- 20 ml/ DDSA- 16 ml/ NMA- 8 ml/ DMP-30 – 0.8 ml
Ultra-microtome Leica ARTOS 3D Leica ARTOS 3D
Uranyl acetate EMS 22400 Hazardous chemical
Lead citrate EMS 17900
35mm Gridded coverslip dish Mattek P35G-1.5-14-CGRD
Glow discharger Pelco easiGlow
Formvar carbon coated Copper Grid Ted Pella 01805-F
Hydrochloric acid SIGMA 258148
Fugene HD Promega E2311
Glycine SIGMA G8898
3,3′ -diaminobenzamidine (DAB) SIGMA D8001 Hazardous chemical
30% Hydrogen peroxide solution Merck 107210
Potassium hexacyanoferrate(II) trihydrate SIGMA P3289
0.22 um syringe filter Sartorius 16534
Thiocarbonyldihydrazide SIGMA 223220 Use only in fume hood
Potassium hydroxide Fluka 10193426
L-aspartic acid SIGMA A9256
Ethanol Merck 100983
Transmission electron microscopy FEI Tecnai G2
Indium tin oxide (ITO) coated glass coverslips SPI 06489-AB fragil glass
Isopropanol Fisher Bioreagents BP2618-1
Diamond knife Leica AT-4
Inveted light microscopy Nikon ECLipse TS100
Scanning electron microscopy Zeiss Auriga

References

  1. Krols, M., et al. Mitochondria-associated membranes as hubs for neurodegeneration. Acta Neuropathologica. 131 (4), 505-523 (2016).
  2. Svendsen, E. J., Pedersen, R., Moen, A., Bjork, I. T. Exploring perspectives on restraint during medical procedures in paediatric care: a qualitative interview study with nurses and physicians. International Journal of Qualitative Studies on Health and Well-being. 12 (1), 1363623 (2017).
  3. Shim, S. H., et al. Super-resolution fluorescence imaging of organelles in live cells with photoswitchable membrane probes. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 109 (35), 13978-13983 (2012).
  4. Csordas, G., et al. Structural and functional features and significance of the physical linkage between ER and mitochondria. The Journal of Cell Biology. 174 (7), 915-921 (2006).
  5. Kremer, A., et al. Developing 3D SEM in a broad biological context. Journal of Microscopy. 259 (2), 80-96 (2015).
  6. Titze, B., Genoud, C. Volume scanning electron microscopy for imaging biological ultrastructure. Biology of the Cell. 108 (11), 307-323 (2016).
  7. Burel, A., et al. A targeted 3D EM and correlative microscopy method using SEM array tomography. Development. 145 (12), (2018).
  8. Micheva, K. D., Smith, S. J. Array tomography: a new tool for imaging the molecular architecture and ultrastructure of neural circuits. Neuron. 55 (1), 25-36 (2007).
  9. Seligman, A. M., Wasserkrug, H. L., Hanker, J. S. A new staining method (OTO) for enhancing contrast of lipid–containing membranes and droplets in osmium tetroxide–fixed tissue with osmiophilic thiocarbohydrazide(TCH). The Journal of Cell Biology. 30 (2), 424-432 (1966).
  10. Lee, S. Y., et al. APEX Fingerprinting Reveals the Subcellular Localization of Proteins of Interest. Cell Reports. 15 (8), 1837-1847 (2016).
  11. Lam, S. S., et al. Directed evolution of APEX2 for electron microscopy and proximity labeling. Nature Methods. 12 (1), 51-54 (2015).
  12. Schikorski, T., Young, S. M., Hu, Y. Horseradish peroxidase cDNA as a marker for electron microscopy in neurons. Journal of Neuroscience Methods. 165 (2), 210-215 (2007).
  13. Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nature Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
  14. Cardona, A., et al. TrakEM2 software for neural circuit reconstruction. PLOS ONE. 7 (6), 38011 (2012).
  15. Kremer, J. R., Mastronarde, D. N., McIntosh, J. R. Computer visualization of three-dimensional image data using IMOD. Journal of Structural Biology. 116 (1), 71-76 (1996).
  16. Shu, X., et al. A genetically encoded tag for correlated light and electron microscopy of intact cells, tissues, and organisms. PLOS Biology. 9 (4), 1001041 (2011).
  17. Kijanka, M., et al. A novel immuno-gold labeling protocol for nanobody-based detection of HER2 in breast cancer cells using immuno-electron microscopy. Journal of Structural Biology. 199 (1), 1-11 (2017).
  18. Ariotti, N., Hall, T. E., Parton, R. G. Correlative light and electron microscopic detection of GFP-labeled proteins using modular APEX. Methods in Cell Biology. 140, 105-121 (2017).
  19. Hua, Y., Laserstein, P., Helmstaedter, M. Large-volume en-bloc staining for electron microscopy-based connectomics. Nature Communications. 6, 7923 (2015).
  20. Shu, X., et al. A Genetically Encoded Tag for Correlated Light and Electron Microscopy of Intact Cells, Tissues, and Organisms. PLOS Biology. 9 (4), 1001041 (2011).
  21. Horstmann, H., Vasileva, M., Kuner, T. Photooxidation-Guided Ultrastructural Identification and Analysis of Cells in Neuronal Tissue Labeled with Green Fluorescent Protein. PLOS ONE. 8 (5), 64764 (2013).
  22. Martell, J. D., Deerinck, T. J., Lam, S. S., Ellisman, M. H., Ting, A. Y. Electron microscopy using the genetically encoded APEX2 tag in cultured mammalian cells. Nature Protocols. 12 (9), 1792-1816 (2017).
  23. Lam, S. S., et al. Directed evolution of APEX2 for electron microscopy and proximity labeling. Nature Methods. 12 (1), 51-54 (2015).
  24. Shi, Y., Wang, L., Zhang, J., Zhai, Y., Sun, F. Determining the target protein localization in 3D using the combination of FIB-SEM and APEX2. Biochemistry and Biophysics Reports. 3 (4), 92-99 (2017).

Play Video

Cite This Article
Jung, M., Mun, J. Y. Mitochondria and Endoplasmic Reticulum Imaging by Correlative Light and Volume Electron Microscopy. J. Vis. Exp. (149), e59750, doi:10.3791/59750 (2019).

View Video