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Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
生物学

Sistema de cultura de órgão de gordura corporal em Aedes Aegypti, um vetor de vírus Zika

Published: August 19, 2017
doi:
10.3791/55508
, , , , , , , ,
1Department of Biology,New Mexico State University, 2Department of Molecular Genetics and Microbiology,Duke University, 3Department of Computer Sciences,New Mexico State University, 4Department of Epidemiology of Microbial Diseases,Yale School of Public Health, 5Institute of Applied Biosciences,New Mexico State University

Summary

A gordura corporal é o órgão central metabólico em insetos. Apresentamos um sistema de cultura de órgãos vivos que permite ao usuário estudar as respostas do tecido isolado gordura corporal a vários estímulos.

Abstract

O inseto gordura corporal desempenha um papel central no metabolismo do inseto e armazenamento de nutrientes, funções do fígado e tecido adiposo em vertebrados de espelhamento. Tecido de inseto gordura corporal normalmente é distribuído por todo o corpo do inseto. No entanto, muitas vezes concentrada no abdômen e está ligado à parede abdominal do corpo.

O mosquito gordura corporal é a única fonte de proteínas da gema, que são críticas para a produção de ovos. Portanto, a cultura em vitro de tecidos de gordura corporal de mosquito representa um sistema importante para o estudo da fisiologia do mosquito, metabolismo e, finalmente, a produção de ovos. O processo de cultura de gordura corporal começa com a preparação de soluções e reagentes, incluindo as soluções de aminoácidos, Aedes sal estoque fisiológico (APS), solução estoque de cálcio e gordura corporal meio de cultura. O processo continua com a dissecação de gordura corporal, seguida por um tratamento experimental. Após o tratamento, uma variedade de diferentes análises podem ser executados, incluindo RNA (RNA-Seq) de sequenciamento, qPCR, borrões ocidentais, proteómica e metabolómica.

Na nossa experiência de exemplo, demonstramos o protocolo através da excisão e cultura dos corpos de gordura com o febre amarela mosquito, Aedes aegypti, um vetor principal de arbovírus incluindo dengue e chikungunya Zika. RNA de gordura corpos cultivadas sob uma condição fisiológica conhecida por proteínas de gema upregulate versus o controle foram objecto de análise de RNA-Seq para demonstrar o potencial utilitário deste procedimento para investigações de expressão gênica.

Introduction

Os mosquitos são vetores de doenças humanas devastadoras, incluindo a febre do dengue, malária, chikungunya e Zika1,2,3. Apesar de intensos esforços internacionais para travar estas doenças e controlar populações de mosquitos transmissores de doenças, surtos epidêmicos de doenças transmitidas por mosquitos são ainda comuns, especialmente nos países em desenvolvimento. Vacinas eficazes contra muitas dessas doenças são indisponíveis ou de eficácia limitada,4,5. A maneira mais eficaz para prevenir surtos é controlar as populações de mosquito, principalmente através do uso de tratamentos insecticidas. No entanto, resistência inseticida tem desenvolvido em muitas populações de mosquito e tornar-se um problema comum em torno do mundo6,7,8. O estudo da fisiologia do mosquito é essencial para o desenvolvimento de novas ferramentas e estratégias para controlar a doença.

O mosquito gordura corporal desempenha um papel central no armazenamento de nutrientes, homeostase metabólica, reprodução e catabolismo xenobióticos9,10,11,12. É o órgão principal de armazenamento de glicogênio, triglicerídeos e aminoácidos em forma de proteínas de armazenamento. Ele também funciona como o local de síntese para a maioria das proteínas hemolinfa e metabólitos. Em mosquitos, a gordura corporal é a única fonte de produção de proteína de gema que ocorre em mulheres, depois que eles tomam uma refeição de sangue13,14.

O tipo de célula principal da gordura corporal é o trophocyte grande, poliploide ou adipócito3,9,10,12. Tecido de gordura corporal é organizado em lóbulos ou casacos de pele e pode ser encontrado em todas as partes do corpo do mosquito, com a maior parte localizada no abdômen, onde grandes lóbulos de gordura corporal são anexados à parede abdominal do corpo.

O sistema de cultura de gordura corporal de mosquito aqui apresentado foi desenvolvido nos anos 70 e continua a ser uma poderosa ferramenta para estudar a fisiologia gordura corporal10, especialmente em combinação com as tecnologias atuais de análise. A fundação desta técnica baseia-se o isolamento das paredes abdominais corpo e o tecido associado gordura corporal. A natureza hidrofóbica da cutícula abdominal faz com que ele flutue na superfície do meio de cultura, com os lóbulos anexados de abdominal gordura corporal imergido. A estrutura tracheolar e espiráculos são mantidas, assegurando a oxigenação do tecido culta. De agora em diante, nos referiremos a estas preparações como “corpos de gordura”. Isolada de gordura de corpos permanecem viáveis por mais de 12 h, quando incubados no meio adequado (resultados não publicados). Cultura de gordura corporal é uma ferramenta valiosa que abordou uma variedade de perguntas sobre a gordura corporal Endocrinologia e fisiologia9,10,12,15,16, 17.

Corpos de gordura culturas pode ser submetidos a vários experimental e controlar tratamentos, o sincronismo dos quais pode ser decidido pelo investigador. No final do período de incubação, os corpos de gordura podem ser coletados e processados para análises a jusante, incluindo qPCR16,17,18,19, mancha18 ocidental ,20, proteomics21ou metabolomics22. Experiências podem ser executadas em diferentes escalas, de corpos de gordura individuais para grupos de centenas que podem ser cultivados juntos.

Os resultados representativos aqui incluídos foram derivados de gordura organismos cultivados na presença de aminoácidos e o isoinokosterone 20-hidroxi hormônio esteroide para simular a ativação de refeição de sangue de vitelogênese16,17, 23,24. Analisamos e comparado a expressão diferencial do gene de não-ativado contra corpos de gordura ativados através de análise de sequenciamento de próxima geração.

Protocol

1. preparar as soluções e reagentes solução de aminoácidos Prepare um 4 X aminoácidos solução 23 , 24 por pesagem e adicionando os 20 aminoácidos diferentes para um Erlenmeyer de acordo com as concentrações dadas na tabela 1. Nota: Em alguns casos, amino acid(s) podem ser excluídos a solução e substituído por igual quantidade molar de manitol para manter uma concentração igual de osmólitos. Adicionar a quantidade apropriada de DDQ 2 O para produzir o volume desejado da solução. Para garantir que os aminoácidos têm completamente dissolvido, aquecer suavemente agitando continuamente até que o líquido é completamente desobstruído; tomará em um ligeiro matiz amarelo. Nota: Pode ser necessário reduzir o pH para 6 adicionando HCl para permitir que alguns dos aminoácidos hidrofóbicos mais dissolver-se. Alíquota da solução e estéril-filtro usando um filtro de seringa com um 0,2 µm-pore tamanho. Loja em um recipiente selado a-20 ° C por até 6 meses. APS Nota: ver 25. Para o 20 X sal solução, combine os sais listados na tabela 2, em 50 mL de água. Mexa até dissolver completamente. Nota: Pode ser necessário aquecer ligeiramente a solução até dissolver completamente os sais. Estéril-filtro usando um filtro de seringa com um 0,2 µm-reduz o tamanho dos poros e armazenar a solução em um tubo de 50 mL em -20 ° C. Solução estoque de cálcio para o 50 X solução estoque de cálcio, adicionar 100 mL de água (tabela 3) 0,90 g de cloreto de cálcio; mexa até dissolver completamente. Usando uma seringa estéril-filtro filtro com um tamanho de poro de 0,2 µm, alíquota da solução em tubos de 50 mL e armazenar a -20 ° C. Tampão Tris (pH 7,4) para os Tris buffer, combinar as soluções listadas na tabela 4 e o sal e adicionar O ddH 2 até 100 mL. Usando uma seringa estéril-filtro filtro com um tamanho de poro de 0,2 µm e alíquota da solução em tubos de 50 mL; armazenar à temperatura ambiente. Meio de cultura de gordura corporal para preparar o meio de cultura de gordura corporal, preparar todas as soluções listadas acima. Combiná-los conforme os volumes na tabela 5 para fazer 200 mL de meio de cultura de gordura corporal. Ajustar o pH para 7,2 usando NaOH ou HCl. Estéril-filtrar a solução através de um filtro de seringa com um tamanho de poro de 0,2 µm. Dividir a solução em alíquotas de 15 mL e armazenar a-20 ° C por até 6 meses. 2. Preparando-se para dissecação preparar um estereomicroscópio (ampliação de x de 10-20), com iluminação e esquematizar duas pinças ultra fina e um par de tesouras de dissecação micro. Preparar todas as soluções necessárias para o experimento. Descongelar o meio de cultura de gordura corporal a temperatura. Nota: Precipitants podem ser dissolvidos ao aquecer a solução para não superior a 30 ° C. Com um aspirador, coletar mosquitos fêmeas adultos (3-7 dias após a emergência) e anestesia usando dióxido de carbono ou gelo Nota: Uma vez anestesiado, os mosquitos devem ser mantidos sob CO 2 para o menor tempo possíveis, não superior a 20 min. como alternativa, os mosquitos podem ser anestesiados em gelo e mantidos por aproximadamente 30 min. Preparar uma placa de 6 com 3 mL de APS por alvéolo. 3. Dissecação de gordura corporal concentrar o dissecação estereomicroscópio e ajustar a cadeira para uma altura confortável. Colocar uma lâmina de microscópio côncava na superfície de microscópio e adicionar duas gotas de APS ao centro. Pegar um mosquito por uma perna, usando uma pinça e transferi-lo para a superfície APS do slide de microscópio. Cuidadosamente pega o mosquito pelo tórax, com a pinça na mão esquerda e gire o mosquito, de modo que o lado ventral para cima é. , Mantendo o corpo firme pelo tórax, segure os dois últimos segmentos abdominais, com a pinça na mão direita e puxe delicadamente. Nota: Os dois últimos segmentos abdominais irão separar o abdômen e os ovários anexados, Malpighi túbulos, intestino grosso e intestino; às vezes a colheita irá deslizar fora do abdômen. Se eles não tiverem sido removidos, inserir as pontas fechadas da pinça no pequeno orifício criado e remover os tecidos remanescentes. Anular a pinça direita e pegar a tesoura de mola. Deslize um pino no orifício no abdômen até o segmento abaixo do tórax. Suavemente e rapidamente cortar o abdômen longitudinalmente. Nota: Uma vez que o corte foi feito, o abdômen deve começar a expandir para o exterior, embora isto pode não ocorrer imediatamente. Prosseguir para fazer o segundo corte, que será um corte lateral abaixo do tórax e ligeiramente abaixo de onde terminou o primeiro corte. Nota: O abdome deve então abrir e dissociar-se do tórax, com a cutícula acima e os corpos de gordura lateral-imerso dentro da APS. Esta parede abdominal do corpo é a preparação de gordura corporal para cultura em vitro. Levantar os corpos de gordura a partir da solução APS usando a ponta de um par de pinças e transferi-los a partir da solução para a placa de 6 contendo APS à temperatura ambiente. Permitir que o tecido repousar antes de avançar para a cultura de gordura corporal com aproximadamente 0,5 h. 4. Gordura corporal cultura incubar os corpos de gordura na APS em temperatura ambiente pelo menos 0,5 h equilibrar os. Transferir os corpos de gordura com a ponta da pinça e retire-lhes fora a solução APS. Abaixe a ponta no meio de cultura de gordura corporal. Nota: A gordura corporal deve abrir na superfície do meio e flutuar livremente. A cultura de gordura corporal é normalmente realizada em placas de 96 poços, com 150-200 µ l de meio em cada poço. Um bem pode caber até três corpos individuais de gordura, e são viáveis por mais de 12 h (resultados pessoais inéditos). Após o período de incubação, transferir os corpos de gordura do meio em tubos de centrífuga de 1,5 mL contendo os reagentes apropriados para processamento a jusante. Nota: As análises típicas incluem qPCR 16 , 17 , 18 , 19, 18 , de mancha ocidental 20, transcriptomics 26, proteomics 21 ou metabolomics 22.

Representative Results

Como exemplo, realizamos um experimento de cultura de gordura corporal e estimulou a corpos de gordura isolados incubando-os em uma solução contendo uma mistura equilibrada de todos os vinte aminoácidos naturais e a isoinokosterone 20-hidroxi inseto hormônio esteroide (10 µM) para 6 h . Como um controle, corpos de gordura foram incubados na APS por uma quantidade igual de tempo. Após a incubação, o RNA total foi isolado usando um reagente tri27 seguindo as instruções do fabricante. A qualidade e a quantidade de amostras de RNA extraídas foram avaliados usando um espectrofotômetro, fluorométrica quantificação e eletroforese em gel de agarose. Bibliotecas de sequenciamento de RNA foram geradas usando 4 µ g de RNA total e foram quantificadas usando duas técnicas diferentes. Posteriormente, as bibliotecas foram enviadas para um provedor comercial para final-sequenciamento emparelhado. Os resultados deste experimento são mostrados na tabela 6. Genes, mostrando a mais forte resposta transcricional de aminoácidos e 20-hidroxiecdisona foram principalmente gema proteína genes, que está de acordo com anterior resultados11. A Figura 1 mostra um mapa de calor, indicando os níveis de expressão de gene de 1.256 diferencialmente expressos genes de corpos de gordura cultivados após dois tratamentos diferentes. Figura 1 . Mapa de calor dos genes expressado na cultura de gordura corporal. O mapa de calor foi calculado com base no número de transcrições específicos para cada gene nas diferentes bibliotecas usando o pacote heatmap28 que faz parte do ambiente de software a R. O tom mais escuro representa a maior expressão do gene. 1.256 genes com variação estatisticamente significativa na expressão (Q-valores < 0.05) são mostrados. Os genes estão ordenados de acordo com seus níveis de expressão média, indicados pela dendrograma à esquerda (não de acordo com suas relações filogenéticas). Observe o elevado número de genes com expressão de cima ou para baixo-regulado após estimulação com aminoácidos (AA) e 20-hidroxiecdisona (20E). APS = soro fisiológico de Aedes . Ver arquivo suplementar 1 para obter uma lista de genes e seus níveis de expressão relativa. Clique aqui para ver uma versão maior desta figura. Amino ácido Peso molecular g/mol mM concentração mg por litro mg para o volume de 300 mL Alanina 89.1 26.68 2377.19 713.16 Arginina 174.2 26.68 4647.66 1394.3 Asparagina 150.1 26.68 4004.67 1201.4 Ácido aspártico 133 26.68 3548.44 1064.53 Cisteína 121.16 10,68 1293.99 388.2 Ácido glutâmico 147.1 26.68 3924.63 1177.39 Glutamina 146 26.68 3895.28 1168.58 Glicina 75 53.32 3999 1199.7 Histidina 155,16 80 12412.8 3723.84 Isoleucina 131 10,68 1399.08 419.72 Lycine 183 26.68 4882.44 1464.73 Leucina 131 26.68 3495.08 1048.52 Fenilalanina 165 10,68 1762.2 528.66 Prolina 115 26.68 3068.2 920.46 Serina 105 53.32 5598.6 1679.58 Treonina 119 10,68 1270.92 381.28 Triptofano 204 10,68 2178.72 653.62 Tirosina 181 5.32 962.92 288.88 Valina 117 10,68 1249.56 374.87 Metionina 149 10,68 1591.32 477.4 Tabela 1. 4 x solução estoque de ácido aminado. Componente de Peso em gramas adicionadas ao 50ml ddH2O NaCl 8,0 g KCl 0,074 g MgCl2-6 H2O 0,120 g NaHCO3 0,0250 g Tabela 2. Solução de sal de 20 X. Componente de Peso em gramas adicionadas ao ddH2O 100ml CaCl2-2 H2O 0,90 g g > tabela 3. 50 x solução cálcio. Componente de Concentração da solução-mãe Estoque de volume para 100 ml de tampão Tris pH 8.0 1 M 5 mL EDTA 0,25 M 2 mL NaCl AT 0,3 g ddH2O AT a 100 mL (~ 93 mL) Tabela 4. Tampão Tris. Componente de Estoque de volume para 200 ml Solução de aminoácidos 150 mL Solução-mãe de sal 10 mL Solução de reserva de cálcio 4 mL TES de Buffer 10 mL ddH2O 26 mL Tabela 5. Meio de cultura de gordura corporal. Anotação Descrição do gene Dobre a mudança P-valor AAEL006138 Vitellogenin-B 3443 2.52E-112 AAEL006126 Vitellogenin-C 2795 8.64E-91 AAEL006563 carboxipeptidase vitelogênicos 1002 2.17E-119 AAEL010434 Vitellogenin-A 220 1.14E-27 AAEL006542 carboxipeptidase vitelogênicos 185 2.14E-65 AAEL012678 AAEL003006-PA [Aedes aegypti](65%) 96 4.00E-70 AAEL000080 proteína hipotética 82 6.69E-188 AAEL015312 Vitelogênicos catepsina B 77 1.27E-15 AAEL009588 receptor nuclear 3 75 4.58E-56 AAEL010529 proteína hipotética 66 1.32E-29 Tabela 6. Resultados experimentais. Arquivo suplementar 1. Clique aqui para baixar este arquivo.

Discussion

Cultura de inseto órgão foi amplamente utilizada para estudar o inseto Endocrinologia e metabolismo, bem como para investigar a interação entre órgãos específicos e bactérias simbiontes29,30,31, desenvolvimento 32,33,34. In vitro cultura órgão de gordura corporal foi utilizada especificamente para estudar o transporte de aminoácidos e a regulação da produção de proteína de gema em mosquitos e outros Diptera16,17,35 , 36. durante o processo de vitelogênese, o mosquito gordura corporal usa uma matriz de transportadores de aminoácidos de alta especificidade para importar aminoácidos derivados de farinha de sangue da hemolinfa para sintetizar grandes quantidades de proteínas de gema12 ,19,35,36. Cultura de gordura corporal foi fundamental para a delimitação dos requisitos nutricionais gordura corporal neste contexto18.

A qualidade das matérias-primas, mosquitos fêmeas, é crítica para o sucesso dessas experiências. Larvas de mosquito, erguido em condições sob-lotado e alimentados com dietas de alta-nutriente geralmente produzem os melhores resultados. Existem algumas variáveis importantes a serem considerados ao estabelecer as condições de cultura de gordura corporal de mosquito no laboratório em termos de design experimental. Mostramos em estudos anteriores que a expressão do gene de gordura corporal varia significativamente dependendo da história de vida individual e o estado nutricional do mosquito11,22. As condições de cultura mosquito devem ser uniformes para reduzir a variabilidade no tamanho e reservas nutricionais dos mosquitos experimentais. Além disso, pessoal, realizando as dissecações deve ser treinado para garantir a dissecações rápidas e exatas com resultados consistentes. Viabilidade celular em corpos isolados de gordura pode ser verificada utilizando diferentes métodos coloração37,38.

O delineamento experimental de um experimento de cultura de gordura corporal deve levar em consideração o número de dissecações possível em um determinado período de tempo. Quando grandes quantidades de gordura corpos são necessárias, várias sessões de dissecação ou dissectors múltiplo podem ser necessários. Há uma vasta gama de aplicações futuras em vitro cultura de gordura corporal em mosquitos e outros insetos. Será especialmente útil para testar potenciais candidatos a fármacos para controle de insetos. A utilização das técnicas transgênicas em insetos para expressar proteínas específicas repórter na gordura corporal trophocytes abrirá novos métodos para desenvolver os bioensaios poderosos para o estudo da fisiologia de gordura corporal.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Esta pesquisa foi apoiada pela concessão de NIH #SC1AI109055, o 2014 NMSU HHMI grant #52008103 e NSF PGR concedem #1238731. Agradecemos aos participantes da classe NMSU Primavera 2015 BIOL302 Molecular métodos e Lavesh Bhatia seu apoio técnico com os experimentos de cultura de gordura corporal.

Materials

Scissors  Fiskars 83872
Fly pad Genesee Scientific 789060
Battery-powered aspirator w/ collection vial Hausherrs Machine Works, Inc. 3740-01-210-2368
Fine tip forceps World Precision Instruments, Inc.  500085
Light microscope  Leica Microsystems
96 well plate  Sigma CL S3383
Sucrose Sigma S9378
Alanine Sigma A7627
Arginine Sigma A5006
Asparagine Sigma A0884
Aspartic Acid Sigma A9256
Cysteine Sigma W326305
Glutamic Acid Sigma G1251
Glutamine Sigma G3126
Glycine Sigma G2879
Histidine Sigma H6034
Isoleucine Sigma I2752
Lysine Sigma L5501
Leucine Sigma L8000
Phenylalanine Sigma P2126
Proline Sigma P0380
Serine Sigma S4500
Threonine Sigma T8625
Tryptophan Sigma T0254
Tyrosine Sigma T3754
Valine Sigma V0500
Methionine Sigma M9625
NaCl Sigma S7653
KCl Sigma P9333
MgCl2-6H2O Sigma M2670
NaHCO3 Sigma S5761
CaCl2-2H2O Sigma C8106
Tris pH8.0  Sigma T1503
EDTA Sigma E6758
ddH2O Sigma W4502
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References

  1. Benelli, G., Mehlhorn, H. Declining malaria, rising of dengue and Zika virus: insights for mosquito vector control. Parasitol Res. 115 (5), 1747-1754 (2016).
  2. Newby, G., et al. The path to eradication: a progress report on the malaria-eliminating countries. Lancet. 387 (10029), 1775-1784 (2016).
  3. Clements, A. N. . The Biology of Mosquitoes. 2, (1992).
  4. Long, C. A., Zavala, F. Malaria vaccines and human immune responses. Curr Opin Microbiol. 32, 96-102 (2016).
  5. Mendis, K. N., David, P. H., Carter, R. Human immune responses against sexual stages of malaria parasites: considerations for malaria vaccines. Int J Parasitol. 20 (4), 497-502 (1990).
  6. Frings, S., Lindemann, B. Odorant response of isolated olfactory receptor cells is blocked by amiloride. J Membr Biol. 105 (3), 233-243 (1988).
  7. Froese, A., Szyszka, P., Menzel, R. Effect of GABAergic inhibition on odorant concentration coding in mushroom body intrinsic neurons of the honeybee. J Comp Physiol A Neuroethol Sens Neural Behav Physiol. 200 (3), 183-195 (2014).
  8. Yewhalaw, D., et al. Multiple insecticide resistance: an impediment to insecticide-based malaria vector control program. PLoS One. 6 (1), e16066 (2011).
  9. Arrese, E. L., Soulages, J. L. Insect fat body: energy, metabolism, and regulation. Annu Rev Entomol. 55, 207-225 (2010).
  10. Raikhel, A. S., Deitsch, K. W., Sappington, T. W., Crampton, J. M., Beard, C. B., Louis, C. . The Molecular Biology of Insect Disease Vectors: A Methods Manual. , 507-522 (1997).
  11. Price, D. P., et al. The fat body transcriptomes of the yellow fever mosquito Aedes aegypti, pre- and post- blood meal. PLoS One. 6 (7), e22573 (2011).
  12. Hansen, I. A., Attardo, G. M., Rodriguez, S. D., Drake, L. L. Four-way regulation of mosquito yolk protein precursor genes by juvenile hormone-, ecdysone-, nutrient-, and insulin-like peptide signaling pathways. Front Physiol. 5, 103 (2014).
  13. Raikhel, A. S., Dhadialla, T. S. Accumulation of yolk proteins in insect oocytes. Annu Rev Entomol. 37, 217-251 (1992).
  14. Raikhel, A. S., et al. Molecular biology of mosquito vitellogenesis: from basic studies to genetic engineering of antipathogen immunity. Insect Biochem Mol Biol. 32 (10), 1275-1286 (2002).
  15. Hansen, I. A., Attardo, G. M., Chandrasekar, R. Ch. 6. Short Views on Insect Molecular Biology. , (2009).
  16. Hansen, I. A., Attardo, G. M., Park, J. H., Peng, Q., Raikhel, A. S. Target of rapamycin-mediated amino acid signaling in mosquito anautogeny. Proc Natl Acad Sci USA. 101 (29), 10626-10631 (2004).
  17. Hansen, I. A., Attardo, G. M., Roy, S. G., Raikhel, A. S. Target of rapamycin-dependent activation of S6 kinase is a central step in the transduction of nutritional signals during egg development in a mosquito. J Biol Chem. 280 (21), 20565-20572 (2005).
  18. Attardo, G. M., Hansen, I. A., Shiao, S. H., Raikhel, A. S. Identification of two cationic amino acid transporters required for nutritional signaling during mosquito reproduction. J Exp Biol. 209 (Pt 16), 3071-3078 (2006).
  19. Carpenter, V. K., et al. SLC7 amino acid transporters of the yellow fever mosquito Aedes aegypti and their role in fat body TOR signaling and reproduction. J Insect Physiol. 58 (4), 513-522 (2012).
  20. Attardo, G. M., Higgs, S., Klingler, K. A., Vanlandingham, D. L., Raikhel, A. S. RNA interference-mediated knockdown of a GATA factor reveals a link to anautogeny in the mosquito Aedes aegypti. Proc Natl Acad Sci USA. 100 (23), 13374-13379 (2003).
  21. Hugo, L. E., et al. Proteomic biomarkers for ageing the mosquito Aedes aegypti to determine risk of pathogen transmission. PLoS One. 8 (3), e58656 (2013).
  22. Price, D. P., Schilkey, F. D., Ulanov, A., Hansen, I. A. Small mosquitoes, large implications: crowding and starvation affects gene expression and nutrient accumulation in Aedes aegypti. Parasit Vectors. 8, 252 (2015).
  23. Uchida, K., et al. Induction of oogenesis in mosquitoes (Diptera: Culicidae) by infusion of the hemocoel with amino acids. J Med Entomol. 38 (4), 572-575 (2001).
  24. Uchida, K., Ohmori, D., Yamakura, F., Suzuki, K. Changes in free amino acid concentration in the hemolymph of the female Culex pipiens pallens (Diptera: Culicidae), after a blood meal. J Med Entomol. 27 (3), 302-308 (1990).
  25. Hayes, E. Determination of a physiological saline solution for Aedes aegypti .(L). J Econ Entomol. 46 (4), 624-627 (1953).
  26. Price, D. P., et al. The Fat Body Transcriptomes of the Yellow Fever Mosquito Aedes aegypti, Pre- and Post Blood Meal. Plos One. 6 (7), e22573 (2011).
  27. Chomczynski, P., Mackey, K. Short technical reports. Modification of the TRI reagent procedure for isolation of RNA from polysaccharide-and proteoglycan-rich sources. Biotechniques. 19 (6), 942-945 (1995).
  28. Fujiwara, T., Kazawa, T., Haupt, S. S., Kanzaki, R. Postsynaptic odorant concentration dependent inhibition controls temporal properties of spike responses of projection neurons in the moth antennal lobe. PLoS One. 9 (2), e89132 (2014).
  29. Larsen, W. P. Growth in an insect organ culture. J Insect Physiol. 13 (4), 613-619 (1967).
  30. Judy, K. J., et al. Isolation, Structure, and Absolute Configuration of a New Natural Insect Juvenile Hormone from Manduca sexta. Proc Natl Acad Sci USA. 70 (5), 1509-1513 (1973).
  31. Marks, E. P. The action of hormones in insect cell and organ cultures. Gen Comp Endocrinol. 15 (2), 289-302 (1970).
  32. Hughes, G. L., Pike, A. D., Xue, P., Rasgon, J. L. Invasion of Wolbachia into Anopheles and Other Insect Germlines in an Ex vivo Organ Culture System. PLoS One. 7 (4), e36277 (2012).
  33. Postlethwait, J. H., Handler, A. M. Roles of Juvenile-Hormone and 20-Hydroxy-Ecdysone during Vitellogenesis in Isolated Abdomens of Drosophila melanogaster. J Insect Physiol. 25 (5), 455-460 (1979).
  34. Spielman, A., Gwadz, R. W., Anderson, W. A. Ecdysone-initiated ovarian development in mosquitoes. J Insect Physiol. 17 (10), 1807-1814 (1971).
  35. Boudko, D. Y., et al. Substrate specificity and transport mechanism of amino-acid transceptor Slimfast from Aedes aegypti. Nat Commun. 6, 8546 (2015).
  36. Fleischer, J., Bumbalo, R., Bautze, V., Strotmann, J., Breer, H. Expression of odorant receptor Olfr78 in enteroendocrine cells of the colon. Cell Tissue Res. 361 (3), 697-710 (2015).
  37. Jones, K. H., Senft, J. A. An improved method to determine cell viability by simultaneous staining with fluorescein diacetate-propidium iodide. J Histochem Cytochem. 33 (1), 77-79 (1985).
  38. Strober, W. Trypan blue exclusion test of cell viability. Curr Protoc Immunol. A3B, (2001).

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Chung, H., Rodriguez, S. D., Carpenter, V. K., Vulcan, J., Bailey, C. D., Nageswara-Rao, M., Li, Y., Attardo, G. M., Hansen, I. A. Fat Body Organ Culture System in Aedes Aegypti, a Vector of Zika Virus. J. Vis. Exp. (126), e55508, doi:10.3791/55508 (2017).
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