Summary

Injection directe d’un vecteur Lentiviral met en évidence plusieurs voies motrices de la moelle épinière de Rat

Published: March 15, 2019
doi:

Summary

Ce protocole montre l’injection d’un vecteur viral marqués transportable dans les tissus de la moelle épinière de rat. Le vecteur est absorbé au niveau de la synapse et transporté vers le corps cellulaire des neurones de la cible. Ce modèle convient pour un traçage rétrograde des voies importantes de la colonne vertébrale ou ciblage des cellules pour des applications de la thérapie génique.

Abstract

Introduction des protéines d’intérêt dans les cellules du système nerveux est difficile en raison des barrières biologiques innées qui limitent l’accès à la plupart des molécules. Injection directement dans le tissu médullaire permet de contourner ces obstacles, donnant accès à des corps cellulaires ou synapses où les molécules peuvent être incorporés. Combinant la technologie vecteur viral avec cette méthode permet l’introduction de gènes cibles dans le tissu nerveux dans le but de la thérapie génique ou traçage des voies. Ici, un virus conçu pour le transport rétrograde très efficace (HiRet) est introduit au niveau des synapses des interneurones propriospinales (PNs) pour encourager le transport spécifique de neurones de la moelle épinière et les noyaux du tronc cérébral. Ciblage PNs tire parti des nombreuses connexions qu’ils reçoivent de voies motrices telles que les tracts rubrospinaux et réticulospinales, ainsi que leur interconnexion avec les autres dans l’ensemble des segments de la moelle épinière. Représentant suivi à l’aide du vecteur HiRet constitutivement actif protéine fluorescente verte (GFP) montre haute fidélité détails de corps cellulaires, les axones et les arbres dendritiques dans PNs thoraciques et dans les neurones réticulospinales dans la formation réticulée pontique. HiRet intègre bien dans les voies du tronc cérébral et PNs, mais montre l’intégration dépendant âge dans les neurones du faisceau pyramidal. En résumé, l’injection de la moelle épinière à l’aide de vecteurs viraux est une méthode appropriée pour l’introduction de protéines d’intérêt dans les neurones des secteurs ciblés.

Introduction

Vecteurs viraux sont des outils biologiques importants qui peuvent introduire le matériel génétique dans les cellules afin de compenser les gènes défectueux, protéines de croissance important de réguler positivement ou fabriquer des protéines de marqueur qui mettent en valeur la structure et les connexions synaptiques de leurs cibles. Cet article se concentre sur l’injection directe d’un vecteur lentiviral marqués transportable très efficace dans la moelle épinière de rat afin de faire ressortir les grandes voies motrices avec traçage fluorescente.  Cette méthode est aussi très appropriée pour des études de régénération et repousse axonales d’introduire des protéines d’intérêt dans les diverses populations de neurones et a été utilisée pour faire taire les neurones pour cartographie fonctionnelle études1,2.

Nombreux détails anatomiques des voies motrices la colonne vertébrale ont été élucidées par des études de l’injection directe à traceurs classiques tels que BDA et fluoro-or3,4,5,6,7 , 8. ces traceurs sont considérées comme l’étalon-or mais peuvent avoir certains inconvénients tels que l’absorption par les axones endommagés, ou axones dans passage de la substance blanche entourant une injection site9,10,11 . Cela pourrait conduire à des interprétations erronées de la connectivité de la voie et peut être un inconvénient dans les études de régénération où absorption du colorant par des axones endommagés ou dissociées pourrait être confondu avec pour régénérer les fibres au cours de l’analyse ultérieure12.

Vecteurs lentiviraux sont populaires dans les études de thérapie génique, puisqu’elles fournissent une expression stable et à long terme dans les populations neuronales13,14,15,16,17,18 ,,19. Cependant, traditionnellement emballés vecteurs lentiviraux peut avoir limité transport rétrograde et peuvent déclencher la réponse du système immunitaire lorsqu’il est utilisé en vivo4,20,,21. Un vecteur de transport rétrograde très efficace appelé HiRet a été produit par Kato et al. en modifiant l’enveloppe virale avec une glycoprotéine de virus de la rage pour créer un vecteur hybride qui améliore le transport rétrograde22,23.

Traçage rétrograde introduit un vecteur dans l’espace synaptique d’un neurone cible, lui permettant d’être absorbés par l’axone de la cellule et transportés vers le corps cellulaire. Transport avec succès des HiRet a été démontrée de synapses neuronales dans le cerveau des souris et des primates23,24 et du muscle dans les motoneurones22. Ce protocole montre l’injection dans la moelle lombaire, en ciblant spécifiquement les terminaux synaptiques de propriospinales interneurones et des neurones du tronc cérébral. PNs recevoir des connexions de plusieurs différentes voies spinales et peuvent donc être utilisés pour cibler une population diverse de neurones de la moelle épinière et du tronc cérébral. Neurones marqués dans cette étude représentent des circuits qui innervent les motoneurones piscines relatives à la fonction motrice du membre postérieur. Étiquetage robuste est vu dans la moelle épinière et le tronc cérébral, y compris des détails de haute fidélité de tonnelles dendritiques et terminaisons axonales. Nous avons aussi utilisé cette méthode dans les études précédentes au sein de la moelle épinière cervicale d’étiqueter propriospinales et tronc cérébral de voies réticulospinales25.

Ce protocole montre l’injection d’un vecteur viral dans la moelle épinière lombaire d’un rat. Comme on le voit dans le film 1, l’incision est ciblée en identifiant la vertèbre L1 située à la dernière côte. Cela est utilisé comme un point de repère caudale pour une incision de 3-4 cm qui expose la musculature sur la moelle épinière L1-L4. Laminectomies des aspects dorsales des vertèbres T11-T13 sont effectués et une aiguille de verre biseauté est réalisée 0,8 mm latéral de la ligne médiane et abaissé de 1,5 mm profondément dans la matière grise pour injecter le virus.

Protocol

Toutes les procédures de soins chirurgicaux et animaux suivants ont été approuvés par la protection des animaux et utilisation Committee de la Temple University. 1. pré-chirurgicale préparations Préparer le verre tiré aiguilles pour injection virale quelques jours avant une intervention chirurgicale à l’aide de 3,5 nanolitres verre pipettes capillaires conçus pour injecteurs nanolitre. Tirez chaque pipette sur un extracteur d’aiguille en deux étapes selon les instructi…

Representative Results

Transport du vecteur viral et injection réussie devraient aboutir à la transduction d’une population robuste de neurones unilatérales dans la moelle épinière et dans certains noyaux du tronc cérébral. Figure 1 montre un étiquetage stéréotypée des neurones et des axones dans la moelle épinière thoracique et dans la formation réticulée pontine du tronc cérébral après l’injection quatre semaines. Expression importante de la GFP est vu dans les neurones …

Discussion

La manipulation génétique des neurones dans le cerveau et la moelle épinière a servi à point culminant sensoriel, motrices et voies autonomes par l’intermédiaire de traçage fluorescente et d’explorer le potentiel de repousse des voies neuronales après blessure27,28, 29 , 30 , 31 , 32 , <sup class="xref"…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ce travail a été financé par une subvention de la National Institute of Neurological Disorders and Stroke R01 R01NS103481 et l’hôpital Shriners pour Pediatric Research accorde SHC 84051 et SHC 86000 et le ministère de la défense (SC140089).

Materials

#10 Scalpel Blades Roboz RS-9801-10 For use with the scalpel.
1 mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309659 For anesthetic IP injection, potential anesthetic booster shots, and antibiotic injections.
10mL Syringes Becton, Dickinson and Company 309604 For injecting saline into the animal, post-surgery.
4.0 Chromic Catgut Suture DemeTECH NN374-16 To re-bind muscle during closing.
48000 Micropipette Beveler World Precision Instruments 32416 Used to bevel the tips of the pulled glass capillary tubes to form functional glass needles.
5% Iodine Solution Purdue Products L.P. L01020-08 For use in sterilzation of the surgical site.
70% Ethanol N/A N/A For sterilization of newly prepared glass needles, animal models during surgical preparation, and surgeon's hands during surgery, as well as all other minor maintainances of sterility.
Anesthetic (Ketamine/Xylazine Solution) Zoetis 240048 For keeping the animal in the correct plane of consciousness during surgery.
Antibiotic (Cefazolin) West-Ward Pharmaceuticals NPC 0143-9924-90 To be injected subcutaneously to prevent infection post-surgery.
Bead Sterilizer CellPoint 5-1450 To heat sterilize surgical instruments.
Bonewax Fine Science Tools 19009-00 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Cauterizer Fine Science Tools 18010-00 To seal any arteries or veins severed during surgery to prevent excessive blood loss.
Digital Scale Okaus REV.005 For weighing the animal during surgical preparation.
Flexible Needle Attachment World Precision Instruments MF34G-5 For cleaning glass needles and loading red oil into glass needles.
Gelfoam Pfizer H68079 To seal up bone in the case of bone bleeding.
Glass Capillary Tubes World Precision Instruments 4878 For pulled glass needles – should be designed for nanoliter injectors.
Hair Clippers Oster 111038-060-000 For clearing the surgical site of hair.
Hemostats Roboz RS-7231 For general use in surgery.
Kimwipes Kimtech 34155 For general use in surgery.
Medium Point Curved Forceps Roboz RS-5136 For general use in surgery.
Micromanipulator with a Vernier Scale Kanetec N/A For precise targeting during surgery.
Microscissors Roboz RS-5621 For cutting glass whisps off of freshly pulled glass capillary tubes.
Microscope with Light and Vernier Scale Ocular Leitz Wetzlar N/A Used to visualize and measure beveling of pulled glass capillary tubes into functional glass needles.
MicroSyringe Pump Controller World Precision Instruments 62403 To control the rate of injection.
Nanoliter 2000 Pump Head Injector World Precision Instruments 500150 To load and inject virus in a controlled fashion.
Needle Puller Narishige PC-100 To heat and pull apart glass capillary tubes to form glass needles.
Ophthalamic Ointment Dechra Veterinary Products RAC 0119 To protect the animal's eyes during surgery.
Parafilm Bemis PM-996 To assist with loading virus into the nanoinjector.
PrecisionGlide Needles (25G x 5/8) Becton, Dickinson and Company 305122 For use with the 1mL and 10 mL syringes to allow injection of the animal model.
Rat Tooth Forceps Roboz RS-5152 For griping spinous processes.
Red Oil N/A N/A To provide a front for visualization of virus entering tissue during injection.
Retractors Roboz RS-6510 To hold open the surgical wound.
Rimadyl Tablets Bio Serv MP275-050 For pain management post-surgery.
Rongeurs Roboz RS-8300 To remove muscle from the spinal column during surgery.
Scalpel Blade Handle Roboz RS-9843 To slice open skin and fat pad of animal model during surgery.
Scissors Roboz RS-5980 For general use in surgery.
Stainless Steal Wound Clips CellPoint 201-1000 To bind the skin of the surgical wound during closing.
Staple Removing Forceps Kent Scientific INS750347 To remove the staples, should they be applied incorrectly.
Sterile Cloth Phenix Research Products BP-989 To provide a sterile surface for the operation.
Sterile Cotton-Tipped Applicators Puritan 806-WC To soak up blood in the surgical wound while maintaining sterility.
Sterile Gauze Covidien 2146 To clean the surgical area and surgical tools while maintaining sterility.
Sterile Saline Baxter Healthcare Corporation 281324 For use in blood clearing, and for replacing fluids post-surgery.
Surgical Gloves N/A N/A For use by the surgeon to maintain sterile field during surgery.
Surgical Heating Pad N/A N/A For maintaining the body temperature of the animal model during surgery.
Surgical Microscope N/A N/A For enhanced visualization of the surgical wound.
Surgical Stapler Kent Scientific INS750546 To apply the staples.
T/Pump Heat Therapy Water Pump Gaymar TP500C To pump warm water into the water convection warming pad.
Water Convection Warming Pad Baxter Healthcare Corporation L1K018 For use in the post-operational recovery area to maintain the body temperature of the unconscious animal.
Weighted Hooks N/A N/A To hold open the surgical wound.

References

  1. Wang, X., et al. Deconstruction of corticospinal circuits for goal-directed motor skills. Cell. 171 (2), 440-455 (2017).
  2. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).
  3. Brichta, A. M., Grant, G. Cytoarchitectural organization of the spinal cord. The rat nervous system. Vol. 2, hindbrain and spinal cord. , (1985).
  4. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. Projections from the brain to the spinal cord in the mouse. Brain Structure & Function. 215 (3-4), 159-186 (2011).
  5. Rexed, B. The cytoarchitectonic organization of the spinal cord in the cat. The Journal of Comparative Neurology. 96 (3), 414-495 (1952).
  6. Schmued, L. C., Fallon, J. H. Fluoro-gold: A new fluorescent retrograde axonal tracer with numerous unique properties. Brain Research. 377 (1), 147-154 (1986).
  7. Veenman, C. L., Reiner, A., Honig, M. G. Biotinylated dextran amine as an anterograde tracer for single- and double-labeling studies. Journal of Neuroscience Methods. 41 (3), 239-254 (1992).
  8. Watson, C., Paxinos, G., Kayalioglu, G., Heise, C. Atlas of the rat spinal cord. The spinal cord. , 238-306 (2009).
  9. Brandt, H. M., Apkarian, A. V. Biotin-dextran: A sensitive anterograde tracer for neuroanatomic studies in rat and monkey. Journal of Neuroscience Methods. 45 (1-2), 35-40 (1992).
  10. Geed, S., van Kan, P. L. E. Grasp-based functional coupling between reach- and grasp-related components of forelimb muscle activity. Journal of Motor Behavior. 49 (3), 312-328 (2017).
  11. Reiner, A., Veenman, C. L., Medina, L., Jiao, Y., Del Mar, N., Honig, M. G. Pathway tracing using biotinylated dextran amines. Journal of Neuroscience Methods. 103 (1), 23-37 (2000).
  12. Steward, O., Zheng, B., Banos, K., Yee, K. M., et al. Response to: Kim et al., "axon regeneration in young adult mice lacking nogo-A/B." neuron 38, 187-199. Neuron. 54 (2), 191-195 (2007).
  13. Brown, B. D., et al. A microRNA-regulated lentiviral vector mediates stable correction of hemophilia B mice. Blood. 110 (13), 4144-4152 (2007).
  14. Lo Bianco, C., et al. Lentiviral vector delivery of parkin prevents dopaminergic degeneration in an alpha-synuclein rat model of parkinson’s disease. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 101 (50), 17510-17515 (2004).
  15. Malik, P., Arumugam, P. I., Yee, J. K., Puthenveetil, G. Successful correction of the human cooley’s anemia beta-thalassemia major phenotype using a lentiviral vector flanked by the chicken hypersensitive site 4 chromatin insulator. Annals of the New York Academy of Sciences. 1054, 238-249 (2005).
  16. Pawliuk, R., et al. Correction of sickle cell disease in transgenic mouse models by gene therapy. Science. 294 (5550), 2368-2371 (2001).
  17. Wang, G., et al. Feline immunodeficiency virus vectors persistently transduce nondividing airway epithelia and correct the cystic fibrosis defect. The Journal of Clinical Investigation. 104 (11), R55-R62 (1999).
  18. Liang, H., Paxinos, G., Watson, C. The red nucleus and the rubrospinal projection in the mouse. Brain Structure & Function. 217 (2), 221-232 (2012).
  19. Abdellatif, A. A., et al. delivery to the spinal cord: comparison between lentiviral, adenoviral, and retroviral vector delivery systems. Journal of Neuroscience Research. 84 (3), 553-567 (2010).
  20. DePolo, N. J., et al. VSV-G pseudotyped lentiviral vector particles produced in human cells are inactivated by human serum. Molecular Therapy. 2 (3), 218-222 (2000).
  21. Higashikawa, F., Chang, L. Kinetic analyses of stability of simple and complex retroviral vectors. Virology. 280 (1), 124-131 (2001).
  22. Hirano, M., Kato, S., Kobayashi, K., Okada, T., Yaginuma, H., Kobayashi, K. Highly efficient retrograde gene transfer into motor neurons by a lentiviral vector pseudotyped with fusion glycoprotein. PLoS One. 8 (9), e75896 (2013).
  23. Kato, S., et al. A lentiviral strategy for highly efficient retrograde gene transfer by pseudotyping with fusion envelope glycoprotein. Human Gene Therapy. 22 (2), 197-206 (2011).
  24. Kato, S., et al. Selective neural pathway targeting reveals key roles of thalamostriatal projection in the control of visual discrimination. The Journal of Neuroscience. 31 (47), 17169-17179 (2011).
  25. Sheikh, I. S., Keefe, K. M., et al. Retrogradely transportable lentivirus tracers for mapping spinal cord locomotor circuits. Frontiers in Neural Circuits. 12, 60 (2018).
  26. Harrison, M., et al. Vertebral landmarks for the identification of spinal cord segments in the mouse. NeuroImage. 68, 22-29 (2013).
  27. Tang, X. Q., Heron, P., Mashburn, C., Smith, G. M. Targeting sensory axon regeneration in adult spinal cord. The Journal of Neuroscience. 27 (22), 6068-6078 (2007).
  28. Cameron, A. A., Smith, G. M., Randall, D. C., Brown, D. R., Rabchevsky, A. G. Genetic manipulation of intraspinal plasticity after spinal cord injury alters the severity of autonomic dysreflexia. The Journal of Neuroscience. 26 (11), 2923-2932 (2006).
  29. Liu, Y., Keefe, K., Tang, X., Lin, S., Smith, G. M. Use of self-complementary adeno-associated virus serotype 2 as a tracer for labeling axons: Implications for axon regeneration. PLoS One. 9 (2), e87447 (2014).
  30. Chamberlin, N. L., Du, B., de Lacalle, S., Saper, C. B. Recombinant adeno-associated virus vector: Use for transgene expression and anterograde tract tracing in the CNS. Brain Research. 793 (1-2), 169-175 (1998).
  31. Filli, L., et al. Bridging the gap: A reticulo-propriospinal detour bypassing an incomplete spinal cord injury. The Journal of Neuroscience. 34 (40), 13399-13410 (2014).
  32. Williams, R. R., Pearse, D. D., Tresco, P. A., Bunge, M. B. The assessment of adeno-associated vectors as potential intrinsic treatments for brainstem axon regeneration. The Journal of Gene Medicine. 14 (1), 20-34 (2012).
  33. Smith, G. M., Onifer, S. M. Construction of pathways to promote axon growth within the adult central nervous system. Brain Research Bulletin. 84 (4-5), 300-305 (2011).
  34. Morcuende, S., Delgado-Garcia, J. M., Ugolini, G. Neuronal premotor networks involved in eyelid responses: Retrograde transneuronal tracing with rabies virus from the orbicularis oculi muscle in the rat. The Journal of Neuroscience. 22 (20), 8808-8818 (2002).
  35. Ugolini, G. Specificity of rabies virus as a transneuronal tracer of motor networks: Transfer from hypoglossal motoneurons to connected second-order and higher order central nervous system cell groups. The Journal of Comparative Neurology. 356 (3), 457-480 (1995).
  36. Gelderd, J. B., Chopin, S. F. The vertebral level of origin of spinal nerves in the rat. The Anatomical Record. 188 (1), 45-47 (1977).
  37. Inquimbert, P., Moll, M., Kohno, T., Scholz, J. Stereotaxic injection of a viral vector for conditional gene manipulation in the mouse spinal cord. Journal of Visualized Experiments. 73, e50313 (2013).
  38. Carbajal, K. S., Weinger, J. G., Whitman, L. M., Schaumburg, C. S., Lane, T. E. Surgical transplantation of mouse neural stem cells into the spinal cords of mice infected with neurotropic mouse hepatitis virus. Journal of Visualized Experiments. 53, e2834 (2011).
  39. Snyder, B. R., et al. Comparison of adeno-associated viral vector serotypes for spinal cord and motor neuron gene delivery. Human Gene Therapy. 22 (9), 1129-1135 (2011).
  40. Cronin, J., Zhang, X. Y., Reiser, J. Altering the tropism of lentiviral vectors through pseudotyping. Current Gene Therapy. 5 (4), 387-398 (2005).
  41. Reed, W. R., Shum-Siu, A., Onifer, S. M., Magnuson, D. S. Inter-enlargement pathways in the ventrolateral funiculus of the adult rat spinal cord. 神经科学. 142 (4), 1195-1207 (2006).
  42. Mao, X., Schwend, T., Conrad, G. W. Expression and localization of neural cell adhesion molecule and polysialic acid during chick corneal development. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 53 (3), 1234-1243 (2012).
  43. Charles, P., et al. Negative regulation of central nervous system myelination by polysialylated-neural cell adhesion molecule. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 97 (13), 7585-7590 (2000).
  44. Tervo, D. G., et al. A designer AAV variant permits efficient retrograde access to projection neurons. Neuron. 92 (2), 372-382 (2016).
  45. Tohyama, T., et al. Contribution of propriospinal neurons to recovery of hand dexterity after corticospinal tract lesions in monkeys. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 114 (3), 604-609 (2017).
  46. Liu, Y., et al. A sensitized IGF1 treatment restores corticospinal axon-dependent functions. Neuron. 95 (4), 817-833 (2017).
  47. Kinoshita, M., et al. Genetic dissection of the circuit for hand dexterity in primates. Nature. 487 (7406), 235-238 (2012).

Play Video

Cite This Article
Keefe, K. M., Junker, I. P., Sheikh, I. S., Campion, T. J., Smith, G. M. Direct Injection of a Lentiviral Vector Highlights Multiple Motor Pathways in the Rat Spinal Cord. J. Vis. Exp. (145), e59160, doi:10.3791/59160 (2019).

View Video