Summary

グループBのマウスモデル<em>連鎖球菌</em>膣植民地化

Published: November 16, 2016
doi:

Summary

The purpose of this protocol is to imitate human group B Streptococcus (GBS) vaginal colonization in a murine model. This method may be used to investigate host immune responses and bacterial factors contributing to GBS vaginal persistence, as well as to test therapeutic strategies.

Abstract

成人の30% – ストレプトコッカス・アガラクティエ (B群連鎖球菌 、GBS)は、消化器および10の膣管のグラム陽性、無症候性植民です。新生児、妊婦、高齢者を含む免疫無防備状態の個体では、GBSは、敗血症、関節炎、肺炎、および髄膜炎を引き起こす侵襲性の病原体に切り替えることができます。 GBSは、新生児の主要な細菌性病原体であるため、現在の予防は、GBS膣コロニー形成およびGBS陽性の母親のその後の周産期抗生物質による治療のための妊娠後期のスクリーニングから構成されています。ヘビーGBS膣の負担が新生児疾患と植民地化の両方の危険因子です。残念ながら、少しはホストと促進またはGBS膣コロニー形成を可能にする細菌の要因について知られています。このプロトコルは、細菌ロアを決定するために、単一のβエストラジオール前処置と毎日のサンプリングを使用して永続的なGBS膣コロニー形成を確立するための技術を説明しますD。また、さらに詳細な方法関心の追加の治療薬または試薬を投与すると、膣洗浄液および生殖管の組織を収集します。このマウスモデルは、妊娠中の母体の膣コロニー形成を制御し、脆弱な新生児への送信を防止するために、潜在的な治療標的につながる膣環境内GBS-ホスト相互作用の理解を促進します。また、女性の膣管内の一般的な細菌宿主相互作用の我々の理解を高めるために対象としています。

Introduction

ストレプトコッカス・アガラクティエ 、B群連鎖球菌 (GBS)は、頻繁に腸と健康な成人の尿生殖路から隔離されているカプセル化された、グラム陽性細菌です。 1970年代には、GBSは毎年、新生児の病気の7,000以上の例1で、感染新生児死亡率の主要な薬剤として登場しました。早期発症GBS疾患(EOD)が肺炎や呼吸困難として生じる、最初の数時間または生命の日に発生し、多くの場合、遅発性疾患(LOD)のに対し、敗血症に発展する数ヶ月後に続いて起こると頻繁に菌血症、と提示します2髄膜炎に進みます。 2002年のように、疾病管理予防センター(CDC)は、GBS陽性の母親1に妊娠後期や分娩に抗生物質予防法(IAP)でGBS膣植民地化のための普遍的なスクリーニングを推奨しています。毎年IAPによる米国では約千例に早期発症疾患の減少にもかかわらず、GBSは、早発型新生児敗血症の主要な原因のままであり、遅発性の発生は1影響を受けないままです。子宮内かどうかは、労働者の間に、あるいは遅発性の場合には、GBSの新生児の暴露は髄膜炎、高度に規制血液の交差した場合に、ホスト環境や障壁、免疫回避の数を介して生存、横断を必要とし、脳関門2。新生児内のこれらの病原性の相互作用の上流には、母体の膣管の初期の植民地です。母体のGBS膣コロニー形成率は12.7%3,4の推定平均速度で、先進国と途上国での8から18パーセントの範囲です。妊娠中の膣管のGBSコロニー形成は、個々の女性の5の間で自然の中で、一定の断続的な、または一過性であってもよいです。興味深いことに、母体の年齢> 36年には、永続的植民地化6に関連しています。 GBS膣植民地化のための多数の生物学的および社会経済的なリスク要因同定されています。生物学的因子は、胃腸GBSのコロニー形成および腸内で乳酸桿菌の不在が含まれます。しかし、民族性、肥満、衛生、および性的活動もGBS膣キャリッジ7に関連しています。

新生児の感染を引き起こすための悪名高いが、GBSはまた、母体の感染症の両方の周産期および産後の様々な原因となります。 GBSキャリッジも疾患実体9とすることができる、いくつかのケースでは、膣炎8を呈する女性で増加しています。また、妊娠中の生殖器官のGBSの昇天は、羊膜内感染症または絨毛羊膜炎10になることがあります。また、妊娠の3.5%までに、GBSは、尿路感染症や無症候性細菌尿11を引き起こすために膀胱に発信しています。妊娠中のGBS細菌は、分娩の発熱、絨毛羊膜炎、早産、およびprematurのリスク増加と関連しています膜12の電子破裂。まとめると、膣管内のGBSの存在は、複数の宿主組織の感染症にリンクされており、このニッチからGBSを排除する能力の両方の妊産婦と新生児の健康のために不可欠です。

最近まで、頸膣管とGBSの相互作用を調べる作業の大半は、in vitro細胞モデル13-15に制限されていました。これらのin vitroの実験では、表面タンパク質を含む接着のために重要である細菌の要因を、明らかにしたような線毛およびセリンリッチリピート17,18と同様に、二成分調節系15,19と膣上皮のグローバルな転写応答GBS 19。しかし、完全に膣路内にホスト微生物の相互作用を解明するために、堅牢な動物モデルが必要です。初期の研究は、GBSは、接種したマウス20,21およびラットの膣管から回収することができることを実証しました<SUP>両方の妊娠と非妊娠状態の22。 2005年には、短期的なGBS膣植民地化は、24時間の期間23にわたって膣GBSを治療するためのファージ溶菌酵素の有効性を調べるために、マウスでモデル化しました。数年後、長期GBS膣植民地化のマウスモデルは、GBSの永続性を管理するホストおよび細菌の要因を研究するために開発されました。このモデルは、表面付属17,18およびGBS 2成分系19,24を含むコロニー形成に貢献する数々のGBS因子を同定しました。このモデルは、ホスト応答機構19,25の同定に貢献してきたし、免疫調節ペプチド26とプロバイオティクス27を含むいくつかの治療戦略をテストするために使用されました。このプロトコルは、マウスの膣管内にGBSを接種し、その後コロニー形成を追跡し、さらなる分析のためのサンプルを収集するために必要な指導を提供します。

Protocol

All animal work was approved by the Office of Lab Animal Care at San Diego State University and conducted under accepted veterinary standards. Female mice, age 8 – 16 weeks, were used for the development of this method. 1. Preparation and Intraperitoneal Injection of β-estradiol Measure out β-estradiol (0.5 mg/mouse) on weigh paper while wearing appropriate personal protective equipment (PPE). CAUTION: β-estradiol can be absorbed through the skin and mucosal surfaces.</l…

Representative Results

During the development of this model, multiple observations were made regarding factors that affect the duration of GBS vaginal colonization. To determine how estrous stage at inoculation impacts GBS bacterial persistence, mice were staged on the day of inoculation via vaginal lavage fluid. Figure 1 illustrates the four stages of the mouse estrous cycle, as determined by wet-mount vaginal lavage fluid, a well-established method29. Mice were divided into groups …

Discussion

To further the advancement of the understanding of GBS interactions with the both the host and other microbes within the context of the host, an animal model is required. This work describes the technical aspects of establishing GBS vaginal colonization in mice. This protocol achieves > 90% colonization of mice without the use of anesthetics to inoculate bacteria or to collect swab samples, immune-suppressants to enable colonization, vaginal pre-washing, or additives to thicken the inoculum. Moreover, this model demo…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We would like to thank the vivarium manager and staff at San Diego State University for support with animal husbandry. During this work, K.A.P. was supported by an ARCS scholarship and a fellowship from the Inamori Foundation. K.S.D. is supported by an R01 grant, NS051247, from the National Institutes of Health.

Materials

Sesame oil  Sigma Aldrich S3547-250ML
β-Estradiol  Sigma Aldrich E8875-1G CAUTION: Wear appropriate PPE. β-estradiol can be absorbed through the skin and mucosal surfaces. 
200 μL gel loading pipette tips  USA Scientific 1252-0610
Urethro-genital, sterile, calcium alginate swabs Puritan 25-801 A 50
CHROMagar StrepB DRG International SB282
Todd Hewitt Broth Hardy Diagnostics 7161C
18 G, 1.5 inch needles BD 305199
26 G, 0.5 inch needles BD 305111
10 mL syringes BD 309604
1 mL syringes BD 309659
0.45 μm PVDF syringe filters Whatman 6900-2504
Dulbecco's Phosphate-Buffered Salt Solution 1X Corning 21-031-CV

References

  1. Verani, J. R., McGee, L., Schrag, S. J. Prevention of perinatal group B streptococcal disease–revised guidelines from CDC. MMWR. Recomm. Rep. 59 (RR-10), 1-36 (2010).
  2. Maisey, H. C., Doran, K. S., Nizet, V. Recent advances in understanding the molecular basis of group B Streptococcus virulence. Expert Rev. Mol. Med. 10, e27 (2008).
  3. Regan, J. A., Klebanoff, M. A., Nugent, R. P. The epidemiology of group B streptococcal colonization in pregnancy. Vaginal Infections and Prematurity Study Group. Obstet. Gynecol. 77 (4), 604-610 (1991).
  4. Stoll, B. J., Schuchat, A. Maternal carriage of group B streptococci in developing countries. Pediatr. Infect. Dis. J. 17 (6), 499-503 (1998).
  5. Brzychczy-Wloch, M., et al. Dynamics of colonization with group B streptococci in relation to normal flora in women during subsequent trimesters of pregnancy. New Microbiol. 37 (3), 307-319 (2014).
  6. Manning, S. D., Lewis, M. A., Springman, A. C., Lehotzky, E., Whittam, T. S., Davies, H. D. Genotypic diversity and serotype distribution of group B streptococcus isolated from women before and after delivery. Clin. Infect. Dis. 46 (12), 1829-1837 (2008).
  7. Le Doare, K., Heath, P. T. An overview of global GBS epidemiology. Vaccine. 31 (Suppl 4), D7-D12 (2013).
  8. Jensen, N. E., Andersen, B. L. The prevalence of group B streptococci in human urogenital secretions. Scand. J. Infect. Dis. 11 (3), 199-202 (1979).
  9. Honig, E., Mouton, J. W., van der Meijden, W. I. Can group B streptococci cause symptomatic vaginitis?. Infect. Dis. Obstet. Gynecol. 7 (4), 206-209 (1999).
  10. Muller, A. E., Oostvogel, P. M., Steegers, E. A., Dorr, P. J. Morbidity related to maternal group B streptococcal infections. Acta Obstet. Gynecol. Scand. 85 (9), 1027-1037 (2006).
  11. Ulett, K. B., et al. Diversity of group B streptococcus serotypes causing urinary tract infection in adults. J. Clin. Microbiol. 47 (7), 2055-2060 (2009).
  12. Kessous, R., et al. Bacteruria with group-B streptococcus: is it a risk factor for adverse pregnancy outcomes?. J. Matern. Fetal. Neonatal. Med. 25 (10), 1983-1986 (2012).
  13. Jelìnková, J., Grabovskaya, K. B., Rýc, M., Bulgakova, T. N., Totolian, A. A. Adherence of vaginal and pharyngeal strains of group B streptococci to human vaginal and pharyngeal epithelial cells. Zentralbl. Bakteriol. Mikrobiol. Hyg. A. 262 (4), 492-499 (1986).
  14. Zarate, G., Nader-Macias, M. E. Influence of probiotic vaginal lactobacilli on in vitro adhesion of urogenital pathogens to vaginal epithelial cells. Lett. Appl. Microbiol. 43 (2), 174-180 (2006).
  15. Johri, A. K., et al. Transcriptional and proteomic profiles of group B Streptococcus type V reveal potential adherence proteins associated with high-level invasion. Infect. Immun. 75 (3), 1473-1483 (2007).
  16. Park, S. E., Jiang, S., Wessels, M. R. CsrRS and environmental pH regulate group B streptococcus adherence to human epithelial cells and extracellular matrix. Infect. Immun. 80 (11), 3975-3984 (2012).
  17. Sheen, T. R., Jimenez, A., Wang, N. Y., Banerjee, A., van Sorge, N. M., Doran, K. S. Serine-rich repeat proteins and pili promote Streptococcus agalactiae colonization of the vaginal tract. J. Bacteriol. 193 (24), 6834-6842 (2011).
  18. Wang, N. Y., et al. Group B streptococcal serine-rich repeat proteins promote interaction with fibrinogen and vaginal colonization. J. Infect. Dis. 210 (6), 982-991 (2014).
  19. Patras, K. A., et al. Group B Streptococcus CovR regulation modulates host immune signalling pathways to promote vaginal colonization. Cell. Microbiol. 15 (7), 1154-1167 (2013).
  20. Furtado, D. Experimental group B streptococcal infections in mice: hematogenous virulence and mucosal colonization. Infect. Immun. 13 (5), 1315-1320 (1976).
  21. Cox, F. Prevention of group B streptococcal colonization with topically applied lipoteichoic acid in a maternal-newborn mouse model. Pediatr. Res. 16 (10), 816-819 (1982).
  22. Ancona, R. J., Ferrieri, P. Experimental vaginal colonization and mother-infant transmission of group B streptococci in rats. Infect. Immun. 26 (2), 599-603 (1979).
  23. Cheng, Q., Nelson, D., Zhu, S., Fischetti, V. A. Removal of group B streptococci colonizing the vagina and oropharynx of mice with a bacteriophage lytic enzyme. Antimicrob. Agents Chemother. 49 (1), 111-117 (2005).
  24. Faralla, C., et al. Analysis of two-component systems in group B Streptococcus shows that RgfAC and the novel FspSR modulate virulence and bacterial fitness. mBio. 5 (3), e00870-e00814 (2014).
  25. Patras, K. A., Rösler, B., Thoman, M. L., Doran, K. S. Characterization of host immunity during persistent vaginal colonization by. Group B Streptococcus. Mucosal Immunol. 8 (6), 1339-1348 (2015).
  26. Cavaco, C. K., et al. A novel C5a-derived immunobiotic peptide reduces Streptococcus agalactiae colonization through targeted bacterial killing. Antimicrob. Agents Chemother. 57 (11), 5492-5499 (2013).
  27. Patras, K. A., Wescombe, P. A., Rösler, B., Hale, J. D., Tagg, J. R., Doran, K. S. Streptococcus salivarius K12 limits group B Streptococcus vaginal colonization. Infect. Immun. 83 (9), 3438-3444 (2015).
  28. Shimizu, S. Routes of administration. The Laboratory Mouse. Chapter. 32, 534-535 (2004).
  29. Caligioni, C. S. Assessing reproductive status/stages in mice. Curr. Protoc. Neurosci. 48, A.4I.1-A.4I.8 (2009).
  30. Furr, P. M., Hetherington, C. M., Taylor-Robinson, D. The susceptibility of germ-free, oestradiol-treated, mice to Mycoplasma hominis. J. Med. Microbiol. 30 (3), 233-236 (1989).
  31. Mosci, P., et al. Mouse strain-dependent differences in estrogen sensitivity during vaginal candidiasis. Mycopathologia. 175 (1-2), 1-11 (2013).
  32. Poisson, D. M., Chandemerle, M., Guinard, J., Evrard, M. L., Naydenova, D., Mesnard, L. Evaluation of CHROMagar StrepB: a new chromogenic agar medium for aerobic detection of Group B Streptococci in perinatal samples. J. Microbiol. Methods. 82 (3), 238-242 (2010).
  33. Carey, A. J., et al. Infection and cellular defense dynamics in a novel 17beta-estradiol murine model of chronic human group B streptococcus genital tract colonization reveal a role for hemolysin in persistence and neutrophil accumulation. J. Immunol. 192 (4), 1718-1731 (2014).
  34. Randis, T. M., et al. Group B Streptococcus beta-hemolysin/cytolysin breaches maternal-fetal barriers to cause preterm birth and intrauterine fetal demise in vivo. J. Infect. Dis. 210 (2), 265-273 (2014).
  35. Gendrin, C., et al. Mast cell degranulation by a hemolytic lipid toxin decreases GBS colonization and infection. Sci Adv. 1 (6), e1400225 (2015).
  36. Santillan, D. A., Rai, K. K., Santillan, M. K., Krishnamachari, Y., Salem, A. K., Hunter, S. K. Efficacy of polymeric encapsulated C5a peptidase-based group B streptococcus vaccines in a murine model. Am. J. Obstet. Gynecol. 205 (3), e1-e8 (2011).
  37. De Gregorio, P. R., Juárez Tomás, M. S., Nader-Macìas, M. E. Immunomodulation of Lactobacillus reuteri CRL1324 on Group B Streptococcus Vaginal Colonization in a Murine Experimental Model. Am. J. Reprod. Immunol. 75 (1), 23-35 (2016).
  38. Whidbey, C., et al. A streptococcal lipid toxin induces membrane permeabilization and pyroptosis leading to fetal injury. EMBO Mol. Med. 7 (4), 488-505 (2015).
  39. Santillan, D. A., Andracki, M. E., Hunter, S. K. Protective immunization in mice against group B streptococci using encapsulated C5a peptidase. Am. J. Obstet. Gynecol. 198 (1), e1-e6 (2008).
  40. Cheng, Q., Fischetti, V. A. Mutagenesis of a bacteriophage lytic enzyme PlyGBS significantly increases its antibacterial activity against group B streptococci. Appl. Microbiol. Biotechnol. 74 (6), 1284-1291 (2007).
  41. De Gregorio, P. R., Juárez Tomás, M. S., Leccese Terraf, M. C., Nader-Macìas, M. E. In vitro and in vivo effects of beneficial vaginal lactobacilli on pathogens responsible for urogenital tract infections. J. Med. Microbiol. 63 (Pt 5), 685-696 (2014).
  42. De Gregorio, P. R., Juárez Tomás, M. S., Leccese Terraf, M. C., Nader-Macìas, M. E. Preventive effect of Lactobacillus reuteri CRL1324 on Group B Streptococcus vaginal colonization in an experimental mouse model. J. Appl. Microbiol. 118 (4), 1034-1047 (2015).
  43. Carey, A. J., et al. Interleukin-17A Contributes to the Control of Streptococcus pyogenes Colonization and Inflammation of the Female Genital Tract. Sci. Rep. 31 (6), 26836 (2016).
  44. Hickey, D. K., Patel, M. V., Fahey, J. V., Wira, C. R. Innate and adaptive immunity at mucosal surfaces of the female reproductive tract: stratification and integration of immune protection against the transmission of sexually transmitted infections. J. Reprod. Immunol. 88 (2), 185-194 (2011).
  45. Boskey, E. R., Telsch, K. M., Whaley, K. J., Moench, T. R., Cone, R. A. Acid production by vaginal flora in vitro is consistent with the rate and extent of vaginal acidification. Infect. Immun. 67 (10), 5170-5175 (1999).
  46. Meysick, K. C., Garber, G. E. Interactions between Trichomonas vaginalis and vaginal flora in a mouse model. J. Parasitol. 78 (1), 157-160 (1992).

Play Video

Cite This Article
Patras, K. A., Doran, K. S. A Murine Model of Group B Streptococcus Vaginal Colonization. J. Vis. Exp. (117), e54708, doi:10.3791/54708 (2016).

View Video