Dit protocol wordt beschreven hoe om virale infectie in vivo bij Drosophila melanogaster met behulp van de methode van de nano-injectie en de basistechnieken voor het analyseren van virus-gastheer interactie.
Verspreiding van het virus is een belangrijke oorzaak van epidemische ziekten. Inzicht in de interactie tussen het virus en de host is dus heel belangrijk om uit te breiden onze kennis van preventie en behandeling van virale infectie. De fruitvlieg Drosophila melanogaster heeft bewezen als een van de meest efficiënte en productieve modelorganismen scherm voor antivirale factoren te onderzoeken van virus-gastheer interactie, als gevolg van krachtige genetische hulpmiddelen en zeer geconserveerde aangeboren immuun Signaalroutes. De hier beschreven procedure toont een nano-injectie methode om te zetten virale infectie en induceren systemische antivirale reacties in volwassen vliegen. De nauwkeurige controle van de virale injectie dosis bij deze methode kan hoge experimentele reproduceerbaarheid. Protocollen die zijn beschreven in deze studie zijn de voorbereiding van vliegen en het virus, de injectie methode overleving tarief analyse, de meting van de lading virus en eenbeoordeling van de antivirale traject. De effecten van de invloed van virale infectie door het vliegen achtergrond werden hier vermeld. Deze infectiemethode is gemakkelijk uit te voeren en kwantitatief herhaalbare; het kan worden toegepast op het scherm voor host/virale factoren betrokken bij virus-gastheer interactie en ontleden de Overspraak tussen aangeboren immuun signalering en andere biologische trajecten in reactie op virale infectie.
Virale infecties, met name door arboviruses, zoals het Chikungunya virus1, opkomende het Dengue-virus, het gele koorts virus2 en de Zikavirus3, zijn een enorme bedreiging voor de volksgezondheid door het veroorzaken van pandemieën 4. zo een beter begrip van virus-gastheer interactie is steeds belangrijker geworden voor epidemische controle en behandeling van virale ziekten bij de mens. Voor dit doel, worden meer passende en efficiënte modellen vastgesteld om de onderzoeken van de mechanismen die ten grondslag liggen aan de virusinfectie.
De fruitvlieg, Drosophilamelanogaster (D. melanogaster), biedt een krachtig systeem om te onderzoeken van virus-gastheer interactie5,6 en heeft bewezen een van de meest efficiënte modellen om te studeren ziekten bij de mens virale7 , 8 , 9. zeer geconserveerde antiviral signalering trajecten en onvergelijkbare genetische hulpmiddelen maken vliegt een groot model te produceren aanzienlijke resultaten met echte gevolgen voor menselijke antivirale studies. Bovendien vliegen zijn gemakkelijk en goedkoop te onderhouden in het laboratorium en zijn geschikt voor grootschalig onderzoek voor nieuwe regelgevende factoren6,10 in het virus en de host tijdens de infectie.
Vier grote zeer geconserveerde antivirale trajecten (bijv., de RNA-interferentie (RNAi) traject11, de JAK-STAT traject12, de NF-recombination pathway en de autophagy traject13) zijn goed bestudeerd in Drosophila in recente jaar6. Het RNAi-traject is een brede antivirale mechanisme dat de meeste soorten virus infectie6,14kan onderdrukken. Verstoring van dit traject door mutatie in genen zoals Dicer-2 (Dcr-2) of Argonaute 2 (AGO2) kan leiden tot verhoogde virus titer en gastheer mortaliteit15,16,17. De JAK-STAT-traject heeft zijn betrokken bij de controle van infectie door een virus uit de familie van de Dicistroviridae en de Flavivirus -familie in insecten, bijv., Drosophila-C-virus (DCV) in vliegen16 en West-Nijlvirus (WNV) en Dengue Virus in mug18,19. De Drosophila tol (homoloog aan de menselijke NF-recombination pathway) en Immune deficiency (IMD) trajecten (vergelijkbaar met de menselijke NF-recombination en TNF pathway) zijn beiden betrokken bij de verdediging van virus invasie20,21, 22. autophagy is een ander geconserveerde mechanisme die betrokken zijn bij de regulering van virale infectie, die ook in Drosophila23,24 gekenmerkt is. Dus, de identificatie van nieuwe regelgevende factoren van deze trajecten en ontleden Overspraak tussen deze antivirale signalering en andere biologische studierichtingen, zoals de stofwisseling, veroudering, neurale reactie, enzovoort, kunnen eenvoudig worden ingesteld in de Drosophila systeem.
Hoewel meest gevestigde virale besmettelijke modellen in Drosophila zijn geïnduceerd door RNA virussen, besmetting door de ongewervelde iriserende Virus 6I (IV-6) en Kallithea virussen hebben getoond voor het potentieel voor studie van DNA-virussen vliegen25, 26. Bovendien, het virus kan ook zodanig gewijzigd dat besmetting van Drosophila, zoals het influenzavirus9. Dit is de toepassing van het platform van de screening Drosophila sterk uitgebreid. In deze procedure gebruiken we DCV als voorbeeld om te beschrijven hoe een virale besmettelijke systeem in Drosophilate ontwikkelen. DCV is een positieve-zin één gestrande RNA virus van ongeveer 9300 nucleotiden, 9 eiwitten27-codering. Als een natuurlijke ziekteverwekker van D. melanogaster, wordt DCV gezien als een geschikte virus bestuderen host fysiologische, gedragsmatige en basale immuunrespons tijdens interactie en Co-evolutie van de host-virus28. Bovendien maakt zijn snelle sterftecijfer na infectie in wild type vliegen DCV bruikbaar aan het scherm voor resistente of gevoelig genen in de host-29.
Echter, er zijn verschillende aspecten van zorg bij de studie van virale infecties in Drosophila. Bijvoorbeeld, hebben symbiotische bacterie Wolbachia een mogelijkheid om een breed spectra van RNA-virus verspreiding in Drosophila en mug30,31,32. Recente gegevens blijkt een mogelijk mechanisme in welke Wolbachia blokken Sindbis (SINV) virusbesmetting via de opregulatie van methyltransferase DT2 expressie in de host-33. Bovendien is de genetische achtergrond van insecten is ook essentieel voor virale infectie. De natuurlijke polymorfisme in het gen, pastrel (pst), bepaalt bijvoorbeeld de gevoeligheid voor DCV infectie in Drosophila34,35, terwijl de loci van Ubc-E2H en CG8492 betrokken zijn bij Cricket verlamming virus (CrPV) en Flock huis (FHV) virusinfectie, respectievelijk36.
De bijzondere manieren vast te stellen van de virus-gastheer interactie in vliegen, moet worden gekozen op basis van onderzoeksdoeleinden zoals een high-throughput scherm voor host cellulaire componenten in Drosophila cel lijnen37,38, mondelinge infectie te bestuderen gut-specifieke antivirale antwoord22,39,40, naald prikken41,42 of nano-injectie door het passeren van epitheliale belemmeringen voor het stimuleren van systemische immuun reacties. Nano-injectie kan exact bepalen de virale dosis om de reactie van een gecontroleerde antivirale en een fysiologische laesie43, aldus garanderen hoge experimentele reproduceerbaarheid44. In deze studie beschrijven we een nano-injectie methode om te studeren van virus-gastheer interacties in Drosophila, het belang van het vliegen achtergrond effecten.
In dit artikel presenteren we een gedetailleerde procedure op hoe een systeem te zetten virale infectieziekten bij volwassen Drosophila melanogaster gebruik nano-injectie. De protocollen zijn de voorbereiding van de passende vliegen lijnen en virus voorraad, infectie technieken, de evaluatie van besmettelijke indicatoren en het meten van de antivirale reactie. Hoewel DCV wordt gebruikt als een voorbeeld van een virale ziekteverwekker, zijn tientallen verschillende soorten virus met succes toegepast voor studie i…
The authors have nothing to disclose.
We zouden graag bedanken de hele Pan lab in IPS. CAS. Wij danken Dr. Lanfeng Wang (IPS, CAS) voor de ondersteuning van de experimentele en Dr. Gonalo Cordova Steger (Springer natuur), Dr. Jessica VARGAS (IPS, Parijs) en Dr. Seng Zhu (IPS, Parijs) voor opmerkingen. Dit werk werd gesteund door subsidies van de strategische prioriteit Research Program van de Chinese Academie van Wetenschappen aan L.P (XDA13010500) en H.T (XDB29030300), de nationale Natural Science Foundation van China tot L.P (31870887 en 31570897) en J.Y (31670909). L.P is een fellow van CAS jeugd innovatie promotie Association (2012083).
0.22um filter | Millipore | SLGP033RS | |
1.5 ml Microcentrifuge tubes | Brand | 352070 | |
1.5 ml RNase free Microcentrifuge tubes | Axygen | MCT-150-C | |
10 cm cell culture dish | Sigma | CLS430167 | Cell culture |
100 Replacement tubes | Drummond Scientific | 3-000-203-G/X | |
15 ml tube | Corning | 352096 | |
ABI 7500 qPCR system | ABI | 7500 | qPCR |
Cell Incubator | Sanyo | MIR-553 | |
Centriguge | Eppendof | 5810R | |
Centriguge | Eppendof | 5424R | |
Chloroform | Sigma | 151858 | RNA extraction |
DEPC water | Sigma | 95284-100ML | RNA extraction |
Drosophila Incubator | Percival | I-41NL | Rearing Drosophila |
FBS | Invitrogen | 12657-029 | Cell culture |
flat bottom 96-well-plate | Sigma | CLS3922 | Cell culture |
Fluorescence microscope | Olympus | DP73 | |
Isopropyl alcohol | Sigma | I9516 | RNA extraction |
Lysis buffer (RNA extraction) | Thermo Fisher | 15596026 | TRIzol Reagent |
Lysis buffer (liquid sample RNA extraction) | Thermo Fisher | 10296028 | TRIzol LS Reagent |
Microscope | Olympus | CKX41 | |
Nanoject II Auto-Nanoliter Injector | Drummond Scientific | 3-000-204 | Nanoject II Variable Volume (2.3 to 69 nL) Automatic Injector with Glass Capillaries (110V) |
Optical Adhesive Film | ABI | 4360954 | qPCR |
Penicillin-Streptomycin, Liquid | Invitrogen | 15140-122 | Cell culture |
qPCR plate | ABI | A32811 | qPCR |
Schneider’s Insect Medium | Sigma | S9895 | Cell culture |
statistical software | GraphPad Prism 7 | ||
TransScript Fly First-Strand cDNA Synthesis SuperMix | TransScript | AT301 | RNA extraction |
Vortex | IKA | VORTEX 3 | RNA extraction |