Nous présentons un protocole utilisant une approche génétique avancée au dépiste pour des mutants présentant la neurodégénérescence dans le melanogaster de Drosophila. Il intègre un test d’escalade, l’analyse histologique, la cartographie des gènes et le séquençage de l’ADN pour finalement identifier de nouveaux gènes liés au processus de neuroprotection.
Il y a beaucoup à comprendre au sujet de l’commencement et de la progression des maladies neurodegenerative, y compris les gènes sous-jacents responsables. Le dépistage génétique à l’aide de mutagènes chimiques est une stratégie utile pour cartographier les phénotypes mutants aux gènes de Drosophila et d’autres organismes modèles qui partagent des voies cellulaires conservées avec les humains. Si le gène muté d’intérêt n’est pas mortel dans les premiers stades de développement des mouches, un test d’escalade peut être effectué pour dépister les indicateurs phénotypiques de la diminution du fonctionnement du cerveau, tels que de faibles taux d’escalade. Par la suite, l’analyse histologique secondaire du tissu cérébral peut être exécutée afin de vérifier la fonction neuroprotective du gène en marquant des phénotypes de neurodégénérescence. Les stratégies de cartographie génique comprennent la cartographie méiotique et la carence qui s’appuient sur ces mêmes essais peuvent être suivies d’un séquençage de l’ADN pour identifier les changements possibles des nucléotides dans le gène d’intérêt.
Les neurones sont pour la plupart post-mitotiques et incapables de diviser1,2. Chez la plupart des animaux, des mécanismes neuroprotecteurs existent pour maintenir ces cellules tout au long de la vie de l’organisme, en particulier à la vieillesse lorsque les neurones sont les plus vulnérables aux dommages. Les gènes sous-jacents à ces mécanismes peuvent être identifiés chez les mutants présentant une neurodégénérescence, un indicateur phénotypique de la perte de neuroprotection, à l’aide d’un protocole génétique avancé. Les écrans génétiques avancés utilisant des mutagènes chimiques tels que le méthane sulfonate éthylique (EMS) ou le N-éthyl-N-nitrosourea (ENU) sont particulièrement utiles en raison des mutations ponctuelles aléatoires qu’ils induisent, résultant en une approche intrinsèquement impartiale qui a mis en lumière de nombreuses fonctions génétiques dans les organismes modèles eucaryotes3,4,5 (en revanche, la mutagénèse des rayons X crée des ruptures d’ADN et peut entraîner un réarrangement plutôt que des mutations ponctuelles6).
La mouche commune des fruits Drosophila melanogaster est un sujet idéal pour ces écrans en raison de sa haute qualité, séquence du génome bien annoté, sa longue histoire en tant qu’organisme modèle avec des outils génétiques très développés, et surtout, son partagé histoire évolutive avec les humains7,8. Un facteur limitant dans l’applicabilité de ce protocole est la létalité précoce causée par les gènes mutés, ce qui empêcherait les tests à l’âge de9ans . Cependant, pour les mutations non létales, un test d’escalade, qui tire parti de la géotaxie négative, est une méthode simple, bien que vaste, de quantifier le fonctionnement moteur altéré10. Pour montrer une réactivité locomotrice suffisante, les mouches dépendent des fonctions neuronales pour déterminer la direction, sentir sa position et coordonner le mouvement. L’incapacité des mouches à grimper suffisamment en réponse à des stimuli peut donc indiquer des anomalies neurologiques11. Une fois qu’un phénotype d’escalade défectueux particulier est identifié, d’autres essais utilisant un écran secondaire tel que l’analyse histologique du tissu cérébral, peuvent être employés pour identifier la neurodégénérescence dans les mouches grimpantes-défectueuses. La cartographie génétique ultérieure peut ensuite être utilisée pour révéler la région génomique sur le chromosome porteur du gène neuroprotecteur défectueux d’intérêt. Pour réduire la région chromosomique d’intérêt, la cartographie méiotique utilisant des lignées de mouches mutantes portant des gènes marqueurs dominants avec des emplacements connus sur le chromosome peut être effectuée. Les gènes marqueurs servent de point de référence pour la mutation car la fréquence de la recombinaison entre deux loci fournit une distance mesurable qui peut être utilisée pour cartographier l’emplacement approximatif d’un gène. Enfin, le franchissement des lignes mutantes avec des lignes portant des déficiences équilibrées sur la région chromosomique méiotatiquement cartographiée d’intérêt crée un test de complémentaration dans lequel le gène d’intérêt peut être vérifié si son phénotype connu est exprimé5. Les séquences de nucléotides polymorphes dans le gène identifié, ce qui pourrait entraîner une modification des séquences d’acides aminés, peuvent être évaluées en séquençant le gène et en le comparant à la séquence du génome de Drosophila. La caractérisation ultérieure du gène d’intérêt peut inclure l’essai d’allèles mutants supplémentaires, des expériences de sauvetage de mutation et l’examen de phénotypes additionnels.
Les écrans génétiques avancés dans Drosophila ont été une approche efficace pour identifier les gènes impliqués dans différents processus biologiques, y compris la neuroprotection dépendante de l’âge5,23,24, 25. En utilisant cette stratégie, nous avons réussi à identifier brat comme un nouveau gène neuroprotecteur17.
<p class="jove_co…The authors have nothing to disclose.
Nous sommes particulièrement reconnaissants au Dr Barry Ganetzky, dans qui est le laboratoire de l’écran génétique a été effectué, permettant l’identification et la caractérisation de l’enfant comme un gène neuroprotecteur. Nous remercions le Dr Steven Robinow d’avoir gentiment fourni la collection de mouches mutagénaires ENU utilisées dans l’écran génétique présenté dans cet article. Nous remercions les membres du laboratoire Ganetzky, les Drs Grace Boekhoff-Falk et David Wassarman pour les discussions utiles pendant toute la durée de ce projet, Ling Ling Ho et Bob Kreber pour l’assistance technique, le Dr Aki Ikeda pour l’utilisation de son installation de microtome à la L’Université du Wisconsin et le Dr Kim Lackey et le Centre d’analyse optique de l’Université de l’Alabama.
Major equipment | |||
Fume hood for histology | |||
Light Microscope | Nikon | Eclipe E100 | Preferred objective for imaging is X20 |
Imaging software | Nikon | ||
Microscope Camera | Nikon | ||
Thermal cycler | Eppendorf | ||
Fly pushing and climbing assay | |||
VWR® Drosophila Vial, Narrow | VWR | 75813-160 | |
VWR® General-Purpose Laboratory Labeling Tape | VWR | 89097-912 | |
Standard mouse pad | |||
Stereoscope | Motic | Model SMZ-168 | |
CO2 anesthesia station (Blowgun, foot valve, Ultimate Flypad) | Genesee Scientific | 54-104, 59-121, 59-172 | Doesn’t iinclude CO2 tank |
Fine-Tip Brushes | SOLO HORTON BRUSHES, INC. | ||
Drosophila Incubator | VWR | 89510-750 | |
Gene mapping | |||
CantonS | Bloomington Drosophila Stock Center | 9517 | |
w1118 | Bloomington Drosophila Stock Center | 5905 | |
yw | Bloomington Drosophila Stock Center | 6599 | |
Drosophila line used for recombination mapping | Bloomington Drosophila Stock Center | 3227 | Genotype: wg[Sp-1] J[1] L[2] Pin[1]/CyO, P{ry[+t7.2]=ftz/lacB}E3 |
CyO/sno[Sco] | Bloomington Drosophila Stock Center | 2555 | Drosophila balancer line used for recombination mapping |
Deficiency Kit for chromosome 2L | Bloomington Drosophila Stock Center | DK2L | Cook et al., 2012 |
Histology analysis | |||
Ethanol, (100%) | Thermo Fischer Scientific | A4094 | |
Chloroform | Thermo Fischer Scientific | C298-500 | |
Glacial Acetic Acid | Thermo Fischer Scientific | A38-500 | |
Fisherbrand™ Premium Microcentrifuge Tubes: 1.5mL | Thermo Fischer Scientific | 05-408-129 | |
Histochoice clearing agent 1X | VWR Life Sciences | 97060-934 | |
Harris Hematoxylin | VWR | 95057-858 | |
Eosin | VWR | 95057-848 | |
Thermo Scientific™ Richard-Allan Scientific™ Mounting Medium | Thermo Scientific™ 4112 | 22-110-610 | CyO/sna[Sco] |
Unifrost Poly-L-Lysine microscope slides, 75x25x1mm, EverMark Select Plus | Azer Scientific | ||
Fisherbrand™ Cover Glasses: Rectangles | Fisherbrand | 12-545M | Dimensions: 24×60 mm |
Traceable timer | VWR | ||
Slide Warmer | Barnstead International | model no. 26025 | |
Slide tray and racks | DWK Life Sciences | Rack to hold 20 slides | |
Fisherbrand™ General-Purpose Extra-Long Forceps | Fisherbrand | 10-316A | |
Kimwipes™ | Kimberly-Clark™ Professional | ||
6 inch Puritan applicators | Hardwood Products Company, Guilford, Maine | 807-12 | |
VWR® Razor Blades | VWR | 55411-050 | |
Tupperware or glass containers for histology liquids | 16 + 1 for running water | ||
High Profile Coated Microtome Blades | VWR | 95057-834 | |
Corning™ Round Ice Bucket with Lid, 4L | Corning™ | ||
Beaker | Or other container for ice water and cassettes | ||
Tissue Bath | Precision Scientific Company | 66630 | |
Microtome | Leica Biosystems | ||
Molecular analysis | |||
Wizard® SV Gel and PCR Clean-Up System | Promega | A9282 | |
Ex Taq DNA polymerase | TaKaRa | 5 U/μl | |
Invitrogen™ SYBR™ Safe™ DNA Gel Stain | Invitrogen™ | ||
UltraPure™ Agarose | Invitrogen™ | ||
1 Kb Plus DNA Ladder | Invitrogen™ | ||
ApE-A plasmid Editor software | Available for free download | ||
Statistical analysis | |||
R software package | |||
Further analysis | |||
y[1] w[*]; wg[Sp-1]/CyO; Dr[1]/TM3, Sb[1] | Bloomington Drosophila Stock Center | 59967 |