JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
生物工程

Avaliação da proliferação queratinócito em duas e três dimensões tipo I colágeno substratos

Published: April 22, 2019
doi:
10.3791/59339
, , ,
1Nippi Research Institute of Biomatrix, 2Department of Anatomy and Cell Biology,Osaka Medical College

Summary

Aqui, apresentamos um protocolo para a preparação de duas formas diferentes de substratos de cultura utilizando colágeno tipo I. Dependendo de como o colágeno é manipulado, moléculas de colágeno ou mantêm a forma bidimensional, não-fibrosa ou remontá em formas tridimensionais, como fibrila. Proliferação celular na tipo I colágeno é drasticamente afectado pela formação de fibrila.

Abstract

Tipo I colágeno, útil como um substrato para a cultura de células, existe em duas formas: a forma bidimensional, não-fibrosa e formas tridimensionais, como fibrila. Ambas as formas podem ser preparadas com o mesmo colágeno tipo I. Em geral, a forma não-fibrosa promove a proliferação e a adesão celular. O formulário de fibrila (géis) fornece mais condições fisiológicas em muitos tipos de células; Portanto, o gel de cultura é útil para examinar comportamentos fisiológicos de células, tais como a eficácia da droga.

Pesquisadores podem selecionar a forma apropriada de acordo com a finalidade de sua utilização. Por exemplo, no caso dos queratinócitos, cultura em-gel tem sido usada como uma modelo de cicatrização de feridas. FEPE1L-8, uma linha de celular de queratinócitos cultivadas na forma não-fibrosa de tipo eu colágeno, promover a adesão celular. Notavelmente, proliferação de queratinócitos é mais lenta no formulário fibrila que a forma não-fibrosa. Protocolos para a preparação de colágeno tipo I para cultura de células são simples e têm aplicações largas, dependendo das necessidades de experimentais.

Introduction

Intersticiais tecidos conjuntivos compreendem um tridimensional malha de proteína de composição heterogênea, composto principalmente de tipo eu de fibrilhas de colagénio1. Fibrilhas de colagénio desempenham um papel fundamental como um andaime para células1,2,3 e interagirem com outras proteínas de matriz extracelular (ECM)3. In vitro, diferentes formas de tipo I colágeno pode ser usado como substratos para cultura de células, dependendo a manipulação método1,2,3,4. Sob condições ácidas, tipo I colágeno mantém a forma não-fibrosa5. Revestimento da superfície dos pratos de cultura com a forma não-fibrosa promove célula adesão e proliferação de6,7. Em pH fisiológico e temperatura, tipo I moléculas de colágeno remontá em fibrilas que formam géis, possuindo uma estrutura tridimensional1,2,3,4, 5,6,7,8. Existem vários importantes diferenças entre as formas não-fibrosa do tipo e fibrila eu colágeno, incluindo a rigidez da matriz e eficiências de reconstrução de componentes de ECM pelas células durante a cultura1. Rigidez da matriz é um dos fatores regulatórios mais estudados da célula cultura1, 9. No entanto, as interações complexas entre substratos e células continuam a ser esclarecido. Para examinar as interações complexas entre células e fatores ambientais, um sistema simples é útil. Comparação do comportamento celular em duas formas diferentes de colágeno pode ajudar a simplificar o efeito de fatores ambientais. Dependendo a finalidade da sua utilização, formas diferentes de tipo eu colágeno pode ser seletivamente usado. Normalmente, os queratinócitos estão em contato com a membrana basal, mas não com colágeno tipo I. No entanto, durante a cicatrização de feridas, queratinócitos mover-se para o tecido conjuntivo cutâneo, proliferam e curar a ferida de10.

Recentemente, temos demonstrado que a concentração de cálcio extracelular é importante para a proliferação de queratinócitos células de linha usando o sistema de cultura na forma fibrila de colágeno imitando o tecido conjuntivo dérmico11tipo I. Quando a linha de celular de queratinócitos FEPE1L-8 foi cultivado no formulário fibrila de colágeno tipo I, a forma das células era redonda e suas proliferações foram paradas em uma concentração de cálcio extracelular de 30 μM11. Quando a concentração de cálcio foi aumentada para 1,8 mM, crescimento celular foi recuperado11. As células cresceram sob ambas as concentrações de cálcio (30 μM e 1,8 mM) quando cultivadas na forma não-fibrosa11, Considerando que eles eram mais sensíveis à concentração de cálcio exógeno quando cultivadas no formulário fibrila. FEPE1L-8 foi gerado através do transfection com papilomavírus tipo 16 transformadora genes E6 e E7 de carcinoma cervical humano, oncogenicidade, inibir a proliferação ilimitada com diferenciação limitada potencial como queratinócitos normais 12,13. FEPE1L-8 células podem ser mantidas com o uso de alguns tipos de queratinócitos meio específico, incluindo K110 tipo-II com aditivo suplemento K-1 (K110)6. Aqui, descrevemos o protocolo de cultura de linhagem celular de queratinócitos humanos sobre os não-fibrosa e formas de fibrila de colágeno tipo I.

Protocol

1. preparação do meio de cultura de queratinócitos Nota: Execute todos os procedimentos sob condições assépticas. Adicione 5 mL de penicilina-estreptomicina e 10 mL de suplemento aditivo K-1 500 mL do meio de K110 tipo-II (K110) utilizando uma pipeta. 2. preparação da forma fibrila de colágeno tipo I Nota: Execute procedimentos até o passo 2.6 sob condições assépticas. Manter 10 x tampão fosfato salino (PBS (-)), água desionizada, colágeno, uma placa de cultura de 96 poços e um tubo de 2 mL vazio no gelo.Nota: Não use o mesmo prato para preparar as formas não-fibrosa e fibrila. Adicione 1,12 mL de água desionizada para um tubo vazio de 2 mL com uma pipeta. Adicione 200 µ l de PBS de x 10 (-) para a água deionizada no tubo de 2 mL com uma pipeta. Agite o tubo várias vezes. Adicione 0,66 mL de colágeno para o tubo de 2 mL com uma pipeta. Delicadamente e rapidamente aperta o tubo várias vezes.Nota: Evite a formação de bolhas na solução tanto quanto possível. Prepare a solução de colágeno imediatamente antes da utilização. Despeje 100 µ l da solução de colágeno da etapa 2.3 em cada poço da placa de 96 poços de cultura. Agite suavemente a placa de cultura em uma esquerda certo movimento.Nota: Cobrir toda a superfície dos poços com a solução de colágeno. Se a solução não cobrir toda a superfície, espalhe a solução usando a ponta da pipeta. Evite a formação de bolhas na solução tanto quanto possível. Coloque a placa de cultura numa incubadora de CO2 e incubar a 37 ° C, durante 1 h. Check a gelificação do colagénio e mova a placa de cultura para uma bancada limpa.Nota: Confirme gelificação inclinando a placa de cultura. Despeje delicadamente 150 µ l de K110 sobre o gel com uma pipeta ao longo da parede do poço, lugar de cultura numa incubadora de CO2 da placa e incubar a 37 ° C, durante 1 h. mover a placa de cultura para uma bancada limpa. Antes da cultura de pilha, delicadamente descartar o K110 usando uma pipeta.Nota: Para proteger o gel, a ponta da pipeta deve tocar a parede do poço. 3. preparação da forma não-fibrosos de colágeno tipo I Nota: Execute todos os procedimentos sob condições assépticas. Adicionar 4 µ l de colágeno para 1,2 mL de 1mm ácido clorídrico (HCl) em um tubo de 1,5 mL e misture suavemente com uma pipeta.Nota: Prepare imediatamente antes da utilização de colágeno. Manter o colagénio e HCl refrigeradas até o momento da utilização. Despeje 100 µ l de colágeno em cada poço de uma placa de cultura de 96 poços, com uma pipeta. Agite suavemente a placa de cultura à esquerda para a direita o movimento e incubar a temperatura ambiente durante 1 h.Nota: Certifique-se que toda a superfície dos poços é coberta com a solução. Após a incubação, descartar a solução de colágeno e lavar os poços com PBS (-) duas vezes, usando uma pipeta. Despeje a 150 µ l de 1% bovina albumina de soro/PBS (-) (1% de BSA) para um poço da placa de 96 poços cultura e incubar a temperatura ambiente durante 1 h. antes da cultura de pilha, descarte a BSA 1%.Nota: Certifique-se que toda a superfície dos poços é coberta com a solução. 4. cultura de células de FEPE1L-8 Nota: Execute todos os procedimentos sob condições assépticas. Manter FEPE1L-8 células em K110 100mm cultura prato numa incubadora de CO2 e incubadas a 37 ° C e 5% CO2, a semi Confluencia. Preparar K110, tripsina e inibidor de tripsina em banho maria a 37 ° C. Retire cuidadosamente o meio do prato de cultura, adicionar 3 mL de tripsina 0,05%, com uma pipeta, coloque o prato numa incubadora de CO2 e incubar a 37 ° C por 5 min. Após incubação, verificar o desprendimento de células da superfície do prato cultura usando microscopia de contraste de fase em ampliação de 10x.Nota: A morfologia das células isoladas torna-se redondo. Se as células se espalhou, incube por um período adicional de 5 min. Adicionar 3 mL de inibidor de tripsina e coletar as células isoladas em um tubo de centrífuga de 15 mL com uma pipeta. Centrifugar as células em um tubo de centrífuga de 15 mL a 200 x g por 5 min. Desprezar o sobrenadante e ressuspender o sedimento em 10 mL de K110 usando uma pipeta. Contar as células usando microscopia de contraste de fase em ampliação de 10x e preparar a concentração de células no 5.0 x 104 células/mL por diluição adequada com K110. Delicadamente as sementes 0,1 mL de K110 com células em cada poço da placa de cultura usando uma pipeta ao longo da parede do poço. Coloque a placa de cultura numa incubadora de CO2 e incubar a 37 ° C para a hora indicada (2 h, 1 dia, 3 dias).Nota: Para proteger o gel, a ponta da pipeta deve tocar a parede do poço. 5. estimativa do número de células viáveis K110, incubar em banho maria a 37 ° C. Mix 130 µ l de sal de tetrazólio, 2-(2-methoxy-4-nitrophenyl)-3-(4-nitrophenyl)-5-(2,4-disulfophenyl)-2H tetrazólio, sal monossódico (WST-8) e 1,3 mL de K110 em um tubo de 2 mL com uma pipeta. Mova a placa de cultura para uma bancada limpa e suavemente descartar o K110 usando uma pipeta. Delicadamente lavar as células não-aderentes com K110, usando uma pipeta Adicionar 110 µ l de K110 misturado com WST-8 em cada poço usando uma pipeta, coloque a placa de cultura numa incubadora de CO2 e incubar a 37 ° C por 2 h. Mova a placa de cultura para uma bancada limpa, coletar 100 µ l do meio condicionado de cada poço e mova-o para um poço de outra placa de 96 poços de cultura. Medir a absorvância no comprimento de onda de 450 nm (OD450) usando um leitor de microplacas e estimativa do número de células viáveis.

Representative Results

Uma representação esquemática do tratamento das superfícies dos pratos de cultura usando tipo I colágeno é retratado na Figura 1. Morfologias célula observadas nos formulários não-fibrosa e fibrila são apresentadas nos painéis e direito-lado esquerdo da Figura 2, respectivamente. FEPE1L-8 células foram cultivadas por 2h (painéis superiores) e 3 dias (painéis inferiores). No h 2 inicial de cultivo, as células aderiram em espalhe em ambas as formas de colágeno (Figura 2, painéis superiores). Três dias após a semeadura, células na forma não-fibrosa continuam a se espalhar e celular número aumentado (Figura 2, painel inferior esquerdo). Em contraste, as células no formulário fibrila mostraram limitado espalhando (Figura 2, painel canto inferior direito). FEPE1L-8 células continuaram a proliferar na forma não-fibrosa de tipo eu colágeno (Figura 3, linha preta sólida, fechados círculos pretos) e o prato não tratada superfícies (Figura 3, pontilhado cinza linha, círculos fechados de cinza). Em contraste, as células não proliferar no formulário fibrila (Figura 3, linha pontilhada, círculos abertos). Figura 2 e Figura 3 foram modificados de Fujisaki et al11. Figura 1 : Representações esquemáticas das superfícies de prato de cultura tratada com tipo colágeno. Sob condições ácidas, colágeno tipo I moléculas são adsorvidas na superfície de um prato na forma não-fibrosa (painel esquerdo). Sob condições neutras a 37 ° C, colágeno tipo I moléculas são reagrupadas em fibrilas e adsorvidas na superfície dos pratos sob a forma de gel (painel direito). Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 2 : Morfologia de células FEPE1L-8. FEPE1L-8 células em K110 foram cultivadas utilizando o formulário não-fibrosa (10 µ g/mL; painéis esquerdos) ou forma fibrila (1 mg/mL; painéis certo) de tipo I colágeno para 2h (painéis superiores) ou 3 dias (painéis inferiores). Barras brancas indicam a 100 µm. Figura 2 foi modificado de Fujisaki et al. na Figura 1E – H11. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Figura 3 : Proliferação de células FEPE1L-8. O número de células viáveis foram estimado na forma não-fibrosa (linha preta sólida, círculos preenchidos pretos) ou sobre a fibrila verbo (linha pontilhada, círculo aberto) tipo I colágeno ou superfícies não tratadas prato (tracejado cinzento, cinzento círculos preenchidos) para 2 h, 1 dia e 3 dias. Foram realizados experimentos em triplica e valores são mostrados como meios + SD Esta figura foi modificada de Fujisaki et al. em Figura 1J11. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

Alguns componentes de ECM, incluindo colágeno tipo I, forma tridimensional de estruturas em vivo1. Cultivo em tal um tridimensional, gel de substrato fornece mais condições fisiológicas em vitro que sobre uma superfície bidimensional, plástica1,2,3,4. Inúmeros protocolos em relação ao método de cultura de gel têm sido relatados, como o uso de tipo I colágeno1,2,3,4,6,7, 11e de14,de colágeno tipo IV15Matrigel16. Tipo I colágeno é um material bem definido e amplamente utilizado devido à sua abundância e facilidade de manuseio. As características do tipo purificado eu colágeno dependem do animal espécie, idade e purificação métodos5,17. Tipo I colágeno pode ser purificado usando ácido acético e/ou proteases, tais como a pepsina, papaína e proctase5,17. Colágeno solúvel em ácido mantém amino-telopeptídeos e colágeno solúvel-protease são clivados amino-telopeptídeos5,17. O comprimento reservado de amino-telopeptídeos depende do tipo de proteases, e a presença de telopeptídeos afeta a morfologia de fibrila e gel força5,17. A viscosidade de fibrilhas de colagénio solúvel em ácido é maior do que a de protease-tratados colagénios17. Neste estudo, nós usamos ácido solúvel bovina colágeno tipo I. Pepsina-solubilizado colágeno também pode ser usado no presente protocolo de cultura de gel; no entanto, a força de gel é mais fraco17. Estas diferenças nos materiais podem causar diferenças comportamentais de célula, mas atualmente não são bem compreendidos.

O protocolo de cultura de gel descrito neste estudo é muito simples. Muitas modificações deste método têm sido relatadas. Uma possível modificação para a cultura de queratinócitos é imitar a membrana basal. Gel de colágeno tipo IV pode ser melhor para manter uma estrutura de membrana basal, como substrato em vitro15,18. No entanto, um longo período de incubação é necessário para a preparação do tipo IV colágeno gel14,15,18. Em vez disso, mistura de colágeno tipo IV com tipo I gel de colágeno pode produzir substratos de cultura novela (tipo I / tipo IV colágeno híbrido géis)19. Estes geles híbrido são fáceis de manipular, exigem um tempo curto para gelificação e produzem mais condições de membrana basal-like para queratinócitos. No tipo I / geles de híbrido de colágeno tipo IV, queratinócitos sobrevivem, formam colônias e induzem a diferenciação terminal19. Este método híbrido tem aplicações versáteis.

Cultura em-gel usando tipo I colágeno afeta as células cancerosas. A forma de fibrila de colágeno tipo I, ativação de Akt e crescimento das células Caco-2 (uma linhagem de células do cancro do cólon) são suprimidos7. Além disso, o crescimento de células de melanoma humano (M24met) no formulário fibrila é preso no posto de controle G1/S20. Além disso, marcadamente aumento dos níveis de espécies reativas de oxigênio é observado em murino 3T3-L1 preadipocytes cultivadas no formulário fibrila. Além disso, a migração e proliferação das células são estimuladas em direções opostas pelo não-fibrosa e formas de fibrila de tipo I de colágeno21.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Nós estamos gratos ao Dr. K. Sekiguchi (Instituto de pesquisa da proteína, Universidade de Osaka), Dr. M. Yamada (Instituto de pesquisa da proteína, Universidade de Osaka), Dr. T. Ikejima (China-Japão pesquisa Instituto de medicina e Ciências Farmacêuticas, faculdade de Wuya de Inovação, Universidade de Shenyang farmacêutico) e T. Hayashi (China-Japão pesquisa Instituto de medicina e Ciências Farmacêuticas, faculdade de inovação de Wuya, Shenyang farmacêutico Universidade) para comentários úteis.

Materials

Albumin, from bovine serum (BSA) Merck KGaA A4503
1 % BSA  Merck KGaA A4503 Dissolve 1 g of BSA powder in 100 mL of PBS (-) and filtrate 
Cell Counting Kit-8 Dojindo Molecular Technologies, Inc. 347-07621 tetrazolium salt, 2-(2-methoxy-4-nitrophenyl)-3-(4-nitrophenyl)-5-(2,4-disulfophenyl)-2H tetrazolium, monosodium salt (WST-8) 
Collagen type I (Acid soluble collgen) Nippi Inc. ASC-1-100-20 from bovine (any other species available, concentration is 3.0 mg/mL
disposable membrane filter unit DISMIC cellulose acetate ADVANTEC Co., LTD. 25CS020AS 0.2 µm pore size
human keratinocyte line cell  FEPE1L-8  Donated Dr.W.G. Carter (Fred Hutchinson Cancer Research Center, Seattle, WA)   
K-1 Kyokuto Seiyaku Inc. 28204 additive supplement with 500 mg of BSA, 500 mg of bovine pituitarybody extracts, 2.5 mg of insulin, 0.05 µg of h-EGF and 5 mg of heparin
K110 Type-II medium Kyokuto Seiyaku Inc. 28204 keratinocyte basal culture medium 
K110 Type-II medium with K-1 and Penicillin-Streptomycin (K110) Kyokuto Seiyaku Inc. 28204 Add 5 mL of Penicillin-Streptomycin and 10 mL of additive supplement (K-1) in 500 mL of K110 type-II keratinocyte basal culture medium 
PBS (-)  Merck KGaA P-5368 Dissolve 1 pouch of PBS (-) powder in 1000 mL of deionized water and filtrate 
10x PBS (-) Merck KGaA P-5368 Dissolve 1 pouch of PBS (-) powder in 100 mL of deionized water and filtrate 
Penicillin-Streptomycin MP Biomedicals, LLC 1670049 10000 units/mL of penisillin G and 10,000μg/mL of streptmycin sulfate in physiological saline
Phosphate bufferred saline BioPerformance CertiCertified, pH 7.4 Merck KGaA P-5368-10 pack
Trypsin from porcine pancreas Merck KGaA T4799
0.05 % trypsin  Merck KGaA T4799 Dissolve 0.25 g of  trypsin and  0.186 g of EDTA.2Na in 500 mL of PBS (-)  and filtrate 
Trypsin inhibitor from soybean FUJIFILM Wako Pure Chemical corporation 202-20123
Trypsin inhibitor  FUJIFILM Wako Pure Chemical corporation 202-20123 Dissolve 50 mg of trypsin inhibitor and 500 mg of BSA in 500 mL of PBS (-) and filtrate 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Kanta, J. Collagen as a tool in studying fibroblastic cell behavior. Cell Adhesion & Migration. 9 (4), 308-316 (2015).
  2. Kleinman, H. K. Fibroblast adhesion to collagen substrates. Methods of Enzymology. 82, 503-508 (1982).
  3. Kleinman, H. K., Haralsonand, M. A., Hassell, J. R., et al. Use of extracellular matrix and its components in culture. Extracellular Matrix: A Practical Approach, 1st ed. , 289-301 (1995).
  4. Yamato, M., Hayashi, T., Ninomiya, Y., Olsen, B. R., Ooyama, T. Topological distribution of collagen binding sites on fibroblasts cultured within collagen gels. Extracellular Matrix-Cell Interaction. , 123-140 (1998).
  5. Suzuki, Y., Someki, I., Adachi, E., Irie, S., Hattori, S. Interaction of collagen molecules from the aspect of fibril formation: Acid-soluble, alkali-treated and MMP1-digested fragments of type I collagen. Journal of Biochemistry. 126, 54-67 (1999).
  6. Fujisaki, H., Hattori, S. Keratinocyte apoptosis on type I collagen gel caused by lack of laminin 5/10/11 deposition and Akt signaling. Experimental Cell Research. 280, 255-269 (2002).
  7. Sasaki, J., Fujisaki, H., Adachi, E., Irie, S., Hattori, S. Delay of cell cycle progression and induction of death of cancer cells on type I collagen fibrils. Connective Tissue Research. 52 (3), 167-177 (2011).
  8. Wang, Z., Li, R., Zhong, R. Extracellular matrix promotes proliferation, migration and airway smooth muscle cells in a rat model of chronic obstructive pulmonary disease via upregulation of the PI3K/AKT signaling pathway. Molecular Medicine Reports. 18, 3143-3152 (2018).
  9. Shih, Y. -. R., Tseng, K. F., Lai, H. -. Y., Lin, C. -. H., Lee, O. K. Matrix stiffness regulation of integrin‐mediated mechanotransduction during osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells. Journal of Bone and Mineral Research. 26, 730-738 (2011).
  10. Breitkreutz, D., Koxholt, I., Thiemann, K., Nischt, R. Skin basement membrane: The foundation of epidermal integrity- BM functions and diverse roles of binding molecules nidogen and perlecan. BioMed Resesrch International. , 179784 (2013).
  11. Fujisaki, H., et al. Respective optimal calcium concentrations for proliferation on type I collagen fibrils in two keratinocyte line cells, HaCaT and FEPE1L-8. Regenerative Therapy. 8, 73-79 (2018).
  12. Kaur, P., McDougall, J. K., Cone, R. Immortalization of primary human epithelial cells by cloned cervical carcinoma DNA containing human papillomavirus type 16 E6/E7 open reading frames. Journal of General Virology. 70, 1261-1266 (1989).
  13. Kaur, P., Carter, W. G. Integrin expression and differentiation in transformed human epidermal cells is regulated by fibroblasts. Journal of Cell Science. 103, 755-763 (1992).
  14. Fujisaki, H., Adachi, E., Hattori, S. Keratinocyte differentiation and proliferation are regulated by adhesion to the three-dimensional meshwork structure of type IV collagen. Connective Tissue Research. 49 (6), 426-436 (2008).
  15. Hirose, M., Kosugi, H., Nakazato, K., Hayashi, T. Restoration to a quiescent and contractile phenotype from a proliferative phenotype of myofibroblast-like human aortic smooth muscle cells by culture on type IV collagen gels. Journal of Biochemistry. 125, 991-1000 (1999).
  16. Yonemura, S. Differential Sensitivity of Epithelial Cells to Extracellular Matrix in Polarity Establishment. Plos One. 9, 112922 (2014).
  17. Sato, K., et al. Possible Involvement of Aminotelopeptide in Self-assembly and Thermal Stability of Collagen I as Revealed by Its Removal with Proteases. Journal of Biological Chemistry. 275 (33), 25870-25875 (2000).
  18. Nakazato, K., Muraoka, M., Adachi, E., Hayashi, T. Gelation of lens capsule type IV collagen solution at a neutral pH. Journal of Biochemistry. 120, 889-894 (1996).
  19. Hattori, S., et al. Type I -Type IV collagen hybrid gel. European patent. , (2015).
  20. Henriet, P., Zhong, Z. D., Brooks, P. C., Weinberg, K. I., DeClerck, Y. A. Contact with fibrillar collagen inhibits melanoma cell proliferation by up-regulating p27KIP1. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (18), 10026-10031 (2000).
  21. Liu, X., et al. Differential levels of reactive oxygen species in murine preadipocyte 3T3-L1 cells cultured on type I collagen molecule-coated and gel-covered dishes exert opposite effects on NF-κB-mediated proliferation and migration. Free Radical Research. 28, 1-16 (2018).

Tags

CollagenType I Collagen2D Culture3D CultureCell CultureKeratinocytesProliferationSubstratePBSHydrochloric AcidCell BehaviorBiological EnvironmentCulture MediumGelationIncubation

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Fujisaki, H., Futaki, S., Mizuno, K., Hattori, S. Evaluation of Keratinocyte Proliferation on Two- and Three-dimensional Type I Collagen Substrates. J. Vis. Exp. (146), e59339, doi:10.3791/59339 (2019).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image