Standaard werkings procedure voor Lyssavirus surveillance van de BBT-populatie in Taiwan
Summary
Dit protocol introduceert een standaard laboratoriumprocedure voor diagnostische tests van Lyssavirus antigenen in vleermuizen in Taiwan.
Abstract
Virussen binnen het geslacht Lyssavirus zijn zoönotische pathogenen, en ten minste zeven Lyssavirus soorten worden geassocieerd met menselijke gevallen. Omdat vleermuizen natuurlijke reservoirs zijn van de meeste lyssavirussen, is een Lyssavirus surveillanceprogramma van vleermuizen uitgevoerd in Taiwan sinds 2008 om de ecologie van deze virussen in vleermuizen te begrijpen. In dit programma, niet-gouvernementele bat Conservation organisaties en lokale dierenziekte controlecentra samengewerkt om dode vleermuizen of vleermuizen sterven van zwakte of ziekte te verzamelen. Hersenweefsels van vleermuizen werden verkregen via obductie en onderworpen aan directe fluorescerende antilichaam test (vet) en omgekeerde transcriptie polymerase kettingreactie (RT-PCR) voor detectie van Lyssavirus-antigenen en nucleïnezuren. Voor het vet worden ten minste twee verschillende rabiës diagnose conjugaten aanbevolen. Voor de RT-PCR worden twee verzamelingen van primers (JW12/N165-146, N113F/N304R) gebruikt om een partiële sequentie van het Lyssavirus nucleoproteïne-gen te versterken. Dit surveillanceprogramma bewaakt lyssavirussen en andere zoönoseverwekkers in vleermuizen. Taiwan bat Lyssavirus is te vinden in twee gevallen van de Japanse dwergvleermuis (Pipistrellus abramus) in 2016 – 2017. Deze bevindingen moeten het publiek, gezondheidswerkers en wetenschappers informeren over de potentiële Risico’s van contact met vleermuizen en andere dieren in het wild.
Introduction
Virussen binnen het geslacht Lyssavirus zijn zoönotische pathogenen. Er zijn ten minste zeven Lyssavirus soorten in verband met menselijke gevallen1. In aanvulling op de 16 soorten in dit geslacht1,2,3, Taiwan bat Lyssavirus (twblv)4 en kotalahti bat Lyssavirus5 zijn onlangs geïdentificeerd in vleermuizen, maar hun taxonomische statussen nog te worden bepaald.
Vleermuizen zijn de natuurlijke hosts van de meeste lyssavirussen, met uitzondering van mokola Lyssavirus en Ikoma Lyssavirus, die nog niet zijn geïdentificeerd in een vleermuizen1,2,3,6. De informatie over lyssavirussen in Aziatische vleermuizen is nog steeds beperkt. Twee niet-gekenmerkte lyssavirussen in Aziatische vleermuizen (een in India en de andere in Thailand)7,8 zijn gemeld. Een menselijke rabiës geval geassocieerd met een vleermuis beet in China werd gemeld in 2002, maar de diagnose werd alleen gemaakt door klinische observatie9. In Centraal-Azië, Aravan Lyssavirus werd geïdentificeerd in de kleine muizen-eared bat (Myotis blythi) in kirgizië in 1991, en Khujand Lyssavirus werd geïdentificeerd in de klop knuppel (Myotis mystacinus) in Tadzjikistan in 200110. In Zuid-Azië werd Gannoruwa bat Lyssavirus geïdentificeerd in de Indische Flying Fox (Pteropus Medius) in Sri Lanka in 20153. In Zuidoost-Azië vertoonden verschillende serologische studies over vleermuizen in de Filipijnen, Thailand, Bangladesh, Cambodja en Vietnam een variabele seroprevalentie van11,12,13,14, 15. Hoewel Irkolyssavirus werd geïdentificeerd in de grote buis-nosed bat (Murina leucogaster) in de provincie Jilin, China in 201216, blijven de exacte soorten en locaties van lyssavirussen in Oost-Aziatische vleermuis populaties onbekend.
Om de aanwezigheid van Lyssavirus in de Taiwanese vleermuis populaties te beoordelen, werd een surveillanceprogramma met zowel direct FAT als RT-PCR geïnitieerd. Taiwan bat Lyssavirus werd geïdentificeerd in twee gevallen van de Japanse dwergvleermuis (Pipistrellus abramus)4 in 2016 – 2017. In dit artikel wordt een standaardwerk procedure voor laboratoria geïntroduceerd voor het toezicht op de BBT-populatie in Taiwan door Lyssavirus. Het stroomschema van de bat Lyssavirus diagnose in ons laboratorium is weergegeven in Figuur 1.
Protocol
Representative Results
Discussion
Deze laboratoriumstandaard operating procedure (SOP) biedt een serieel proces voor het testen van BBT-monsters voor de aanwezigheid van Lyssavirus-antigenen in Taiwan. De belangrijkste stappen zijn de tewerkstelling van vet en RT-PCR. Ook de selectie van geschikte monsters en een geslaagde isolatie van het virus zijn belangrijk. Bovendien, sommige problemen is uitgevoerd tijdens de controle van bat lyssavirussen. Het grote verschil was de doeldieren. Aanvankelijk (2008 – 2009), de doeldieren van bat Lyssavirus toezicht…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We danken tien-Cheng Li, Yi-Tang Lin, Chia-Jung Tsai en ya-LAN Li voor hun hulp tijdens deze studie. Deze studie werd gesteund door Grant No. 107AS-8.7.1-BQ-B2 (1) van het Bureau voor dier-en Plantenziekte inspectie en quarantaine, Raad van landbouw, uitvoerende yuan, Taiwan.
Materials
| 2.5% Trypsin (10x) | Gibco | 15090046 | Trppsin |
| 25 cm2 flask | Greiner bio-one | 690160 | |
| Acetone | Honeywell | 32201-1L | |
| Agarose I | VWR Life Science | 97062-250 | |
| Alcohol | NIHON SHIYAKU REAGENT | NS-32294 | |
| AMV Reverse Transcriptase | Promega | M5101 | |
| Antibiotic-Antimycotic(100X) | Gibco | 15240-062 | MEM-10 |
| Blade | Braun | BA215 | |
| Centrifuge | eppendorf | 5424R | |
| Chemilumineance system | TOP BIO CO. | MGIS-21-C2-1M | |
| Collection tube | Qiagen | 990381 | |
| Collection tube | SSI | 2341-SO | |
| Cover slide | Muto Pure chemical Co., LTD. | 24505 | |
| DNA analyzer | Applied Biosystems | 3700XL | |
| Fetal bovine serum | Gibco | 10437028 | MEM-10 |
| FITC Anti-Rabies Monoclonal Globulin | Fujirebio Diagnostic Inc. | 800-092 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent B |
| Four-well Teflon-coating glass slide | Thermo Fisher Scientific | 30-86H-WHITE | |
| Gel Electrophoresis System | Major Science | MJ-105-R | |
| HBSS (1x) | Gibco | 14175095 | Trppsin |
| Incubator | ASTEC | SCA-165DS | |
| Inverted Microscope | Olympus | IX71 | |
| L-Glutamine 200 mM (100x) | Gibco | A2916801 | MEM-10 |
| LIGHT DIAGNOSTICS Rabies FAT reagent | EMD Millipore Corporation | 5100 | FITC-conjugated anti-rabies antibodies: reagent A |
| MagNA Pure Compact Instrument | Roche | 03731146001 | |
| MagNA Pure Compact NA Isolation Kit 1 | Roche | 03730964001 | |
| MEM (10x) | Gibco | 11430030 | MEM-10 |
| MEM NEAA (100x) | Gibco | 11140050 | MEM-10 |
| MEM vitamin solution | Gibco | 11120052 | MEM-10 |
| NaHCO3 | Merck | 1.06329.0500 | MEM-10 |
| Needle | Terumo | NN*2332R9 | |
| PBS | Medicago | 09-8912-100 | |
| Primer synthesis | Mission Biotech | ||
| RNasin ribonuclease inhibitor | Promega | N2111 | |
| Sequencing service | Mission Biotech | ||
| Slide | Thermo Scientific | AA00008032E00MNT10 | |
| Sodium Pyruvate (100 mM) | Gibco | 11360070 | MEM-10 |
| Stainless Steel Beads | QIAGEN | 69989 | |
| Sterile absorbent pad | 3M | 1604T-2 | |
| Syringe filter | Nalgene | 171-0045 | |
| Taq polymerase | JMR Holdings | JMR-801 | |
| Thermal cycler | Applied Biosystems | 2720 | |
| TissueLyser II | QIAGEN | 85300 | |
| Tongue depressor | HONJER CO., LTD. | 122246 | |
| Tweezer | Tennyson medical Instrument developing CO., LTD. | A0601 | |
| Tylosin Tartrate | Sigma | T6271-10G | MEM-10 |
References
- Kuzmin, I. V., Rupprecht, C. E., Nagarajan, T. Basic facts about lyssavirus. Current laboratory techniques in rabies diagnosis, research, and prevention, volume 1. , 3-21 (2014).
- Aréchiga Ceballos, N., et al. Novel lyssavirus in bat, Spain. Emerging Infectious Diseases. 19 (5), 793-795 (2013).
- Gunawardena, P. S., et al. Lyssavirus in Indian Flying Foxes, Sri Lanka. Emerging Infectious Diseases. 22 (8), 1456-1459 (2016).
- Hu, S. C., et al. Lyssavirus in Japanese Pipistrelle, Taiwan. Emerging Infectious Diseases. 24 (4), 782-785 (2018).
- Nokireki, T., Tammiranta, N., Kokkonen, U. -. M., Kantala, T., Gadd, T. Tentative novel lyssavirus in a bat in Finland. Transboundary Emerging Diseases. 65 (3), 593-596 (2018).
- Banyard, A. C., Evans, J. S., Luo, T. R., Fooks, A. R. Lyssaviruses and bats: emergence and zoonotic threat. Viruses. 6 (8), 2974-2990 (2014).
- Pal, S. R., et al. Rabies virus infection of a flying fox bat, Pteropus policephalus in Chandigarh, Northern India. Tropical and Geographical Medicine. 32 (3), 265-267 (1980).
- Smith, P. C., Lawhaswasdi, K., Vick, W. E., Stanton, J. S. Isolation of rabies virus from fruit bats in Thailand. Nature. 216 (5113), 384 (1967).
- Tang, X. Pivotal role of dogs in rabies transmission, China. Emerging Infectious Diseases. 11 (12), 1970-1972 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Bat lyssaviruses (Aravan and Khujand) from Central Asia: phylogenetic relationships according to N, P and G gene sequences. Virus Research. 97 (2), 65-79 (2003).
- Arguin, P. M., et al. Serologic evidence of Lyssavirus infections among bats, the Philippines. Emerging Infectious Diseases. 8 (3), 258-262 (2002).
- Lumlertdacha, B., et al. Survey for bat lyssaviruses, Thailand. Emerging Infectious Diseases. 11 (2), 232-236 (2005).
- Kuzmin, I. V., et al. Lyssavirus surveillance in bats, Bangladesh. Emerging Infectious Diseases. 12 (3), 486-488 (2006).
- Reynes, J. -. M., et al. Serologic evidence of lyssavirus infection in bats, Cambodia. Emerging Infectious Diseases. 10 (12), 2231-2234 (2004).
- Nguyen, A. T., et al. Bat lyssaviruses, northern Vietnam. Emerging Infectious Diseases. 20 (1), 161-163 (2014).
- Liu, Y., Zhang, S., Zhao, J., Zhang, F., Hu, R. Isolation of Irkut virus from a Murina leucogaster bat in China. PLoS Neglected Tropical Diseases. 7 (3), 2097 (2013).
- Kaplan, M. M., Meslin, F. X., Kaplan, M. M., Kiprowski, H. Safety precautions in handling rabies virus. Laboratory Techniques in Rabies, 4th Ed. , 3-8 (1996).
- Smith, I., Wang, L. F. Bats and their virome: an important source of emerging viruses capable of infecting humans. Current Opinion in Virology. 3 (1), 84-91 (2013).
- Corbet, G. B., Hill, J. E. . The mammals of the Indomalayan region: a systematic review. , (1992).
- Mayer, F., von Helversen, O. Cryptic diversity in European bats. Proceedings of the Royal Society B: Biological Sciences. 268 (1478), 1825-1832 (2001).
- Epstein, J. H., Field, H. E., Wang, L. F., Cowled, C. Anthropogenic epidemics: the ecology of bat-borne viruses and our role in their emergence. Bats and viruses: a new frontier of emerging infectious diseases. , 249-280 (2016).
- . Protocol for postmortem diagnosis of rabies in animals by direct fluorescent antibody testing Available from: https://www.cdc.gov/rabies/pdf/rabiesdfaspv2.pdf (2019)
- Hayman, D. T. S., et al. A universal real-time assay for the detection of Lyssaviruses. Journal of Virological Methods. 177 (1), 87-93 (2011).
- Franka, R., et al. A new phylogenetic lineage of rabies virus associated with western pipistrelle bats (Pipistrellus hesperus). Journal of General Virology. 87 (8), 2309-2321 (2006).
- Trimarchi, C. V., Smith, J. S., Press, A., Jackson, A. C., Wunner, W. H. Diagnostic evaluation. Rabies, 1st ed. , 307-349 (2002).
- Moldal, T., et al. First detection of European bat lyssavirus type 2 (EBLV-2) in Norway. BMC Veterinary Research. 13, 216 (2017).
- Robardet, E., et al. Comparative assay of fluorescent antibody test results among twelve European National Reference Laboratories using various anti-rabies conjugates. Journal of Virological Methods. 191 (1), 88-94 (2013).
- Hanlon, C. A., Nadin-Davis, S. A., Jackson, A. C. Laboratory diagnosis of rabies. Rabies, 3rd ed. , 409-459 (2013).
- Fischer, M., et al. A step forward in molecular diagnostics of lyssaviruses–results of a ring trial among European laboratories. PLoS ONE. 8 (3), 58372 (2013).
- David, D., et al. Rabies virus detection by RT-PCR in decomposed naturally infected brains. Veterinary Microbiology. 87 (2), 111-118 (2002).
- Robardet, E., Picard-Meyer, E., Andrieu, S., Servat, A., Cliquet, F. International interlaboratory trials on rabies diagnosis: an overview of results and variation in reference diagnosis techniques (fluorescent antibody test, rabies tissue culture infection test, mouse inoculation test) and molecular biology techniques. Journal of Virological Methods. 177 (1), 15-25 (2011).
