Summary

時間分解エレクトロスプレーイオン化水素 - 重水素交換質量分析タンパク質の構造とダイナミクスを学ぶために

Published: April 17, 2017
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Summary

コンフォメーションの柔軟性は、タンパク質の機能に重要な役割を果たしています。本明細書において、我々は、規則及び不規則タンパク質に機能を駆動急速な構造変化をプロービングするための水素 – 重水素交換に結合された時間分解エレクトロスプレーイオン化質量分析法の使用を記載しています。

Abstract

本質的に無秩序なタンパク質(国内避難民)は、長い安定な二次構造要素の欠如のために、構造生物学者への課題となっています。迅速な時間スケールで測定し、水素 – 重水素交換(HDX)を一意に簡単にネイティブアンサンブルにおける一過性配座異性体の特徴付けを可能にする、移入された構造と水素結合ネットワークを検出するために適しています。質量分析にHDXの結合は、高感度、低サンプル消費及びタンパク質サイズには制限を含むいくつかの重要な利点を提供します。この手法は、ミリ秒の時間スケールでHDXラベリング時間を監視する機能など、過去数十年で大幅に進歩しています。また、酸性プロテアーゼマイクロリアクタを収容するマイクロ流体プラットフォームにHDXワークフローを組み込むことによって、我々は、ペプチドレベルでの動的特性を局在化することができます。本研究では、時間分解エレクトロスプレーイオン化質量分析(TRESI-MS)は、HDX WAに結合されSは、タウタンパク質、ならびに過剰リン酸化の際に誘導されるコンフォメーションシフトの残留構造の詳細な画像を提供するために使用されます。

Introduction

過去数十年にわたり、重要な進歩は、タンパク質の構造とダイナミクス1、2、3、4測定するために設計された分析技術の開発に行われています。 X線結晶学は、タンパク質の構造を決定するための原則ツールまま、タンパク質の高い濃度が必要とされ、大規模な最適化は、回折品質結晶を生成するために必要とされます。このような膜結合と本質的に無秩序なタンパク質として結晶化することが困難であるタンパク質は、古典的水素-重水素交換(HDX)NMR 5によって研究されています。しかし、最近数十年で、HDXにエレクトロスプレーイオン化質量分析(ESI-MS)のカップリングは、急速に人気6、7得ました。

質量分析は、ソリューションを提供していますX線結晶学およびNMRによってもたらされる制限の多くに。具体的には、MSは、高感度の(必要μM濃度までnm)であり、タンパク質の大きさに制限は事実上存在しません。加えて、MS分析の高デューティサイクルは、それらは、酵素代謝回転、ミスフォールディング、錯体および他の生物学的に関連したプロセスを経るようなタンパク質を研究する可能性を可能にします。これらのプロセスは、多くの場合、第二時間スケールにミリ秒で発生し、分析前に試薬の迅速な混合を必要とします。

2003年にウィルソンとKonermannによって時間分解エレクトロスプレーイオン化(TRESI)の開発は、反応はESI-MSにより擬似リアルタイムで監視することを可能にしました。それらの設定は、連続的に調整可能な反応チャンバ容積8と毛細管ミキサーを組み込みました。デバイスは、狭間capillar内の混合を可能にするために密封され、内側毛細管とその側に切断ノッチを有する2本の同心の毛管から成り内側毛細管(典型的には2 mm)の終了までのノッチからY空間。 HDX実験に適用した場合、内側毛細管は、目的のタンパク質を運び、外側毛管は、次いでESIに先立って直接転写にHDX標識を可能にする調節可能な反応室に入る前にタンパク質と混合受け標識D 2 O溶液を、運びますソース。

簡単に言えば、HDXは、ソリューション9、10で重水素原子との交換を受けた骨格アミド水素に依存しています。交換が塩基触媒生理学的pHで、酸触媒は、約2.6以下のpHで優勢になりつつとなります。 pH、温度、溶媒アクセシビリティおよび分子内水素結合:為替レートは、4つの主な要因に基づいています。前者の二つの要因は実験を通して一定に保たれるように、特にペプチド骨格のアミド位置の交換の速度は、主にdependenありますタンパク質構造11上のトン。 αヘリックスおよびβシートで広範囲、安定した水素結合ネットワークと緊密に折り畳まれた領域は、ループおよび無秩序化領域に比べて実質的に遅い速度で重水素を取り込む(時には全くない)であろう12。これは、構造における摂動( 例えば 、凝集または基質結合時)は、異なる重水素取り込み( 図1)に導くグローバルタンパク質分析を可能にします。

運動キャピラリーミキサーは、重水素の取り込みの局在化のためにタンパク質分解チャンバーを含むマイクロ流体プラットフォームに組み込むことができます。このタンパク質分解チャンバを効果的交換反応をクエンチするために、低pHで保持され、ローカライズされたペプチド( 図2)にタンパク質を消化するために、固定化された酸性プロテアーゼを必要とします。第二の時間スケールにミリ秒で、バックボーン交換を監視するために特に重要ですループ領域を特徴付けることが困難内のコンホメーション変化、溶融小球、及び本質的に無秩序なタンパク質(のIDP)13、14の特徴付け。あるいは、TRESI-HDXは、現在COREXアルゴリズム(DX-COREX)アプローチ15、16に結合された重水素交換を使用して、X線結晶学およびNMRの方法によって解決原子構造を有していないタンパク質を特徴付けるために使用することができます。この詳細なプロトコルは、両方とも、それは天然の形態だだけでなく、それが病原性の過リン酸化状態だで、IDP、タウを研究するためにTRESI-HDXを適用します。ネイティブタウが最もよく研究の国内避難民の一つですが、少しはそのアミロイド形成性対応13について知られています。

Protocol

注:使用前に、関連するすべての物質安全データシート(MSDS)を参照してください。ポリ(メチルメタクリレート)のレーザーアブレーション(PMMA)によって生成ヒュームは、毒性であることができます。レーザー彫刻機が作動し、換気システムに接続されていることを確認してください。エンジニアリング・コントロールの使用(ヒュームフード、シャープコンテナ)と個人用保護具(?…

Representative Results

ネイティブおよびホスホ – タウの消化プロファイルは、それぞれ77.1及び71.7パーセントの配列範囲を得、同様でした。各ペプチドの重水素取り込み値は、社内で開発FORTRANソフトウェアを使用して生成された理論的な分布で観察された同位体分布を当てはめることによって決定しました。最良フィッティング分布は関連重水素取り込み値とともに( 図3a)に</strong…

Discussion

彼らは、タンパク質の非常に詳細な構造を提供するので、このようなX線結晶学およびNMRなどの構造生物学の方法が有利であるが、これらの写真は、多くの場合、静的です。これらの従来の方法により研究する際の過渡種弱構造ドメインの特徴付けは、とらえどころのないことを継続します。したがって、これらのタイプのシステム上の動的な洞察を得るためには、迅速な時間スケールで仕事…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We gratefully acknowledge Dr. Markus Zweckstetter for providing the pdb coordinate file for the ‘native’ tau ensemble predicted from his NMR work, with contributed analysis tools provided by Dr. Adnan Sljoka. Funding for this work was provided by the Natural Science and Engineering Research Council of Canada (NSERC) ENGAGE Grant program.

Materials

Poly(methyl methacrylate) or PMMA Professional Plastics SACR.250CCP 8.9 cm x 3.8 cm x 0.6 cm
Fused Silica Glass Capillary Polymicro Technologies 106815-0018 ID: 75µm, OD: 150µm
Metal Capillaries McMaster-Carr 28 ga – 89875K97
30 ga  – 89875K99
Fluorinated Ethylene Propylene (FEP) Tubing IDEX 1477
1548
ID: 0.007”, OD: 1/16”
ID: 0.020”, OD: 1/16”
Standard Polymer Tubing Cutter IDEX A-327 for 1/16” and 1/8” OD tubing
Micro Static Mixing Tee IDEX M-540 for 1/16” OD tubing
or
Stainless Steel Tee, 0.25mm Bore Valco Instruments Co., Inc. (VICI) ZT1C for 1/16” OD tubing
PEEK Tee for 1/16” OD Tubing IDEX P-727
10-32 Female to Female Luer IDEX P-659
10-32 PEEK Double-Winged Nut IDEX F-300
Ferrule for 1/16” OD Tubing IDEX F-142
100 Series Rotary Tool Dremel F013010001
Cut-Off Discs Jobmate 1/64” thickness
Stereomaster Digital Zoom Microscope Fisher Scientific 12-563-411
Soldering Iron Mastercraft 58-6301-2
VersaLaser Universal Laser
Syringes Hamilton 81220 500µL capacity
Syringe Pumps Harvard Apparatus 70-4501
Name Company Catalog Number Comments
Reagents
NHS-Activated Agarose Fisher Scientific 26196
Pepsin from Porcine Gastric Mucosa Sigma-Aldrich P6887-250MG
Deuterium Oxide Sigma-Aldrich 151882-10X0.6ML
Acetic Acid Sigma-Aldrich 695092-100ML
HPLC Grade Water Fisher Scientific W5-4
Ammonium Acetate Sigma-Aldrich A7330-500G
Sodium Phosphate Fisher Scientific S369-500
Sodium Chloride Fisher Scientific S671-3
Name Company Catalog Number Comments
Software/Online Tools
CorelDraw X3 Corel
Molecular Weight Calculator Version 6.49 Open Source MS Tool
mMass Version 5.5.0 Open Source MS Tool
ExPASy FindPept Swiss Institute of Bioinformatics
SigmaPlot Systat Software Version 11.0
PyMOL Schrödinger Version 1.5.0.4
Name Company Catalog Number Comments
Instruments
QStar Elite Hybrid Q-TOF Mass Spectrometer AB SCIEX

References

  1. Sapienza, P. J., Lee, A. L. Using NMR to study fast dynamics in proteins: methods and applications. Curr. Opin. Pharmacol. 10, 723-730 (2010).
  2. Neira, J. L. NMR as a tool to identify and characterize protein folding intermediates. Arch. Biochem. Biophys. 531, 90-99 (2013).
  3. Xu, A., Li, F., Robinson, H., Yeung, E. S. Can protein conformers be fractionated by crystallization?. Anal. Chem. 85, 6372-6377 (2013).
  4. Keedy, D. A., et al. Mapping the conformational landscape of a dynamic enzyme by multitemperature and XFEL crystallography. eLife. 4, e07574 (2015).
  5. Englander, S. W., Sosnick, T. R., Englander, J. J., Mayne, L. Mechanisms and uses of hydrogen exchange. Curr. Opin. Struct. Biol. 6, 18-23 (1996).
  6. Engen, J. R., Smith, D. L. Investigating protein structure and dynamics by hydrogen exchange MS. Anal. Chem. 73, 256A-265A (2001).
  7. Hoofnagle, A. N., Resing, K. A., Ahn, N. G. Protein analysis by hydrogen exchange mass spectrometry. Annu. Rev. Biophys. Biomol. Struct. 32, 1-25 (2003).
  8. Wilson, D. J., Konermann, L. A Capillary Mixer with Adjustable Reaction Chamber Volume for Millisecond Time-Resolved Studies by Electrospray Mass Spectrometry. Anal. Chem. 75, 6408-6414 (2003).
  9. Wales, T. E., Engen, J. R. Hydrogen exchange mass spectrometry for the analysis of protein dynamics. Mass Spectrom. Rev. 25, 158-170 (2006).
  10. Konermann, L., Pan, J., Liu, Y. H. Hydrogen exchange mass spectrometry for studying protein structure and dynamics. Chem. Soc. Rev. 40, 1224-1234 (2011).
  11. Morgan, C. R., Engen, J. R. Investigating solution-phase protein structure and dynamics by hydrogen exchange mass spectrometry. Curr. Protoc. Protein Sci. Chapter 17, Unit 17.6.1-Unit 17.6.17 (2009).
  12. Katta, V., Chait, B. T. Conformational changes in proteins probed by hydrogen-exchange electrospray-ionization mass spectrometry. Rapid Commun. Mass Spectrom. RCM. 5, 214-217 (1991).
  13. Zhu, S., et al. Hyperphosphorylation of intrinsically disordered tau protein induces an amyloidogenic shift in its conformational ensemble. PloS One. 10, e0120416 (2015).
  14. Lento, C., Ferraro, M., Wilson, D., Audette, G. F. HDX-MS and deletion analysis of the type 4 secretion system protein TraF from the Escherichia coli F plasmid. FEBS Lett. 590, 376-386 (2016).
  15. Hilser, V. J., Freire, E. Structure-based calculation of the equilibrium folding pathway of proteins. Correlation with hydrogen exchange protection factors. J. Mol. Biol. 262, 756-772 (1996).
  16. Liu, T., et al. Quantitative Assessment of Protein Structural Models by Comparison of H/D Exchange MS Data with Exchange Behavior Accurately Predicted by DXCOREX. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 23, 43-56 (2012).
  17. Rob, T., Wilson, D. J. A versatile microfluidic chip for millisecond time-scale kinetic studies by electrospray mass spectrometry. J. Am. Soc. Mass Spectrom. 20, 124-130 (2009).
  18. Liuni, P., Rob, T., Wilson, D. J. A microfluidic reactor for rapid, low-pressure proteolysis with on-chip electrospray ionization. Rapid Commun. Mass Spectrom. 24, 315-320 (2010).
  19. Barghorn, S., Biernat, J., Mandelkow, E. Purification of recombinant tau protein and preparation of Alzheimer-paired helical filaments in vitro. Methods Mol. Biol. Clifton NJ. 299, 35-51 (2005).
  20. Strohalm, M., Kavan, D., Novák, P., Volný, M., Havlícek, V. mMass 3: a cross-platform software environment for precise analysis of mass spectrometric data. Anal. Chem. 82, 4648-4651 (2010).
  21. Gattiker, A., Bienvenut, W. V., Bairoch, A., Gasteiger, E. FindPept, a tool to identify unmatched masses in peptide mass fingerprinting protein identification. PROTEOMICS. 2, 1435-1444 (2002).
  22. Rob, T., et al. Measuring Dynamics in Weakly Structured Regions of Proteins Using Microfluidics-Enabled Subsecond H/D Exchange Mass Spectrometry. Anal. Chem. 84, 3771-3779 (2012).
  23. Ferguson, P. L., et al. Hydrogen/Deuterium Scrambling during Quadrupole Time-of-Flight MS/MS Analysis of a Zinc-Binding Protein Domain. Anal. Chem. 79, 153-160 (2007).
  24. Bai, Y., Milne, J. S., Mayne, L., Englander, S. W. Primary structure effects on peptide group hydrogen exchange. Proteins. 17, 75-86 (1993).
  25. Buée, L., Bussière, T., Buée-Scherrer, V., Delacourte, A., Hof, P. R. Tau protein isoforms, phosphorylation and role in neurodegenerative disorders1. Brain Res. Rev. 33, 95-130 (2000).
  26. Zhang, H. M., et al. Enhanced Digestion Efficiency, Peptide Ionization Efficiency, and Sequence Resolution for Protein Hydrogen/Deuterium Exchange Monitored by FT-ICR Mass Spectrometry. Anal. Chem. 80 (23), 9034-9041 (2008).
  27. Deng, B., Lento, C., Wilson, D. J. Hydrogen deuterium exchange mass spectrometry in biopharmaceutical discovery and development – A review. Anal. Chim. Acta. , (2016).
  28. Pan, L. Y., Salas-Solano, O., Valliere-Douglass, J. F. Conformation and dynamics of interchain cysteine-linked antibody-drug conjugates as revealed by hydrogen/deuterium exchange mass spectrometry. Anal. Chem. 86, 2657-2664 (2014).
  29. Zhang, Q., et al. Epitope mapping of a 95 kDa antigen in complex with antibody by solution-phase amide backbone hydrogen/deuterium exchange monitored by Fourier transform ion cyclotron resonance mass spectrometry. Anal. Chem. 83, 7129-7136 (2011).
  30. Engen, J. R. Analysis of protein complexes with hydrogen exchange and mass spectrometry. The Analyst. 128, 623-628 (2003).
  31. Lu, J., et al. IL-1beta epitope mapping using site-directed mutagenesis and hydrogen-deuterium exchange mass spectrometry analysis. Biochemistry (Mosc). 44, 11106-11114 (2005).
  32. Konermann, L., Rodriguez, A. D., Sowole, M. A. Type 1 and Type 2 scenarios in hydrogen exchange mass spectrometry studies on protein-ligand complexes. The Analyst. 139, 6078-6087 (2014).

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Lento, C., Zhu, S., Brown, K. A., Knox, R., Liuni, P., Wilson, D. J. Time-resolved ElectroSpray Ionization Hydrogen-deuterium Exchange Mass Spectrometry for Studying Protein Structure and Dynamics. J. Vis. Exp. (122), e55464, doi:10.3791/55464 (2017).

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