Summary

Acquisizione e analisi dei dati nel cervello evocato Audiometria di risposta nei topi

Published: May 10, 2019
doi:

Summary

L’audiometria di risposta evocata dal tronco encefalico è uno strumento importante nella neurofisiologia clinica. Al giorno d’oggi, l’audiometria di risposta evocata dal tronco encefalico viene applicata anche nella scienza di base e negli studi preclinici che coinvolgono modelli animali farmacologici e genetici. Qui forniamo una descrizione dettagliata di come le risposte del tronco encefalico uditivo possono essere registrate e analizzate con successo nei topi.

Abstract

Cervello evocato risposta audiometria (BERA) è di rilevanza centrale nella neurofisiologia clinica. Come altre tecniche di potenziale evocato (EP), come potenziali evocati visivamente (VEP) o somatosensoriali, i potenziali uditivi evocati (AImp) sono innescati dalla presentazione ripetitiva di stimoli identici, risposta elettroencefalografica (EEG) di cui viene successivamente mediata con conseguente distinte deviazioni positive (p) e negative (n). Nell’uomo, sia l’ampiezza che la latenza dei singoli picchi possono essere utilizzate per caratterizzare le alterazioni nella sincronizzazione e nella velocità di conduzione nei circuiti neuronali sottostanti. È importante sottolineare che gli AEP sono applicati anche nella scienza di base e preclinica per identificare e caratterizzare la funzione uditiva nei modelli animali farmacologici e genetici. Ancora di più, vengono utilizzati modelli animali in combinazione con test farmacologici per studiare potenziali benefici nel trattamento della perdita dell’udito neurosensoriale (ad esempio, deficit uditivi indotta dall’età o dal rumore). Qui forniamo una descrizione dettagliata e integrativa di come registrare le risposte uditive con cellule staminali cerebrali (ADR) nei topi utilizzando l’applicazione click e tone-burst. Un obiettivo specifico di questo protocollo è l’alloggiamento degli animali pre-sperimentale, l’anestesia, la registrazione ABR, i processi di filtraggio ABR, l’analisi automatizzata della funzione di crescita dell’ampiezza basata sulle wavelet e il rilevamento della latenza.

Introduction

Un aspetto centrale della fisiologia cerebrale è la sua capacità di elaborare le informazioni ambientali con conseguente produzione intrinseca o estrinseca diversa, come l’apprendimento, la memoria, le reazioni emotive o le risposte motorie. Vari approcci sperimentali e diagnostici possono essere utilizzati per caratterizzare la reattività elettrofisiologica dei singoli tipi di cellule neuronali o ammassi/insiemi di neuroni all’interno di un circuito neuronale correlato allo stimolo. Queste tecniche elettrofisiologiche coprono diverse dimensioni spatiotemporali su micro, meso e macroscala1. Il livello di microscala comprende la tensione e gli approcci di morsetto di corrente in diverse modalità patch-clamp utilizzando, ad esempio, neuroni coltivati o acutamente dissociati1. Queste tecniche in vitro consentono la caratterizzazione delle singole entità attuali e la loro modulazione farmacologica2,3. Un inconveniente essenziale, tuttavia, è la mancanza di informazioni sistemiche per quanto riguarda l’integrazione e l’elaborazione delle informazioni micro e macrocircuitiche. Questa menomazione è parzialmente superata da tecniche in vitro del mesoscalato, come gli array multielettrodi che consentono registrazioni simultanee di multielettrodi extracellulari non solo nei neuroni coltivati, ma anche nelle fette acute del cervello4, 5. Mentre i microcircuiti possono essere conservati nelle fette di cervello in misura specifica (ad esempio, nell’ippocampo), le interconnessioni a lungo raggio sono in genere perse6. In definitiva, per studiare le interconnessioni funzionali all’interno dei circuiti neuronali, le tecniche elettrofisiologiche sistemiche in vivo sulla macroscala sono il metodo di scelta7. Questi approcci includono, tra le altre cose, le registrazioni EEG di superficie (epidurale) e profonde (intracerebrali) che vengono effettuate sia nell’uomo che nei modelli animali1. I segnali EEG sono prevalentemente basati sull’input sinaptico sincronizzato sui neuroni piramidali in diversi strati corticali che possono essere inibitori o eccitatori in principale, nonostante la predominanza generale dell’input eccitatorio8. Dopo la sincronizzazione, gli eccitatori spostamenti post-based potenziali nei campi elettrici extracellulari vengono riassunti per formare un segnale di forza sufficiente per essere registrati sul cuoio capelluto utilizzando elettrodi di superficie. In particolare, una registrazione del cuoio capelluto rilevabile da un singolo elettrodo richiede l’attività di diecimila neuroni piramidali e un complesso armamentario di dispositivi tecnici e strumenti di lavorazione, tra cui un amplificatore, processi di filtraggio (filtro a passa-basso, filtro passa-alto, filtro tacca) ed elettrodi con proprietà specifiche del conduttore.

Nella maggior parte delle specie animali sperimentali (ad esempio topi e ratti), l’approccio EEG del cuoio capelluto basato sull’uomo non è tecnicamente applicabile, in quanto il segnale generato dalla corteccia sottostante è troppo debole a causa del numero limitato di neuroni piramidali sincronizzati9, 10,11. Nei roditori, gli elettrodi superficiali (scalp) o gli elettrodi subdermici sono quindi gravemente contaminati da elettrocardiogramma e prevalentemente artefatti elettromiogramma che rendono impossibili le registrazioni EEG di alta qualità9,11, 12. Quando si utilizzano topi e ratti in movimento libero senza soscia, è quindi obbligatorio registrare direttamente dalla corteccia tramite elettrodi epidurali o dalle strutture profonde e intracerebrali per garantire il collegamento fisico diretto della punta di rilevamento dell’elettrodo piombo/impiantato ai cluster di cellule neuronali che generano segnale. Questi approcci EEG possono essere eseguiti sia in una configurazione di sistema legato restrittivo o utilizzando l’approccio di telemetria radio EEG impiantabile non restraining9,10,11. Entrambe le tecniche hanno i loro pro e contro e possono essere un approccio prezioso nella caratterizzazione qualitativa e quantitativa della suscettibilità/sequestro delle crisi epilettiche, della ritmicità circadiana, dell’architettura del sonno, dell’attività oscillatoria e della sincronizzazione, compresa l’analisi della frequenza temporale, l’analisi delle fonti, ecc.9,10,13,14,15,16,17.

Mentre i sistemi di tetheing e la telemetria radio consentono rispettivamente le registrazioni EEG in condizioni di contenimento/semirestraining o non di addestramento, le condizioni sperimentali correlate non corrispondono ai requisiti per le registrazioni ABR. Quest’ultima richiesta di stimoli acustici definiti che vengono presentati ripetutamente nel tempo con posizioni definite di un altoparlante e livelli di pressione sonora sperimentale e controllati (SPL). Questo può essere ottenuto sia con la fissazione della testa in condizioni di contenimento o in seguito all’anestesia18,19. Per ridurre lo stress sperimentale, gli animali sono normalmente anestesizzati durante la sperimentazione ABR, ma va considerato che l’anestesia può interferire con gli ABR19,20.

Come caratteristica generale, l’EEG è costituito da frequenze diverse in un intervallo di tensione di 50-100 – V. Frequenze di sfondo e ampiezze dipendono fortemente dallo stato fisiologico dell’animale sperimentale. Nello stato di veglia predominano le frequenze beta e gamma (z) con ampiezza inferiore. Quando gli animali si addormentano, si verificano frequenze alfa (z), theta (z) e delta (z) , che presentano una maggiore ampiezza EEG21. Una volta stimolato un canale sensoriale (ad esempio, il percorso acustico), la propagazione delle informazioni viene mediata attraverso l’attività neuronale attraverso il sistema nervoso periferico e centrale. Tale stimolazione sensoriale (ad esempio acustica) attiva i cosiddetti EP o risponde alle risposte evocate. In particolare, i potenziali legati agli eventi (ERP) sono molto più bassi rispetto all’EEG (cioè solo alcuni microvolt). Pertanto, ogni singolo ERP basato su un singolo stimolo andrebbe perso in un contesto EEG ad alta ampiezza. Pertanto, una registrazione di un ERP richiede l’applicazione ripetitiva di stimoli identici (ad esempio, clic nelle registrazioni ABR) e la successiva media per eliminare qualsiasi attività e artefatti in background EEG. Se le registrazioni ABR vengono eseguite in animali anestesizzati, è facile usare elettrodi subdermici qui.

Principalmente, gli AEP includono EP a breve latenza, che sono normalmente correlati ad ATAR o BERA, e ulteriori potenziali successivi come eP di midlatency (risposte di midlatency [MLR]) e EP a lunga latenza22. È importante sottolineare che il disturbo nell’elaborazione delle informazioni uditive è spesso una caratteristica centrale delle malattie neuropsichiatriche (malattie demielinanti, schizofrenia, ecc.) e associato a alterazioni AEP23,24 ,25. Mentre le indagini comportamentali sono in grado di rivelare solo un danno funzionale, gli studi AEP consentono un’analisi spatiotemporale precisa della disfunzione uditiva relativa a specifiche strutture neuroanatomiche26.

ADR come primi, breve latenza acusticamente EP sono normalmente rilevati su applicazione di click da moderata ad alta intensa, e ci possono verificarsi fino a sette picchi ABR (WI-WVII). Le onde più importanti (WI-WV)sono legate alle seguenti strutture neuroanatomiche: WI al nervo uditivo (porzione distale, all’interno dell’orecchio interno); WII al nucleo cocleare (parte prossimale del nervo uditivo, terminazione del tronco encefalico); WIII al complesso olivastico superiore (SOC); WIV al lemniscus laterale (LL); WV alla terminazione del lemniscus laterale (LL) all’interno del collicolo inferiore (IC) sul lato contralaterale27 (supplementari Figura 1). Va notato che WII-WV hanno probabilmente più di una struttura anatomica del percorso uditivo ascendente che li contribuisce. In particolare, l’esatta correlazione dei picchi e delle strutture sottostanti del tratto uditivo non è ancora completamente chiarita.

In audiologia, gli ADR possono essere utilizzati come strumento di screening e diagnostica e per il monitoraggio chirurgico28,29. È molto importante per l’identificazione di disacusis, ipacusi e anacusie (ad esempio, nella perdita dell’udito legata all’età, perdita dell’udito indotta dal rumore, perdita dell’udito metabolica e congenita e perdita uditiva asimmetrica e deficit uditivi a causa di deformità o malformazioni, lesioni e neoplasmi)28. Gli ADR sono rilevanti anche come test di screening per bambini iperattivi, con disturbi dell’intestino o per altri bambini che non sarebbero in grado di rispondere all’audiometria convenzionale (ad esempio, in malattie neurologiche/psichiatriche come ADHD, SM, autismo ecc.29 , 30) e nello sviluppo e nell’allestimento chirurgico di impianti cocleari28. Infine, le ADR possono fornire preziose informazioni sui potenziali effetti collaterali ototossici dei neuropsicofarmaci, come gli antiepilelettici31,32.

Il valore della traduzione delle conoscenze neurofisiologiche ottenute da modelli murini farmacologici o transgenici all’uomo è stato dimostrato in numerosi ambienti, in particolare sul livello di ERP nei paradigmi uditivi nei topi e nei ratti33, 34,35. Nuove informazioni sui primi AEP alterati e sui cambiamenti associati nell’elaborazione delle informazioni uditive nei topi e nei ratti possono quindi essere tradotti nell’uomo ed è di importanza centrale nella caratterizzazione e nell’endofenotipizzazione uditiva, neurologica e neuropsichiatriche in futuro. Qui forniamo una descrizione dettagliata di come gli ADR possono essere registrati e analizzati con successo nei topi per scopi scientifici, tossicologici e farmacologici di base.

Protocol

Tutte le procedure sugli animali sono state eseguite secondo le linee guida del Consiglio tedesco sulla cura degli animali e tutti i protocolli sono stati approvati dal comitato istituzionale e nazionale locale per la cura degli animali (Landesamt fàr Natur, Umwelt, und Verbraucherschutz, Stato Ufficio della Renania Settentrionale-Vestfalia, Dipartimento della Natura, dell’Ambiente e del Consumismo [LANUV NRW], Germania). Gli autori certificano inoltre che tutta la sperimentazione animale è stata effettuata in conformi…

Representative Results

Le registrazioni ABR evocate da raffiche di tipo click- e tono possono essere utilizzate per valutare le differenze di soglia dell’udito, la funzione di crescita dell’ampiezza e il confronto della latenza. ADR a cui è esibito con il clic nella modalità di aumento SPL sono illustrati nella Figura 1 per i controlli e due linee di mouse mutantiesemplari che sono carenti per il canale Cav3.2 T-type voltage-gated Ca2 <…

Discussion

Questo protocollo fornisce una descrizione dettagliata e integrativa di come registrare le risposte del tronco encefalico evocato uditivo nei topi. Si pone un’attenzione specifica sul pretrattamento degli animali, l’anestesia e i potenziali fattori di confusione metodologica. Questi ultimi includono, tra gli altri, il sesso, la linea del mouse, l’età e le condizioni abitative. Va notato che tutti questi fattori possono avere un impatto sulla perdita dell’udito sensoriale e sugli aspetti fondamentali dell’elaborazione ud…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Gli autori desiderano ringraziare la Dott.ssa Christina Kolb (Centro tedesco per le malattie neurodegenerative[D-NE]) e il Dr. Robert Stark per l’assistenza nell’allevamento degli animali e nell’assistenza sanitaria degli animali. Questo lavoro è stato sostenuto finanziariamente dall’Istituto federale per la droga e i dispositivi medici (Bundesinstitut fàr Arzneimittel und Medizinprodukte, BfArM, Bonn, Germania).

Materials

AEP/OAE Software for RZ6 (BioSigRZ software) Tucker-Davis Technologies (TDT) BioSigRZ
Binocular surgical magnification microscope Zeiss Stemi 2000 0000001003877, 4355400000000, 0000001063306, 4170530000000, 4170959255000, 4551820000000, 4170959040000, 4170959050000
Cages (Macrolon) Techniplast 1264C, 1290D
Carprox vet, 50mg/ml Virbac Tierarzneimittel GmbH PZN 11149509
Cold light source Schott KL2500 LCD 9.705 202
Cotton tip applicators (sterile) Carl Roth EH12.1
Custom made meshed metal Faraday cage (stainless steel, 2 mm thickness, 1 cm mesh size) custom made custom made
5% Dexpanthenole (Bepanthen eye and nose creme) Bayer Vital GmbH PZN: 01578681
Disposable Subdermal stainless steel Needle
electrodes, 27GA, 12mm
Rochester Electro-Medical, Inc. S03366-18
Surgical drape sheets (sterile) Hartmann PZN 0366787
Ethanol, 70% Carl Roth 9065.5
1/4'' Free Field Measure Calibration Mic Kit Tucker-Davis Technologies (TDT) PCB-378C0
Gloves (sterile) Unigloves 1570
Graefe Forceps-curved, serrated FST 11052-10
GraphPad Prism 6 Software, V6.07 GraphPad Prism Software, Inc. https://www.graphpad.com/
Heat-based surgical instrument sterilizer FST 18000-50
Homeothermic
heating blanked
ThermoLux 461265 / -67
Ketanest S (Ketamine), 25mg/ml Pfizer PZN 08707288
Ringer’s solution (sterile) B.Braun PZN 01471434
Matlab software MathWorks, Inc. https://de.mathworks.com/products/matlab.html
Medusa 4-Channel Low Imped. Headstage Tucker-Davis Technologies (TDT) RA4LI
Medusa 4-Channel Pre-Amp/Digitizer Tucker-Davis Technologies (TDT) RA4PA
Microphone PCB Pieztronics 378C01
Multi Field Speaker- Stereo Tucker-Davis Technologies (TDT) MF1-S
Oscilloscope Tektronix DPO3012
Optical PC1 express card for Optibit Interface) Tucker-Davis Systems (TDT) PO5e
Askina Braucel pads (cellulose absorbet pads) B.Braun PZN 8473637
Preamplifier PCB Pieztronics 480C02
RZ6 Multi I/O Processor system (BioSigRZ) Tucker-Davis Technologies (TDT) RZ6-A-PI
0.9% saline (NaCl, sterile) B.Braun PZN:8609255
SigGenRZ software Tucker-Davis Technologies (TDT) https://www.tdt.com/
Software R (version 3.2.1) + Reshape 2 (Version 1.4.1) + ggplot 2 (version 1.0.1) + datatable (version 1.9.4), + gdata (version 2.13.3), + pastecs (version 1.3.18), + waveslim (version 1.7.5), + MassSpecWavelet (version 1.30.0) The R Foundation, R Core Team 2015 Open Source Software (freely distributable)
Sound attenuating cubicle Med Associates Inc. ENV-018V
Standard Pattern Forceps, 12cm and 14.5 cm length FST 11000-12, 11000-14
Leukosilk tape BSN medical GmbH & Co. KG PZN 00397109
Tissue Forceps- 1×2 Teeth 12 cm FST 11021-12
Uniprotect ventilated cabinet Bioscape THF3378
Ventilated cabinet Tecniplast 9AV125P
Xylazine (Rompun), 2% Bayer Vital GmbH PZN 1320422

References

  1. Sporns, O., Tononi, G., Kotter, R. The human connectome: A structural description of the human brain. PLOS Computational Biology. 1 (4), e42 (2005).
  2. Bebarova, M. Advances in patch clamp technique: towards higher quality and quantity. General Physiology and Biophysics. 31 (2), 131-140 (2012).
  3. Kornreich, B. G. The patch clamp technique: principles and technical considerations. Journal of Veterinary Cardiology. 9 (1), 25-37 (2007).
  4. Spira, M. E., Hai, A. Multi-electrode array technologies for neuroscience and cardiology. Nature Nanotechnology. 8 (2), 83-94 (2013).
  5. Obien, M. E., Deligkaris, K., Bullmann, T., Bakkum, D. J., Frey, U. Revealing neuronal function through microelectrode array recordings. Frontiers in Neuroscience. 8, 423 (2014).
  6. Heuschkel, M. O., Fejtl, M., Raggenbass, M., Bertrand, D., Renaud, P. A three-dimensional multi-electrode array for multi-site stimulation and recording in acute brain slices. Journal of Neuroscience Methods. 114 (2), 135-148 (2002).
  7. Kimiskidis, V. K. Transcranial magnetic stimulation (TMS) coupled with electroencephalography (EEG): Biomarker of the future. Reviews in Neurology. 172 (2), 123-126 (2016).
  8. Nunez, P. L. Toward a quantitative description of large-scale neocortical dynamic function and EEG. Behavioral Brain Science. 23 (3), 371-437 (2000).
  9. Lundt, A., et al. EEG Radiotelemetry in Small Laboratory Rodents: A Powerful State-of-the Art Approach in Neuropsychiatric, Neurodegenerative, and Epilepsy Research. Neural Plasticity. 2016, 8213878 (2016).
  10. Papazoglou, A., et al. Non-restraining EEG Radiotelemetry: Epidural and Deep Intracerebral Stereotaxic EEG Electrode Placement. Journal of Visualized Experiments. 112 (112), e54216 (2016).
  11. Weiergraber, M., Henry, M., Hescheler, J., Smyth, N., Schneider, T. Electrocorticographic and deep intracerebral EEG recording in mice using a telemetry system. Brain Research Brain Research Protocols. 14 (3), 154-164 (2005).
  12. Kallstrand, J., Nehlstedt, S. F., Skold, M. L., Nielzen, S. Lateral asymmetry and reduced forward masking effect in early brainstem auditory evoked responses in schizophrenia. Psychiatry Research. 196 (2-3), 188-193 (2012).
  13. Muller, R., et al. Automatic Detection of Highly Organized Theta Oscillations in the Murine EEG. Journal of Visualized Experiments. (121), e55089 (2017).
  14. Papazoglou, A., et al. Gender specific hippocampal whole genome transcriptome data from mice lacking the Cav2.3 R-type or Cav3.2 T-type voltage-gated calcium channel. Data in Brief. 12, 81-86 (2017).
  15. Papazoglou, A., et al. Gender-Specific Hippocampal Dysrhythmia and Aberrant Hippocampal and Cortical Excitability in the APPswePS1dE9 Model of Alzheimer’s Disease. Neural Plasticity. 2016, 7167358 (2016).
  16. Papazoglou, A., et al. Motor Cortex Theta and Gamma Architecture in Young Adult APPswePS1dE9 Alzheimer Mice. PLOS ONE. 12 (1), e0169654 (2017).
  17. Siwek, M. E., et al. Altered theta oscillations and aberrant cortical excitatory activity in the 5XFAD model of Alzheimer’s disease. Neural Plasticity. , 781731 (2015).
  18. Welch, T. M., Church, M. W., Shucard, D. W. A method for chronically recording brain-stem and cortical auditory evoked potentials from unanesthetized mice. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 60 (1), 78-83 (1985).
  19. Church, M. W., Gritzke, R. Effects of ketamine anesthesia on the rat brain-stem auditory evoked potential as a function of dose and stimulus intensity. Electroencephalography and Clinical Neurophysiology. 67 (6), 570-583 (1987).
  20. van Looij, M. A., et al. Impact of conventional anesthesia on auditory brainstem responses in mice. Hearing Research. 193 (1-2), 75-82 (2004).
  21. Schomer, D. L., da Silva, F. L. . Niedermeyer’s Electroencephalography: Basic Principles, Clinical Applications, and Related Fields. , (2011).
  22. De Cosmo, G., Aceto, P., Clemente, A., Congedo, E. Auditory evoked potentials. Minerva Anestesiology. 70 (5), 293-297 (2004).
  23. Rosburg, T. Auditory N100 gating in patients with schizophrenia: A systematic meta-analysis. Clinical Neurophysiology. 129 (10), 2099-2111 (2018).
  24. DiLalla, L. F., McCrary, M., Diaz, E. A review of endophenotypes in schizophrenia and autism: The next phase for understanding genetic etiologies. American Journal of Medical Genetics Part C Seminar in Medical Genetics. 175 (3), 354-361 (2017).
  25. Walsh, P., Kane, N., Butler, S. The clinical role of evoked potentials. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 76 Suppl 2, ii16-ii22 (2005).
  26. Opgen-Rhein, C., Neuhaus, A., Urbanek, C., Dettling, M. New strategies in schizophrenia: impact of endophentotypes. Psychiatrische Praxis. 31 Suppl 2, S194-S199 (2004).
  27. Knipper, M., Van Dijk, P., Nunes, I., Ruttiger, L., Zimmermann, U. Advances in the neurobiology of hearing disorders: recent developments regarding the basis of tinnitus and hyperacusis. Progress in Neurobiology. 111, 17-33 (2013).
  28. Miller, C. A., Brown, C. J., Abbas, P. J., Chi, S. L. The clinical application of potentials evoked from the peripheral auditory system. Hearing Research. 242 (1-2), 184-197 (2008).
  29. Manouilenko, I., Humble, M. B., Georgieva, J., Bejerot, S. Brainstem Auditory Evoked Potentials for diagnosing Autism Spectrum Disorder, ADHD and Schizophrenia Spectrum Disorders in adults. A blinded study. Psychiatry Research. 257, 21-26 (2017).
  30. Talge, N. M., Tudor, B. M., Kileny, P. R. Click-evoked auditory brainstem responses and autism spectrum disorder: A meta-analytic review. Autism Research. 11 (6), 916-927 (2018).
  31. Hamed, S. A. The auditory and vestibular toxicities induced by antiepileptic drugs. Expert Opinion in Drug Safety. 16 (11), 1281-1294 (2017).
  32. Ismi, O., et al. The Effect of Methylphenidate on the Hearing of Children with Attention Deficit Hyperactivity Disorder. International Archive in Otorhinolaryngology. 22 (3), 220-224 (2018).
  33. Michna, M., et al. Cav1.3 (alpha1D) Ca2+ currents in neonatal outer hair cells of mice. Journal of Physiology. 553 (Pt 3), 747-758 (2003).
  34. Platzer, J., et al. Congenital deafness and sinoatrial node dysfunction in mice lacking class D L-type Ca2+ channels. Cell. 102 (1), 89-97 (2000).
  35. Willaredt, M. A., Ebbers, L., Nothwang, H. G. Central auditory function of deafness genes. Hearing Research. 312, 9-20 (2014).
  36. Yee, B. K., Singer, P. A conceptual and practical guide to the behavioural evaluation of animal models of the symptomatology and therapy of schizophrenia. Cell Tissue Research. 354 (1), 221-246 (2013).
  37. Fahey, J. R., Katoh, H., Malcolm, R., Perez, A. V. The case for genetic monitoring of mice and rats used in biomedical research. Mammalian Genome. 24 (3-4), 89-94 (2013).
  38. Hunsaker, M. R. Comprehensive neurocognitive endophenotyping strategies for mouse models of genetic disorders. Progress in Neurobiology. 96 (2), 220-241 (2012).
  39. Turner, J. G., Parrish, J. L., Hughes, L. F., Toth, L. A., Caspary, D. M. Hearing in laboratory animals: strain differences and nonauditory effects of noise. Computational Medicine. 55 (1), 12-23 (2005).
  40. Neumann, P. E., Collins, R. L. Genetic dissection of susceptibility to audiogenic seizures in inbred mice. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 88 (12), 5408-5412 (1991).
  41. Meier, S., Groeben, H., Mitzner, W., Brown, R. H. Genetic variability of induction and emergence times for inhalational anaesthetics. European Journal of Anaesthesiology. 25 (2), 113-117 (2008).
  42. Majewski-Tiedeken, C. R., Rabin, C. R., Siegel, S. J. Ketamine exposure in adult mice leads to increased cell death in C3H, DBA2 and FVB inbred mouse strains. Drug Alcohol Dependence. 92 (1-3), 217-227 (2008).
  43. Bonthuis, P. J., et al. Of mice and rats: key species variations in the sexual differentiation of brain and behavior. Frontiers in Neuroendocrinology. 31 (3), 341-358 (2010).
  44. Buckmaster, P. S., Haney, M. M. Factors affecting outcomes of pilocarpine treatment in a mouse model of temporal lobe epilepsy. Epilepsy Research. 102 (3), 153-159 (2012).
  45. Jonasson, Z. Meta-analysis of sex differences in rodent models of learning and memory: a review of behavioral and biological data. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 28 (8), 811-825 (2005).
  46. Prendergast, B. J., Onishi, K. G., Zucker, I. Female mice liberated for inclusion in neuroscience and biomedical research. Neuroscience and Biobehavioral Reviews. 40, 1-5 (2014).
  47. Ingham, N. J., Pearson, S., Steel, K. P. Using the Auditory Brainstem Response (ABR) to Determine Sensitivity of Hearing in Mutant Mice. Current Protocols in Mouse Biology. 1 (2), 279-287 (2011).
  48. . SigGenRZ Manual Available from: https://www.tdt.com/files/manuals/SigGenRZ_Manual.pdf (2012)
  49. Bogaerts, S., Clements, J. D., Sullivan, J. M., Oleskevich, S. Automated threshold detection for auditory brainstem responses: comparison with visual estimation in a stem cell transplantation study. BMC Neuroscience. 10, 104 (2009).
  50. Probst, F. J., et al. A point mutation in the gene for asparagine-linked glycosylation 10B (Alg10b) causes nonsyndromic hearing impairment in mice (Mus musculus). PLOS ONE. 8 (11), e80408 (2013).
  51. Alvarado, J. C., Fuentes-Santamaria, V., Gabaldon-Ull, M. C., Blanco, J. L., Juiz, J. M. Wistar rats: a forgotten model of age-related hearing loss. Frontiers in Aging Neuroscience. 6, 29 (2014).
  52. Du, P., Kibbe, W. A., Lin, S. M. Improved peak detection in mass spectrum by incorporating continuous wavelet transform-based pattern matching. Bioinformatics. 22 (17), 2059-2065 (2006).
  53. Daubechies, I. . Ten lectures on wavelets. , (1992).
  54. Pearson, J. D., et al. Gender differences in a longitudinal study of age-associated hearing loss. Journal of the Acoustical Society of America. 97 (2), 1196-1205 (1995).
  55. Murphy, M. P., Gates, G. A. Hearing Loss: Does Gender Play a Role?. Medscape Womens Health. 2 (10), 2 (1997).
  56. Henry, K. R. Males lose hearing earlier in mouse models of late-onset age-related hearing loss; females lose hearing earlier in mouse models of early-onset hearing loss. Hearing Research. 190 (1-2), 141-148 (2004).
  57. Ison, J. R., Allen, P. D., O’Neill, W. E. Age-related hearing loss in C57BL/6J mice has both frequency-specific and non-frequency-specific components that produce a hyperacusis-like exaggeration of the acoustic startle reflex. Journal of the Association for Research in Otolaryngology. 8 (4), 539-550 (2007).
  58. Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing Research. 130 (1-2), 94-107 (1999).
  59. Zhou, X., Jen, P. H., Seburn, K. L., Frankel, W. N., Zheng, Q. Y. Auditory brainstem responses in 10 inbred strains of mice. Brain Research. 1091 (1), 16-26 (2006).
  60. Lundt, A., et al. Cav3.2 T-Type Calcium Channels Are Physiologically Mandatory For The Auditory System. 神经科学. , (2019).
check_url/cn/59200?article_type=t

Play Video

Cite This Article
Lundt, A., Soos, J., Henseler, C., Arshaad, M. I., Müller, R., Ehninger, D., Hescheler, J., Sachinidis, A., Broich, K., Wormuth, C., Papazoglou, A., Weiergräber, M. Data Acquisition and Analysis In Brainstem Evoked Response Audiometry In Mice. J. Vis. Exp. (147), e59200, doi:10.3791/59200 (2019).

View Video