جمع الدم معدلة من الأوردة ذيل الفئران غير تخديره بنظام جمع الدم فراغ والنظارات المكبر
Summary
وتفيد هذه الدراسة أخذ عينات الدم من الوريد الذيل في الفئران باستخدام نظام أنبوب استخراج بالمحجم مع النظارات المكبر. لدينا طريقة سهلة للممارسة ويمكن استخدامها لأخذ عينات من الدم تكرار في الفئران.
Abstract
جمع عينات الدم هو الأساس لأبحاث الحيوانات التجريبية. أنها ذات أهمية للحصول على عينات الدم كافية لأغراض بحثية مختلفة. عروق ذيل الفئران الصغيرة، ومن الصعب في بعض الأحيان الحصول على حجم الدم المطلوب بالطرق التقليدية ثقب. وتحقق هذه الدراسة تفوق جمع عينة الدم المتكررة من عروق الذيل من الفئران من خلال استخدام الدم فراغ جمع النظام والنظارات المكبر (المجموعة التجريبية) مقارنة بأساليب أخذ عينات الدم التقليدية (المجموعة التقليدية) ، يؤديها المبتدئين والخبراء، على التوالي. مع المساعدة من النظارات المكبر، يتم إدراج تلميح إبرة فراشة في هذا السياق الذيل من كل الماوس في المجموعة التجريبية. عندما هو اخترق الوريد بنجاح، يتم جمع عينة دم في أنبوب جمع الفراغ بالإدراج من المطاط نهاية إبرة فراشة في أنبوب جمع الدم فراغ. ثم يتم استخدام المكبس لجمع الدم دون مساعدة المكبر النظارات في المجموعة التقليدية. كانت تبين معدلات نجاح جمع عينات دم من المبتدئين والخبراء أن 70% مقابل 100% (ف < 0.01) في المجموعة التجريبية و 35% مقابل 85% (ف < 0.01) في المجموعة التقليدية. للمبتدئين والخبراء على حد سواء، ثقب الأوقات اللازمة للحصول على عينة الدم المطلوبة كانت أقل بكثير في المجموعة التجريبية مقارنة بالمجموعة التقليدية (2.40 ± 0.75 مقابل 2.90 ± 0.31، ف < 0.05؛ 1.15 ± 0.37 مقابل 1.55 ± 0.76، ف < 0.05). وفي الختام، تقنية أخذ عينات الدم قدم ممكنة وسهلة لممارسة وتمكن المتكررة لأخذ العينات من كميات الدم المناسبة من الفئران غير تخديره.
Introduction
أخذ عينات من الدم من الحيوانات المشاركة في التجارب أسلوب بحوث أساسية. وهناك بعض التقنيات المتاحة لجمع الدم من الفئران، بما في ذلك الذيل القصاصات وثقب في القلب، والضفيرة الرجعية-المداري، حبل الوريد، والذيلية الوريد والوريد الأجوف. ومن الناحية المثالية، ينبغي جمع الدم بطريقة كسبها، مع الحد الأدنى من التأثير على صحة الحيوان. ومع ذلك، التقنيات الأكثر استخداماً كثيرا ما تسبب الإجهاد عند الحيوانات ويمكن أن تؤثر على نتائج البحث1. جمع الدم من الضفيرة الرجعية-المداري يمكن استخدامها للحصول على ما يكفي من حجم الدم من الفئران2. ومع ذلك، يمكن أن يسفر عن تلف الأنسجة شديدة ولا تسمح بالحصول على الدم مرارا وتكرارا في فترات زمنية قصيرة3.
وعلى المنوال والذيلية هو موقع متفوقة لجمع الدم، مما يلحق الضرر الحد الأدنى لدى الفئران. ومع ذلك، عروق ذيل الفئران رقيقة، ومن الصعب في بعض الأحيان للحصول على ما يكفي من الدم من خلال تقنية ثقب التقليدية. وفي بعض الحالات، تلزم ثقوب المتكررة للحصول على حجم الدم المطلوب. كما يشيع ينصح التخدير تيسيرا لأخذ عينات من الدم من عروق ذيل الفئران. وعلاوة على ذلك، قد يلزم المبضع، والحلاقة حافة مستقيمة، أو مقص حاد لإزالة نهايات ذيول للحصول على عينات الدم المطلوبة4. سبق أبلغنا جمع الدم ناجحة من عروق ذيل الفئران غير فظاعتها بنظام جمع عينة الدم الفراغ، التي قللت من خطر تلوث الدم وتفادي الحاجة إلى تكرار ثقوب5. تفيد هذه الدراسة أسلوب جمع دم في الفئران تخديره من غير مشابهة.
Protocol
Representative Results
Discussion
تصف هذه الدراسة أسلوب جمع دم سهلة لتعلم في الفئران التي تتفوق على التقنيات التقليدية. أولاً، يمكن بسهولة يتقن الأسلوب مع نسبة نجاح عالية. ثانيا، فإنه يرتكز على مبدأ الضغط السلبي فراغ ويسمح للرسم المستمر للدم مع انخفاض مخاطر التعرض للدم مباشرة، مما يقلل أيضا من فرصة ل التلوث وانحلال الدم9. ثالثا، أن هذا الأسلوب عمليا لعينات متكررة للدم بكميات كافية من الفئران خلال فترة قصيرة من الزمن لأغراض بحثية مختلفة. وعلاوة على ذلك، الإجراء الذي ينجم عنه سوى الحد الأدنى الإصابة لدى الفئران، وجمع الدم يمكن القيام بها دون استخدام المسكنات؛ وهكذا، يمكن تجنب تأثير إجهاد استجابة والمسكنات في عينات الدم.
وعلى المنوال الذيل موقع متفوقة لأخذ عينات من الدم وفقا للبروتوكول المعتمد7. ومع ذلك، ليس دائماً من السهل الحصول على حجم كاف من الدم من الأوردة الذيل رقيقة مع تدفق الدم منخفضة. في هذه الحالة، يتم قطع الجلد عادة مفتوحة والمنطلق هو اخترق بها مجلة لانسيت، أو نهاية الذيل هو إزالتها بسرعة بالشفرة.
يهدف هذا البروتوكول إلى تحسين منهجية جمع الدم من الفئران باستخدام نظام جمع الدم الفراغ، الأمر الذي يتطلب من أنبوب جمع عينة الدم فراغ وابرة الفراشة والنظارات المكبر. عادة ما يستخدم هذا النظام أخذ عينات الدم الفراغ لجمع عينات الدم من المرضى في الممارسة السريرية اليومية10. مع المساعدة من النظارات المكبر، نقطة الكمال ثقب الوريد الذيل أسهل لتحديد موقع. عندما يتم إدراج غيض من إبرة في الوريد الذيل، سيتم تلقائياً تدفق الدم في أنبوب الفراغ نتيجة للضغوط السلبية. بعد سحب الإبرة من الوريد الذيل، سوف يتدفق الدم الذي تم حظره في القسطرة إلى أنبوب جمع بسبب الفراغ.
النصائح التالية هامة لنجاح تطبيق الأسلوب. أولاً، ينبغي أن يكون وزن الجسم كل الماوس ز 40 أو أعلى لتقليل صعوبة في ثقب والحصول على ما يكفي من الدم. ثانيا، في حالة جمع الدم الفاشلة، يجب محاولة المجربون لسحب الإبرة ببطء حتى الدم لا تزال تتدفق. ثالثا، من الضروري توسيع الذيل لتجنب أي حركة أثناء أخذ عينات من الدم. عقد الإبرة برفق يمكن أن تساعد على إبقاء نصيحة إبرة في الوريد كالتحركات ذيل الماوس. رابعا، إذا توقف الدم يتدفق من خلال جمع الدم، ينبغي تعديل زاوية إبرة في الوقت مناسب. تفاديا تخثر الدم في الإبرة، يجب تحديد موضع ثقب آخر إذا كان الدم يتوقف تدفق الخروج بعد 15 ثانية. وأخيراً، يوصي بتعاون الشركتين أثناء استخدام هذه التقنية لجمع الدم من الفئران.
باختصار، أسلوب جمع الدم فراغ المعتمدة للاستخدام في الفئران آمنة ومجدية وسهلة للممارسة. يتيح هذا الأسلوب المتكرر لأخذ العينات من الدم بكميات كافية من الدم من الفئران تخديره من.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
وأيد هذا العمل بمنحه “مؤسسة علوم الطبيعة” من مقاطعة هوبي, الصين [رقم المنحة 2018CFB761].
Materials
| Double-pointed needle | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 20163151718 | 22G (0.7 mm x 25 mm) |
| Eyeglass magnifier | Vergroberung | 1.5x | |
| Normal salt diet for mice | Mice received a normal salt diet (0.3% NaCl) throughout the study. | ||
| Plastic holder | Shanghai Kang Nong medical instrument co., LTD, China | 35-45 g rat hoder | |
| SPSS software for statistical analysis | SPSS Inc, Chicago; USA | Version 17.0. | |
| Syringe | Shandong wego Medical polymer products co. LTD., China | 20160911A | 1 mL (Matching needle size: 0.45×16RW LB) |
| Vacuum blood collection system | Wuhan Zhi Yuan, medical science and technology co., LTD, China | 20171222 | 1 mL (Φ12.4×L75) |
References
- Grouzmann, E., et al. Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice. European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).
- Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage. Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).
- Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage. Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).
- Hoff, J. Methods of blood collection in the mouse. Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).
- Zou, W., et al. Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System. Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).
- Kilkenny, C., Altman, D. G. Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution. Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).
- Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. Blood sample collection in small laboratory animals. Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).
- Diehl, K. H., et al. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).
- Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter. Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).
- Eder, J. M., Cutter, G. R. A new device for collecting cord blood. Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).
