JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
自动翻译
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
神经科学

Optogenetic Entrainment התנודות תטא בהיפוקמפוס ב מתנהג עכברים

Published: June 29, 2018
doi:
10.3791/57349
, ,
1Systems Neurophysiology Research Group, Institute of Clinical Neuroscience and Medical Psychology, Medical Faculty,Heinrich Heine University Düsseldorf, 2Behavioural Neurodynamics Group,Leibniz Institute for Molecular Pharmacology (FMP)/ NeuroCure Cluster of Excellence, 3Neuronal Circuits and Behavior Research Group,Max Planck Institute for Metabolism Research

Summary

אנו מתארים את השימוש optogenetics והקלטות אלקטרופיזיולוגיות עבור מניפולציות סלקטיבי התנודות תטא בהיפוקמפוס (5-10 Hz) בעכברים להתנהג. היעילות של entrainment הקצב נעשה באמצעות שדה מקומי פוטנציאל. שילוב של באופטו – וניגוד pharmacogenetic מטפל מדידה efferent הסינכרון בהיפוקמפוס.

Abstract

נתונים מקיף על מערכות יחסים של רשת עצבית תנודות להתנהגות וארגון של הפרשות העצבית על פני אזורים במוח התקשרו לקבלת כלים חדשים לתמרן באופן סלקטיבי מחזורי גלי המוח. כאן נתאר גישה המשלבת הקרנה ספציפית optogenetics עם אלקטרופיזיולוגיה חוץ-תאית לשליטה אמינות גבוהה של תנודות תטא בהיפוקמפוס (5-10 Hz) בעכברים להתנהג. יחודיות של entrainment optogenetic זו מושגת על ידי מיקוד channelrhodopsin-2 (ChR2) באוכלוסייה GABAergic של תאים במחיצה הבין-פרוזדורית המדיאלי, מעורב בצורה מכרעת הדור של תנודות תטא בהיפוקמפוס, ומסונכרן מקומי הפעלה של קבוצת משנה של afferents במחיצה הבין-פרוזדורית מעכבות בהיפוקמפוס. היעילות של הפקד קצב optogenetic מאומתת על ידי ניטור בו זמנית בתחום המקומי פוטנציאליים (LFP) על פני פרופריה של האזור CA1 ו/או של הפרשות עצביים. שימוש בתכשיר implementable בקלות אנו מראים את היעילות של תקנות גירוי שונות optogenetic עבור אינדוקציה התנודות תטא, המניפולציה של התדר שלהם, סדירות. לבסוף, שילוב של הפקד תטא קצב עם הקרנה ספציפיים עיכוב מטפל את המדידה של היבטים מסוימים הסינכרון בהיפוקמפוס לפי אזורים efferent.

Introduction

פעילות. עצבית ביונקים מתואמת על ידי תנודות רשת, אשר מסייעים להעברת מידע בתוך ובין המוח אזורים1,2,3,4. מחזורי גלי המוח כוללות תנודות החל איטי מאוד ( 200 Hz). גוף גדול של הראיות תומכת במעורבות ברשת תנודות בפונקציות המוח מגוונים, כולל הכרה5,6,7,8,9,10 , התנהגויות מולדת11,12 , כמו גם מנוטלי הפרעות כמו מחלת פרקינסון, אפילפסיה13,14,15. שיטות סלקטיבי ומדויק חנותם מניפולציה ניסויית התנודות הרשת ולכן הם חיוניים עבור פיתוח מודלים מתקבל על הדעת מבחינה פיזיולוגית של סינכרון, הקמת קשר סיבתי עם התנהגות.

סינכרון לרשת מתווך על ידי מצעים מגוון ביולוגי ותהליכים, החל הזהות מולקולרית של תעלות יונים וקינטיקה שלהם neuromodulation דעתנית, קישוריות רשת. העיצוב הביולוגי של קצב גנרטורים16 כבר חשף עבור רבים המוח מקצבים, היבטים ברורים של אשר (למשל, תדר, משרעת) לעיתים הביא על ידי דינמיקה של סוגי תאים שונים ורשתות. למשל, interneurons מעכבות מיקוד את somata של התאים העיקריים הם השחקנים החשובים ביותר בכל תדר להקות ואת המוח אזורים17,18, כולל19,תטא20, גמא20 , 21, אדווה (140-200 Hz)22 תנודות. בתורו, שלב סינכרון של תאים מרוחקים מובטחת על ידי חזקים הזנה-קדימה איתות של תאים כפירמידה, המגדיר בירי של interneurons. פרמטר קריטי של תנודות, גודל האוכלוסייה עצביים מסונכרן, קשורה קשר הדוק משרעת של תנודה LFP נמדד ו, לפחות עבור תנודות מהר, תלוי הכונן סינאפסות אל interneurons2. לעומת זאת, תנודות איטית יותר, כמו דלתא ומקצבים תטא, מופקים על ידי לולאות reentrant ארוכי טווח, שהוקמה על ידי דפנות התלמוס cortico23,24 תחזיות במחיצה הבין-פרוזדורית בהיפוקמפוס המדיאלי25, 26,27, בהתאמה. תנודות של מעגלים כאלה הם הביא על ידי אינטראקציות של האות הפצת עיכובים, טמפרמנט תגובות שלהם להעדיף תדירות המשתתפים תאים28,29,30, 31 , 32. תחזיות המעכבת של GABAergic parvalbumin (PV)-חיוביים הם תאים של מחצה המדיאלי (MS) כדי interneurons ההיפוקמפוס25,33, אזורים parahippocampal, קליפת entorhinal26 חיוני עבור הדור התנודות תטא באונה הרקתית המדיאלי. לפיכך, המנגנונים הפיזיולוגיים של רשת תנודות וסינכרון עצביים ניתן לטפל באמצעות optogenetics עם דיוק בזמן אמת.

תא optogenetic ייחודיים לסוג מניפולציות הוחלו ללימודים של תנודות בהיפוקמפוס ואת קורטיקלית במבחנה34,35,36,37,38 , אין ויוו30,39,40,41,42,43,44,45, כולל תפקודי חקירות של גמא5,12,36,46,47,48,49,50, 51,52 ואדווה תנודות40,53,54 ולישון הצירים55,56. לאחרונה אנחנו הביע וירוס ChR2 תלויי-Cre ב- MS, אזור מפתח לדור של הקצב תטא בהיפוקמפוס, של עכברים PV-Cre. שימוש בתכשיר, תכונות של תנודות תטא בהיפוקמפוס (תדירות ויציבות טמפורלית) היו בשליטת גירוי optogenetic של הקרנות המעכבת של MS ההיפוקמפוס11. יתר על כן, בתדר תטא גירוי optogenetic של הקרנות septo-בהיפוקמפוס מעכבות עורר תטא קצב במהלך נייחות ער. Optogenetically entrained קצב תטא מוצגים מאפייני התנודות תטא ספונטנית העכבר LFP ואת רמות פעילות. עצבית.

תכונות עיקריות של פרוטוקול זה: (1) ניצול מסלול מעכבות שהוא קריטי מבחינה פיזיולוגית על תנודות תטא ספונטנית תוך הימנעות השפעות לא ספציפי על דעתנית בהיפוקמפוס; (2) עצב, קרי, המרצה הקרנה ספציפיים כדי למזער השפעה ישירה על efferents הלא-בהיפוקמפוס MS; (3) המקומי גירוי אור תטא-אומנותית, המבטיח של התערבות ישירה מינימלי עם דינמיקה septo-בהיפוקמפוס תטא-אומנותית, entrainment דו צדדיים הכללית של התנודות תטא; (4) שליטה פרמטרית של תדר תטא תנודות סדירות; (5) כימות אמינות entrainment עם רזולוציה טמפורלית גבוהה באמצעות LFP כדי לאפשר ניתוח כמותי סיבתיות בחיות מתנהגות. מאז בתכשיר הופך לרישית בעיקרו על תפקיד ידועים של העכבה septo-בהיפוקמפוס תטא דור25,30, היא מאפשרת שליטה חזקה על מספר פרמטרים התנודות תטא בעכברים להתנהג. מחקרים איפה השני פחות ובדוקים משעולים, סוגי תאים של המעגלים septo-בהיפוקמפוס היו מניפולציות38,39,47,49,50,51 , 52 , 53 , 54 , 55 , 56 , 57 , 58 חושפים עוד מנגנונים של הקצב תטא.

Protocol

. טוק-אין זכר עכברים PV-Cre59, בן, 10-25 שבועות שימשו. עכברים היו תחת תנאים סטנדרטיים במתקן של בעלי חיים, שמרה על מחזור/כהה 12 שעות. כל ההליכים בוצעו על פי הנחיות לאומיות ובינלאומיות, אושרו על ידי רשויות הבריאות המקומי (Landesamt לדנציג נטור, Umwelt und Verbraucherschutz, Nordrhein-Westfalen). 1. נגיפי…

Representative Results

פילוח של ChR2 לתאים GABAergic MS כמתואר בסעיף 1 מודגם באיור2 א. Optogenetic גירוי של אקסונים של MS GABAergic תאים בהיפוקמפוס הגבי באמצעות סיבים אופטיים אשר הוא מושתל מעל אזור CA1 entrains תטא תנודות בתדר של הגירוי, חולשת (איור 2B) כמו גם contralateral האונה (איור…

Discussion

כאן, הצגנו מתודולוגיה נגישים נרחב entrain וירתקו את תנודות תטא בהיפוקמפוס לחיה להתנהג. גישה זו יכולה להיות שימושית עבור מחקרים של הפונקציות של תטא קצב עיבוד מידע והתנהגות. היבטים קריטיים של שיטה זו כוללים: (1) מבחר אופסין והיעדים של ChR2 כדי אקסונים של MS תאים בהיפוקמפוס, תכונות חזקות (2) אופטי וחשמ…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ברצוננו להודות מריה Gorbati לעזרה מומחה עם ניתוח נתונים, ג’ניפר קופפרמן להערות על כתב היד. עבודה זו נתמכה על ידי פתוח (DFG; סיפורה ה 257 NeuroCure, TK ו- AP; תוכנית הקדימות 1665, 1799/1-1(2), הייזנברג תוכנית, 1799/2-1, AP), קרן גרמניה-ישראל למחקר מדעי ופיתוח (GIF; אני-1326-421.13/2015, TK) לבין התוכנית המדע האנושי הגבול (HFSP; RGY0076/2012, TK).

Materials

PV-Cre mice The Jackson Laboratory B6;129P2-Pvalbtm1(cre)Arbr/J
Name Company Catalog Number Comments
Surgery
Stereotaxis David Kopf Instruments, Tujunga, CA, USA Model 963 Ultra Precise Small Animal Stereotaxic Instrument
Drill bits, 0.8 mm Bijoutil, Allschwil, Switzerland 49080HM
0.01-1 ml syringe Braun, Melsungen, Germany 9161406V
Sterican cannulas Braun 26 G, 0.45×25 mm BL/LB
Fine and sharp scissors Fine Science Tools Inc., Vancouver, Canada 14060-09
Forceps Fine Science Tools Inc. 11210-10 Dumont AA – Epoxy Coated Forceps
Blunt stainless steel scissors Fine Science Tools Inc. 14018-14
Soldering station Weller Tools GmbH, Besigheim, Germany WSD 81
Erythromycin Rotexmedica GmbH, Trittau, Germany PZN: 10823932 1g Powder for Solution for Infusion
Name Company Catalog Number Comments
Optogenetics
Hamilton pump PHD Ultra, Harvard Apparatus, Holliston, MA, USA model 703008 PHD Ultra Syringe Pump with push/pull mechanism
Hamilton 5 µL Syringe, 26 gauge PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Hamilton 5 µL Plunger PHD Ultra, Harvard Apparatus Model 75 RN SYR
Tubing Fisher Scientific, Pittsburgh, USA PE 20 Inner diameter 0.38 mm (.015"), Outer diameter 1.09 mm (.043")
Sterican cannulas Braun, Melsungen, Germany 27 G, 25×0.40 mm, blunt
Precision drill/grinder Proxxon, Wecker, Luxemburg fbs 240/e
Cutting disks Proxxon NO 28812
Cre dependent channelrhodopsin Penn Vector Core, Philadelphia, PA, USA AV-1-18917P Contruct name: AAV2/1.CAGGS.flex.ChR2.tdTomato, titer: 1.42×1013 vg/ml
Cam kinase dependent halorhodopsin Penn Vector Core AV-1-26971P Construct name: eNpHR3.0, AAV2/1.CamKIIa.eNpHR3.0-EYFP.WPRE.hGH, titer: 2.08_1012 vg/ml
Multimode optic fiber ThorLabs, Dachau, Germany FG105LCA 0.22 NA, Low-OH, Ø105 µm Core, 400 – 2400 nm
Ceramic stick ferrule Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA CFLC126 Ceramic LC MM Ferrule, ID 126um
Polishing paper Thorlabs LF3D 6" x 6" Diamond Lapping (Polishing) Sheet
Power meter Thorlabs PM100D Compact Power and Energy Meter Console, Digital 4" LCD
Multimode fiber optic coupler Thorlabs FCMM50-50A-FC 1×2 MM Coupler, 50:50 Split Ratio, 50 µm GI Fibers, FC/PC
Fiberoptic patch cord Thorlabs FG105LCA CUSTOM-MUC custom made, 3 m long, with protective tubing, Tubing: FT030, Connector 1: FC/PC, Connector 2: 1.25mm (LC) Ceramic Ferrule
Sleeve Precision Fiber Products, Milpitas, CA, USA ADAL1 Ceramic Split Mating Sleeve for Ø1.25 mm (LC/PC) Ferrules
473 nm DPSS laser Laserglow Technologies, Toronto, ON, Canada R471005FX LRS-0473 Series
593 nm DPSS laser Laserglow Technologies R591005FX LRS-0594 Series
MC_Stimulus II Multichannel Systems, Reutlingen, Germany STG 4004
Impedance conditioning module Neural microTargeting worldwide, Bowdoin, USA ICM
Name Company Catalog Number Comments
Electrophysiology
Tungsten wires California Fine Wire Company, Grover Beach, CA, USA CFW0010954 40 µm, 99.95%
Capillary tubing Optronics 1068150020 ID: 100.4 µm
Omnetics nanoconnector Omnetics Connector Corporation, Minneapolis, USA A79038-001
Screws Bilaney, Düsseldorf, Germany 00-96×1/16 stainless-steel
Silicone probe NeuroNexus Technologies, Ann Arbor, MI, USA B32
Headstage Neuralynx, Bozeman, Montana USA HS-8 miniature headstage unity gain preamplifiers
Silver conductive paint Conrad electronics, Germany 530042
Liquid flux Felder GMBH Löttechnik, Oberhausen, Germany Lötöl ST DIN EN 29454.1, 3.2.2.A (F-SW 11)
LED Neuralynx HS-LED-Red-omni-10V
Name Company Catalog Number Comments
Software
MATLAB Mathworks, Natick, MA, USA
MC_Stimulus software Multichannel, Systems
Neurophysiological Data Manager NDManager, http://neurosuite.sourceforge.net
Klusters http://neurosuite.sourceforge.net, Hazan et al., 2006
Software of the recording system Neuralynx Cheetah https://neuralynx.com/software/cheetah
Multi-channel data analysis software Cambridge Electronic Design Limited, Cambridge, GB Spike2
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Salinas, E., Sejnowski, T. J. Correlated neuronal activity and the flow of neural information. Nat Rev Neurosci. 2 (8), 539-550 (2001).
  2. Buzsaki, G., Wang, X. J. Mechanisms of gamma oscillations. Annu Rev Neurosci. 35, 203-225 (2012).
  3. Cannon, J., et al. Neurosystems: brain rhythms and cognitive processing. Eur J Neurosci. 39 (5), 705-719 (2014).
  4. Fries, P. Neuronal gamma-band synchronization as a fundamental process in cortical computation. Annu Rev Neurosci. 32, 209-224 (2009).
  5. Cardin, J. A., et al. Driving fast-spiking cells induces gamma rhythm and controls sensory responses. Nature. 459 (7247), 663-667 (2009).
  6. Colgin, L. L., et al. Frequency of gamma oscillations routes flow of information in the hippocampus. Nature. 462 (7271), 353-357 (2009).
  7. Csicsvari, J., Jamieson, B., Wise, K. D., Buzsaki, G. Mechanisms of gamma oscillations in the hippocampus of the behaving rat. Neuron. 37 (2), 311-322 (2003).
  8. Gray, C. M., Singer, W. Stimulus-specific neuronal oscillations in orientation columns of cat visual cortex. Proc Natl Acad Sci U S A. 86 (5), 1698-1702 (1989).
  9. Lisman, J. E., Jensen, O. The theta-gamma neural code. Neuron. 77 (6), 1002-1016 (2013).
  10. Sirota, A., et al. Entrainment of neocortical neurons and gamma oscillations by the hippocampal theta rhythm. Neuron. 60 (4), 683-697 (2008).
  11. Bender, F., et al. Theta oscillations regulate the speed of locomotion via a hippocampus to lateral septum pathway. Nat Commun. 6, 8521 (2015).
  12. Carus-Cadavieco, M., et al. Gamma oscillations organize top-down signalling to hypothalamus and enable food seeking. Nature. 542 (7640), 232-236 (2017).
  13. Bragin, A., Engel, J., Wilson, C. L., Fried, I., Buzsaki, G. High-frequency oscillations in human brain. Hippocampus. 9 (2), 137-142 (1999).
  14. Wang, J., et al. High-frequency oscillations in Parkinson’s disease: spatial distribution and clinical relevance. Mov Disord. 29 (10), 1265-1272 (2014).
  15. Hammond, C., Bergman, H., Brown, P. Pathological synchronization in Parkinson’s disease: networks, models and treatments. Trends Neurosci. 30 (7), 357-364 (2007).
  16. Buzsaki, G. Theta oscillations in the hippocampus. Neuron. 33 (3), 325-340 (2002).
  17. Gulyas, A. I., et al. Hippocampal pyramidal cells excite inhibitory neurons through a single release site. Nature. 366 (6456), 683-687 (1993).
  18. Buhl, E. H., et al. Physiological properties of anatomically identified axo-axonic cells in the rat hippocampus. J Neurophysiol. 71 (4), 1289-1307 (1994).
  19. Wulff, P., et al. Hippocampal theta rhythm and its coupling with gamma oscillations require fast inhibition onto parvalbumin-positive interneurons. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (9), 3561-3566 (2009).
  20. Korotkova, T., Fuchs, E. C., Ponomarenko, A., von Engelhardt, J., Monyer, H. NMDA receptor ablation on parvalbumin-positive interneurons impairs hippocampal synchrony, spatial representations, and working memory. Neuron. 68 (3), 557-569 (2010).
  21. Buhl, D. L., Harris, K. D., Hormuzdi, S. G., Monyer, H., Buzsaki, G. Selective impairment of hippocampal gamma oscillations in connexin-36 knock-out mouse in vivo. J Neurosci. 23 (3), 1013-1018 (2003).
  22. Racz, A., Ponomarenko, A. A., Fuchs, E. C., Monyer, H. Augmented hippocampal ripple oscillations in mice with reduced fast excitation onto parvalbumin-positive cells. J Neurosci. 29 (8), 2563-2568 (2009).
  23. Contreras, D., Steriade, M. Cellular basis of EEG slow rhythms: a study of dynamic corticothalamic relationships. J Neurosci. 15 (1 Pt 2), 604-622 (1995).
  24. Herrera, C. G., et al. Hypothalamic feedforward inhibition of thalamocortical network controls arousal and consciousness. Nat Neurosci. 19 (2), 290-298 (2016).
  25. Freund, T. F., Antal, M. GABA-containing neurons in the septum control inhibitory interneurons in the hippocampus. Nature. 336 (6195), 170-173 (1988).
  26. Unal, G., Joshi, A., Viney, T. J., Kis, V., Somogyi, P. Synaptic Targets of Medial Septal Projections in the Hippocampus and Extrahippocampal Cortices of the Mouse. J Neurosci. 35 (48), 15812-15826 (2015).
  27. Hangya, B., Borhegyi, Z., Szilagyi, N., Freund, T. F., Varga, V. GABAergic neurons of the medial septum lead the hippocampal network during theta activity. J Neurosci. 29 (25), 8094-8102 (2009).
  28. Bartho, P., et al. Ongoing network state controls the length of sleep spindles via inhibitory activity. Neuron. 82 (6), 1367-1379 (2014).
  29. Giocomo, L. M., et al. Grid cells use HCN1 channels for spatial scaling. Cell. 147 (5), 1159-1170 (2011).
  30. Stark, E., et al. Inhibition-induced theta resonance in cortical circuits. Neuron. 80 (5), 1263-1276 (2013).
  31. Crandall, S. R., Cruikshank, S. J., Connors, B. W. A corticothalamic switch: controlling the thalamus with dynamic synapses. Neuron. 86 (3), 768-782 (2015).
  32. Steriade, M., McCormick, D. A., Sejnowski, T. J. Thalamocortical oscillations in the sleeping and aroused brain. Science. 262 (5134), 679-685 (1993).
  33. Joshi, A., Salib, M., Viney, T. J., Dupret, D., Somogyi, P. Behavior-Dependent Activity and Synaptic Organization of Septo-hippocampal GABAergic Neurons Selectively Targeting the Hippocampal CA3 Area. Neuron. , (2017).
  34. Schlingloff, D., Kali, S., Freund, T. F., Hajos, N., Gulyas, A. I. Mechanisms of sharp wave initiation and ripple generation. J Neurosci. 34 (34), 11385-11398 (2014).
  35. Craig, M. T., McBain, C. J. Fast gamma oscillations are generated intrinsically in CA1 without the involvement of fast-spiking basket cells. J Neurosci. 35 (8), 3616-3624 (2015).
  36. Pastoll, H., Solanka, L., van Rossum, M. C., Nolan, M. F. Feedback inhibition enables theta-nested gamma oscillations and grid firing fields. Neuron. 77 (1), 141-154 (2013).
  37. Akam, T., Oren, I., Mantoan, L., Ferenczi, E., Kullmann, D. M. Oscillatory dynamics in the hippocampus support dentate gyrus-CA3 coupling. Nat Neurosci. 15 (5), 763-768 (2012).
  38. Mattis, J., et al. Frequency-dependent, cell type-divergent signaling in the hippocamposeptal projection. J Neurosci. 34 (35), 11769-11780 (2014).
  39. Vandecasteele, M., et al. Optogenetic activation of septal cholinergic neurons suppresses sharp wave ripples and enhances theta oscillations in the hippocampus. Proc Natl Acad Sci U S A. 111 (37), 13535-13540 (2014).
  40. Stark, E., et al. Pyramidal cell-interneuron interactions underlie hippocampal ripple oscillations. Neuron. 83 (2), 467-480 (2014).
  41. Blumberg, B. J., et al. Efficacy of nonselective optogenetic control of the medial septum over hippocampal oscillations: the influence of speed and implications for cognitive enhancement. Physiol Rep. 4 (23), (2016).
  42. Courtin, J., et al. Prefrontal parvalbumin interneurons shape neuronal activity to drive fear expression. Nature. 505 (7481), 92-96 (2014).
  43. Nagode, D. A., Tang, A. H., Yang, K., Alger, B. E. Optogenetic identification of an intrinsic cholinergically driven inhibitory oscillator sensitive to cannabinoids and opioids in hippocampal CA1. J Physiol. 592 (1), 103-123 (2014).
  44. Bitzenhofer, S. H., et al. Layer-specific optogenetic activation of pyramidal neurons causes beta-gamma entrainment of neonatal networks. Nat Commun. 8, 14563 (2017).
  45. Kondabolu, K., et al. Striatal cholinergic interneurons generate beta and gamma oscillations in the corticostriatal circuit and produce motor deficits. Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (22), E3159-E3168 (2016).
  46. Sohal, V. S., Zhang, F., Yizhar, O., Deisseroth, K. Parvalbumin neurons and gamma rhythms enhance cortical circuit performance. Nature. 459 (7247), 698-702 (2009).
  47. Pina-Crespo, J. C., et al. High-frequency hippocampal oscillations activated by optogenetic stimulation of transplanted human ESC-derived neurons. J Neurosci. 32 (45), 15837-15842 (2012).
  48. Iaccarino, H. F., et al. Gamma frequency entrainment attenuates amyloid load and modifies microglia. Nature. 540 (7632), 230-235 (2016).
  49. Kim, H., Ahrlund-Richter, S., Wang, X., Deisseroth, K., Carlen, M. Prefrontal Parvalbumin Neurons in Control of Attention. Cell. 164 (1-2), 208-218 (2016).
  50. Lu, Y., et al. Optogenetically induced spatiotemporal gamma oscillations and neuronal spiking activity in primate motor cortex. J Neurophysiol. 113 (10), 3574-3587 (2015).
  51. Kim, T., et al. Cortically projecting basal forebrain parvalbumin neurons regulate cortical gamma band oscillations. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (11), 3535-3540 (2015).
  52. Siegle, J. H., Pritchett, D. L., Moore, C. I. Gamma-range synchronization of fast-spiking interneurons can enhance detection of tactile stimuli. Nat Neurosci. 17 (10), 1371-1379 (2014).
  53. Gan, J., Weng, S. M., Pernia-Andrade, A. J., Csicsvari, J., Jonas, P. Phase-Locked Inhibition, but Not Excitation, Underlies Hippocampal Ripple Oscillations in Awake Mice In. Neuron. 93 (2), 308-314 (2017).
  54. van de Ven, G. M., Trouche, S., McNamara, C. G., Allen, K., Dupret, D. Hippocampal Offline Reactivation Consolidates Recently Formed Cell Assembly Patterns during Sharp Wave-Ripples. Neuron. 92 (5), 968-974 (2016).
  55. Kim, A., et al. Optogenetically induced sleep spindle rhythms alter sleep architectures in mice. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (50), 20673-20678 (2012).
  56. Latchoumane, C. V., Ngo, H. V., Born, J., Shin, H. S. Thalamic Spindles Promote Memory Formation during Sleep through Triple Phase-Locking of Cortical, Thalamic, and Hippocampal Rhythms. Neuron. 95 (2), 424-435 (2017).
  57. Robinson, J., et al. Optogenetic Activation of Septal Glutamatergic Neurons Drive Hippocampal Theta Rhythms. J Neurosci. 36 (10), 3016-3023 (2016).
  58. Fuhrmann, F., et al. Locomotion, Theta Oscillations, and the Speed-Correlated Firing of Hippocampal Neurons Are Controlled by a Medial Septal Glutamatergic Circuit. Neuron. 86 (5), 1253-1264 (2015).
  59. Hippenmeyer, S., et al. A developmental switch in the response of DRG neurons to ETS transcription factor signaling. PLoS Biol. 3 (5), e159 (2005).
  60. Resendez, S. L., et al. Visualization of cortical, subcortical and deep brain neural circuit dynamics during naturalistic mammalian behavior with head-mounted microscopes and chronically implanted lenses. Nat Protoc. 11 (3), 566-597 (2016).
  61. Armstrong, C., Krook-Magnuson, E., Oijala, M., Soltesz, I. Closed-loop optogenetic intervention in mice. Nat Protoc. 8 (8), 1475-1493 (2013).
  62. Buzsaki, G., et al. Multisite recording of brain field potentials and unit activity in freely moving rats. J Neurosci Methods. 28 (3), 209-217 (1989).
  63. Vandecasteele, M., et al. Large-scale recording of neurons by movable silicon probes in behaving rodents. J Vis Exp. (61), e3568 (2012).
  64. Hazan, L., Zugaro, M., Buzsaki, G. Klusters, NeuroScope, NDManager: a free software suite for neurophysiological data processing and visualization. J Neurosci Methods. 155 (2), 207-216 (2006).
  65. Boyden, E. S., Zhang, F., Bamberg, E., Nagel, G., Deisseroth, K. Millisecond-timescale, genetically targeted optical control of neural activity. Nat Neurosci. 8 (9), 1263-1268 (2005).
  66. Korotkova, T., et al. Reconciling the different faces of hippocampal theta: The role of theta oscillations in cognitive, emotional and innate behaviors. Neurosci Biobehav Rev. , (2017).
  67. Vertes, R. P., Hoover, W. B., Viana Di Prisco, G. Theta rhythm of the hippocampus: subcortical control and functional significance. Behav Cogn Neurosci Rev. 3 (3), 173-200 (2004).
  68. Hasselmo, M. E., Hay, J., Ilyn, M., Gorchetchnikov, A. Neuromodulation, theta rhythm and rat spatial navigation. Neural Netw. 15 (4-6), 689-707 (2002).
  69. Witt, A., et al. Controlling the oscillation phase through precisely timed closed-loop optogenetic stimulation: a computational study. Front Neural Circuits. 7, 49 (2013).
  70. Korotkova, T., Ponomarenko, A. . In Vivo Neuropharmacology and Neurophysiology. , (2017).
  71. Dannenberg, H., et al. Synergy of direct and indirect cholinergic septo-hippocampal pathways coordinates firing in hippocampal networks. J Neurosci. 35 (22), 8394-8410 (2015).
  72. Pikovsky, A., Rosenblum, M., Kurths, J. . Synchronization: A universal concept in nonlinear sciences. 70, (2002).
  73. Boyce, R., Glasgow, S. D., Williams, S., Adamantidis, A. Causal evidence for the role of REM sleep theta rhythm in contextual memory consolidation. Science. 352 (6287), 812-816 (2016).

Tags

Optogenetic EntrainmentHippocampal Theta OscillationsBehaving MiceNeurophysiologySpatial NavigationVirus InjectionOptic FiberTungsten Wire Array

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bender, F., Korotkova, T., Ponomarenko, A. Optogenetic Entrainment of Hippocampal Theta Oscillations in Behaving Mice. J. Vis. Exp. (136), e57349, doi:10.3791/57349 (2018).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image