Nous présentons ici un protocole pour enregistrer le cerveau et coeur bio signaux chez les souris en utilisant la vidéo simultané, électroencéphalographie (EEG) et Électrocardiographie (ECG). Nous décrivons également des méthodes pour analyser les enregistrements EEG-ECG qui en résulte pour les saisies, puissance spectrale EEG, la fonction cardiaque et variabilité de fréquence cardiaque.
Dans l’épilepsie, convulsions peuvent évoquer des troubles du rythme cardiaque tels que les variations du rythme cardiaque, des blocs de conduction, asystoles et arythmies, qui peuvent potentiellement augmenter le risque de la mort subite inattendue dans l’épilepsie (MSIE). Électrocardiographie (ECG) et l’électroencéphalographie (EEG) sont des outils de diagnostic cliniques largement utilisés pour surveiller anormale du cerveau et des rythmes cardiaques chez les patients. Ici, on décrit une technique pour enregistrer simultanément vidéo, EEG et un électrocardiogramme chez les souris au comportement de mesure, le cerveau et activités cardiaques, respectivement. La technique décrite ici utilise un captif (c.-à-d.filaire) enregistrement de configuration dans laquelle l’électrode implantée sur la tête de la souris est câblé à l’appareil de contrôle. Par rapport à la télémétrie sans fil systèmes d’enregistrement, l’arrangement captif possède plusieurs avantages techniques comme un plus grand nombre possible de canaux pour l’enregistrement EEG ou autres biopotentiels ; réduire les coûts électrode ; et une plus grande bande passante (c.-à-d., fréquence d’échantillonnage) d’enregistrements. Les bases de cette technique peuvent également être facilement modifiées pour tenir compte d’enregistrement autre unité, tels que l’électromyographie (EMG) ou la pléthysmographie pour évaluation de muscle et l’activité respiratoire, respectivement. En plus de décrire comment effectuer les enregistrements EEG-ECG, nous détaillons également des méthodes pour quantifier les données obtenues pour les saisies, EEG spectrale d’énergie, la fonction cardiaque et la variabilité de fréquence cardiaque, qui nous montrent dans une expérience d’exemple à l’aide d’une souris avec épilepsie en raison de la délétion du gène Kcna1 . Vidéo-EEG-ECG de surveillance dans des modèles murins d’épilepsie ou d’autres maladies neurologiques fournit un outil puissant pour identifier un dysfonctionnement au niveau du cerveau, cœur ou les interactions de cerveau-cœur.
Électroencéphalographie (EEG) et Électrocardiographie (ECG) sont des techniques puissantes et largement utilisés pour l’évaluation in vivo de cerveau et la fonction cardiaque, respectivement. EEG est l’enregistrement de l’activité électrique cérébrale en attachant des électrodes sur le cuir chevelu1. Le signal enregistré avec EEG non invasif représente les fluctuations de la tension résultant de la somme potentiels postsynaptiques excitateurs et inhibiteurs générées principalement par les neurones pyramidaux du cortex1,2. EEG est le plus commun test diagnostique pour évaluer et gérer les patients atteints d’épilepsie3,4. Il est particulièrement utile lorsque des crises d’épilepsie se produisent sans manifestations comportementales convulsives évidentes, telles que les crises d’absence ou de non convulsif état de mal épileptique5,6. À l’inverse, non-épilepsie associés conditions qui mènent à des épisodes convulsifs ou perte de conscience peuvent être diagnostiquée à tort comme des crises d’épilepsie sans surveillance vidéo-EEG7. En plus de son utilité dans le domaine de l’épilepsie, EEG est également largement utilisé pour détecter l’activité anormale du cerveau associée aux troubles du sommeil, troubles de la mémoire et transmissibles, ainsi que de compléter l’anesthésie générale pendant les chirurgies2 , 8 , 9.
Contrairement à l’EEG, ECG (ou EKG telle qu’elle est parfois abrégé) est l’enregistrement de l’activité électrique du coeur10. ECG est généralement effectués en attachant des électrodes aux extrémités de la branche et la paroi thoracique, qui permet de détecter les variations de la tension générée par le myocarde au cours de chaque cycle cardiaque de la contraction et la relaxation de10,11. Les principaux composants de forme d’onde ECG d’un cycle cardiaque normal comprennent l’onde P, le complexe QRS et l’onde T, qui correspond à la dépolarisation auriculaire, ventriculaire dépolarisation et la repolarisation ventriculaire, respectivement10, 11. monitoring ECG est couramment utilisé pour identifier des arythmies cardiaques et des anomalies de la conduction cardiaque système12. Chez les patients épileptiques, l’importance d’utiliser des ECG pour identifier les arythmies potentiellement mortelle est amplifié car ils courent un risque considérablement accru d’arrêt cardiaque, mais aussi la mort subite inattendue dans l’épilepsie13, 14,15.
En plus de leurs applications cliniques, enregistrements EEG et ECG sont devenues un outil indispensable pour l’identification des dysfonctionnement de cerveau et le coeur dans des modèles murins de la maladie. Bien que traditionnellement ces enregistrements ont été effectués séparément, nous décrivons ici une technique pour ECG, EEG et enregistrer des vidéos en même temps chez la souris. La méthode simultanée de vidéo-EEG-ECG détaillée ici utilise une configuration d’enregistrement captif dans laquelle l’électrode implantée sur la tête de la souris est câblé à l’appareil de contrôle. Historiquement, cela attachés ou câblé, configuration a été la norme et plus largement utilisé de méthode pour les enregistrements EEG chez la souris ; Cependant, des systèmes de télémétrie EEG sans fil ont également été développés récemment et gagnent en popularité,16.
Par rapport aux systèmes EEG sans fil, l’arrangement captif possède plusieurs avantages techniques qu’il peuvent être préférable selon l’application désirée. Ces avantages comprennent un plus grand nombre de canaux pour l’enregistrement EEG ou autres biopotentiels ; réduire les coûts électrode ; disponibilité de l’électrode ; moins de susceptibilité pour signaler la perte ; et une plus grande bande passante (i.e., taux d’échantillonnage) d’enregistrements17. Fait correctement, la méthode d’enregistrement captif décrite ici est capable de fournir de haute qualité, sans artefact EEG et ECG données simultanément, ainsi que la vidéo correspondante pour la surveillance comportementale. Ces données EEG et ECG peuvent alors être exploitées afin d’identifier les neurones, cardiaque, ou neurocardiac anomalies telles que des saisies, des changements dans l’EEG de puissance du spectre, les blocs de conduction cardiaque (i.e., ignoré des battements cardiaques) et les changements dans la variabilité du rythme cardiaque. Pour illustrer l’application de ces méthodes quantitatives de l’EEG-ECG, nous présentons une expérience d’exemple à l’aide d’un masquage de Kcna1 (- / -) souris. Kcna1 souris – / – manquent de voltage-dépendants Kv1.1 sous-unités α et présentent par conséquent saisies spontanées, une dysfonction cardiaque et une mort prématurée, ce qui les rend un modèle idéal pour l’évaluation simultanée de EEG-ECG de délétères associés à l’épilepsie dysfonction neurocardiac.
Pour obtenir des enregistrements d’EEG-ECG de haute qualité qui sont exempts d’artefacts, toutes précautions doivent être prises pour prévenir la dégradation ou le desserrage de l’électrode implantée et fils. Comme un implant de tête EEG se détend, les contacts de fil avec le cerveau vont se dégrader menant à signal une diminution des amplitudes. Implants lâches ou contacts pauvre fil peuvent aussi causer de distorsion des signaux électriques, présenter les enregistrements des artefacts de mouvement e…
The authors have nothing to disclose.
Ce travail a été soutenu par les citoyens Unis pour la recherche sur l’épilepsie (numéro de licence 35489) ; le National Institutes of Health (accorder des numéros R01NS100954, R01NS099188) ; et une bourse de recherche postdoctorale Malcolm Feist Louisiana State University Health Sciences Center.
VistaVision stereozoom dissecting microscope | VWR | ||
Dolan-Jenner MI-150 microscopy illuminator, with ring light | VWR | MI-150RL | |
CS Series scale | Ohaus | CS200 | for weighing animal |
T/Pump professional | Stryker | recirculating water heat pad system | |
Ideal Micro Drill | Roboz Surgical Instruments | RS-6300 | |
Ideal Micro Drill Burr Set | Cell Point Scientific | 60-1000 | only need the 0.8-mm size |
electric trimmer | Wahl | 9962 | mini clipper |
tabletop vise | Eclipse Tools | PD-372 | PD-372 Mini-tabletop suction vise |
fine scissors | Fine Science Tools | 14058-11 | ToughCut, Straight, Sharp/Sharp, 11.5 cm |
Crile-Wood needle holder | Fine Science Tools | 12003-15 | Straight, Serrated, 15 cm, with lock – For applying wound clips |
Dumont #7 forceps | Fine Science Tools | 11297-00 | Standard Tips, Curved, Dumostar, 11.5 cm |
Adson forceps | Fine Science Tools | 11006-12 | Serrated, Straight, 12 cm |
Olsen-Hegar needle holder with suture cutter | Fine Science Tools | 12002-12 | Straight, Serrated, 12 cm, with lock |
scalpel handle #3 | Fine Science Tools | 10003-12 | |
surgical blades #15 | Havel's | FHS15 | |
6-0 surgical suture | Unify | S-N618R13 | non-absorbable, monofilament, black |
gauze sponges | Coviden | 2346 | 12 ply, 7.6 cm x 7.6 cm |
cotton-tipped swabs | Constix | SC-9 | 15.2-cm total length |
super glue | Loctite | LOC1364076 | gel control |
Michel wound clips, 7.5mm | Kent Scientific | INS700750 | |
polycarboxylate dental cement kit | Prime-dent | 010-036 | Type 1 fine grain |
tuberculin syringe | BD | 309623 | |
polyethylene tubing | Intramedic | 427431 | PE160, 1.143 mm (ID) x 1.575 mm (OD) |
chlorhexidine | Sigma-Aldrich | C9394 | |
ethanol | Sigma-Aldrich | E7023-500ML | |
Puralube vet ointment | Dechra Veterinary Products | opthalamic eye ointment | |
mouse anesthetic cocktail | Ketamine (80 mg/kg), Xylazine (10 mg/kg), and Acepromazine (1 mg/kg) | ||
carprofen | Rimadyl (trade name) | ||
HydroGel | ClearH20 | 70-01-5022 | hydrating gel; 56-g cups |
Ponemah software | Data Sciences International | data acquisition and analysis software; version 5.2 or greater with Electrocardiogram Module | |
7700 Digital Signal conditioner | Data Sciences International | ||
12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | ||
fish tank | Topfin | for use as recording chamber; 20.8 gallon aquarium; 40.8 cm (L) X 21.3 cm (W) X 25.5 cm (H) | |
Digital Communication Module (DCOM) | Data Sciences International | 13-7715-70 | |
12 Channel Isolated Bio-potential Pod | Data Sciences International | 12-7770-BIO12 | |
serial link cable | Data Sciences International | J03557-20 | connects DCOM to bio-potential pod |
Acquisition Interface (ACQ-7700USB) | Data Sciences International | PNM-P3P-7002 | |
network video camera | Axis Communications | P1343, day/night capability | |
8-Port Gigabit Smart Switch | Cisco | SG200-08 | 8-port gigabit ethernet swith with 4 power over ethernet supported ports (Cisco Small Business 200 Series) |
10-pin male nanoconnector with guide post hole | Omnetics | NPS-10-WD-30.0-C-G | electrode for implantation on the mouse head |
10-socket female nanoconnector with guide post | Omnetics | NSS-10-WD-2.0-C-G | connector for electrode implant |
1.5-mm female touchproof connector cables | PlasticsOne | 441 | 1 signal, gold-plated; for connecting the wiring from the head-mount implant to the bio-potential pod |
soldering iron | Weller | WESD51 BUNDLE | digital soldering station |
solder | Bernzomatic | 327797 | lead free, silver bearing, acid flux core solder |
heat shrink tubing | URBEST | collection of tubing with 1.5- to 10-mm internal diameters | |
heat gun | Dewalt | D26960 | |
mounting tape (double-sided) | 3M Scotch | MMM114 | 114/DC Heavy Duty Mounting Tape, 2.54 cm x 1.27 m |
desktop computer | Dell | recommended minimum requirements: 3rd Gen Intel Core i7-3770 processor with HD4000 graphics; 4 GB RAM, 1 GB AMD Radeon HD 7570 video card; 1 TB hard drive; Windows 7 OS | |
permanent marker | Sharpie | 37001 | black color, ultra fine point |
toothpicks | for mixing and applying the polycarboxylate dental cement | ||
LabChart Pro software | ADInstruments | power spectrum software; version 8.1.3 or greater | |
Kubios HRV software | Univ. of Eastern Finland | HRV analysis software; version 2.2 | |
Notepad | Microsoft | simple text editor software |