Summary

Выращивают Первичный Носовые эпителиальные клетки от детей и перепрограммировать в индуцированные плюрипотентные стволовые клетки

Published: March 10, 2016
doi:

Summary

This publication demonstrates methods for successful sampling and culture of nasal epithelial mucosa from children, and reprogramming these cells to induced Pluripotent Stem Cells (iPSCs).

Abstract

Nasal epithelial cells (NECs) are the part of the airways that respond to air pollutants and are the first cells infected with respiratory viruses. They are also involved in many airway diseases through their innate immune response and interaction with immune and airway stromal cells. NECs are of particular interest for studies in children due to their accessibility during clinical visits. Human induced pluripotent stem cells (iPSCs) have been generated from multiple cell types and are a powerful tool for modeling human development and disease, as well as for their potential applications in regenerative medicine. This is the first protocol to lay out methods for successful generation of iPSCs from NECs derived from pediatric participants for research purposes. It describes how to obtain nasal epithelial cells from children, how to generate primary NEC cultures from these samples, and how to reprogram primary NECs into well-characterized iPSCs. Nasal mucosa samples are useful in epidemiological studies related to the effects of air pollution in children, and provide an important tool for studying airway disease. Primary nasal cells and iPSCs derived from them can be a tool for providing unlimited material for patient-specific research in diverse areas of airway epithelial biology, including asthma and COPD research.

Introduction

Индуцированные плюрипотентные стволовые клетки из человеческих образцов (hiPSCs) являются быстро развивающейся технологии исследований стволовых клеток. Они предлагают альтернативу эмбриональных стволовых клеток (чЭСК) исследования с гораздо меньшим количеством этических и моральных недостатков 1,2. Несмотря на то, что они не эпигенетически идентичны ЭСК 3-5, hiPSCs предлагают уникальный способ моделирования развития и болезней фенотип, и они могут быть получены из тканей , имеющих отношение к болезненному состоянию 5-8. Новые методы генерации hiPSCs постоянно изучается в целях определения оптимальных типов клеток для начала, как способ подготовки GMP качества ИПСК подходящие для трансплантации, а также для повышения оперативности и эффективности процесса перепрограммирования 6,9-11.

Эпителиальных клеток дыхательных путей имеют решающее значение в развитии аллергического воспаления 12, и эпителий является основной движущей силой аллергических реакций и ремоделирования дыхательных путей через взаимодействие с Immunе и стромальных клеток. Эпителий дыхательных путях играет существенную роль в возникновении и настойчивости легочных заболеваний, таких как астма. Тем не менее, нижних дыхательных путей эпителиальные клетки трудно получить в клинической практике, особенно у здоровых пациентов контрольной группы и детей. Данные нескольких исследований подтверждают предположение , что эпителиальные клетки слизистой оболочки носа являются действительным и практичным прокси – сервер для нижних дыхательных путей эпителиальных клеток 13-20, особенно при изучении ответов на загрязнителей воздуха и аллергенов. Слизистую оболочку носа состоит из более чем 90% ресничная эпителиальных клеток дыхательных путей и отбор проб эти носовые эпителиальные клетки (НИКС) могут быть легко выполнены в детей в возрасте четырех лет или пять, так как она является менее инвазивным, чем другие методы отбора проб клеток / тканей и связано с минимальным риском развития побочных эффектов , таких как инфекции 20-23. Он предлагает быстрый и простой способ попробовать как здоровых, так и больных детей, оставшихся без длительного, ненужного, и часто болезненного бронхоскопии процедуры, применяемыеРез, которые требуют седации. Предыдущие исследования показали , что болезнь подтипы , связанные с тяжестью астмы можно выделить как в слизистой оболочке носа, а также образцы бронхиальных клеток , взятых у детей , страдающих астмой, и экспрессия генов между этими двумя типами тканей была одинаковой в примерно 90% не повсеместным генов 22 , 24. В качестве источника для ИПСК, НПВ, имеют преимущества перед другими часто используемыми типами клеток. Фибробласты часто используются для генерации иПСК, но хотя эти клетки могут легко быть выращены из биопсии кожи, этот процесс обычно требует местной анестезии, надрез, и шовные материалы, и связано с некоторым риском инфицирования. Таким образом, получения информированного согласия пациентов для этого типа биопсии может быть трудно 25. Одной из альтернатив фибробластов является мононуклеарных клеток периферической крови (РВМС). Тем не менее, это может быть трудно получить достаточное количество крови для генерации иПСК от педиатрических больных. Кроме того, существуют ограничения нижнего течения ардля фибробластов складки и производных ИПСК клеток крови, в особенности их дифференциации способности к определенным типам клеток 5,26. Поэтому, учитывая относительную доступность и низкий риск побочных эффектов после их сбора, НИКС представляют собой идеальный источник клеток для генерации иПСК из педиатрической популяции.

иПСК получили много внимания в последнее время в качестве платформы для изучения развития человеческого потенциала, создавая новые модели заболеваний, и как потенциальный источник клеток для персонализированной терапии. Перед тем как полный потенциал этой технологии могут быть реализованы, молекулярные основ процесса перепрограммирования должны быть выяснены, но сейчас этот протокол и процедуры, изложенные в поясняют исследования исследований, направленных на дыхательных путях воздействия, а также обеспечить платформу для изучая эффекты персонализированной медицины с участием иПСК.

Совместная работа нескольких лабораторий привела к Generatioп успешной методики не только отбор проб слизистой оболочки носа, но и культивированием НИКС и перепрограммирования эти клетки ИПСК 23. В данной статье приводится краткое описание протокола для оптимального отбора образцов, культивирования и условий перепрограммирования.

Protocol

Следующий протокол следует рекомендациям институтов человеческого комитета по этике. 1. Отбор проб слизистой оболочки полости носа Примечание: Получение образцов из предметов, которые являются свободными от признаков респираторной вирусной инфекции. …

Representative Results

Начальная часть носа, называется преддверия носа, является область окружена хряще 29. Кисть должна идти гладко мимо этой области носа, за носового клапана (устьем Internum, или "черную дыру" видели в задней части НАРЭ), и образец получается из нижней носовой раков?…

Discussion

Носовые эпителиальные клетки (НПВ) являются доступными платформой для изучения заболеваний дыхательных путей, а также NEC-иПСК предлагают захватывающий авеню , чтобы исследовать развитие болезни, лечение и терапию 1,31,32. НИКС могут быть легко получены без стрессовых или потенциаль…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы хотели бы отметить плюрипотентных стволовых клеток Facility и конфокальной микроскопии керн при Детской больницы Цинциннати. Эта работа была поддержана R21AI119236 (HJ), R21AI101375 (HJ), NIH / NCATS 8UL1TR000077-04 (HJ), U19 AI070412 (HJ) и 2U19AI70235 (GKKH).

Materials

15mL conical Fisher Scientific 14-959-49D Protocol Step 1.1.
BEGM Lonza CC-3170 Protocol Step 1.1.
Penn/Strep/Fungicide Life Technologies 15240-062 Protocol Step 1.1.
Penn/Strep Life Technologies 15140-122 Protocol Step 4.a.
cytosoft cytology brush Fisher Scientific 22-263-357 Protocol Step 1.2.
trypan blue Fisher Scientific MT-25-900-CI Protocol Step 2.1.
hemacytometer Fisher Scientific 02-671-54 Protocol Step 2.1.
PBS Fisher Scientific BP2438-4 Protocol Step 2.2.
Cytology Funnel Clips Fisher Scientific 10-357 Protocol Step 2.2.
cytospin funnel Fisher Scientific 23-640-320 Protocol Step 2.2.
Cytospin 4 Fisher Scientific A78300003 Protocol Step 2.2.
blank slide Fisher Scientific S95933 Protocol Step 2.2.
hema 3 stain kit Fisher Scientific 22-122-911 Protocol Step 2.2.
Bovine Dermal Colagen, type 1 Life Technologies A1064401 Protocol Step 3.2.
T25 flask Fisher Scientific 08-772-45 Protocol Step 3.3.
Trypsin Lonza CC-5012 Protocol Step 5.2.
Trypsin Neutralizing Solution Lonza CC-5002 Protocol Step 5.2.
Fetal Bovine Serum (FBS), heat sterilized at 65°C for 30min Sigma-Aldrich F2442 Protocol Step 5.5.
Dimethyl sulfoxide Hybri-Max™, sterile-filtered, BioReagent, suitable for hybridoma, ≥99.7% -  Sigma-Aldrich D2650 Protocol Step 5.5.
polycistonic lentivirus* e.g. Millipore SCR511 Protocol Step 6.4. 
A commercial source of reprogramming vector is listed. We routinely use the 4-in-1 plasmid reported by Voelkel et al (PMID: 20385817) to generate VSV-G-pseudotyped polycistronic reprogramming lentivirus in-house. This plasmid can be obtained by contacting 
polybrene Santa Cruz Biotechnology sc-134220 Protocol Step 6.4.
Irradiated CF1 MEFs GlobalStem  GSC-6301G Protocol Step 6.4.
hESC media See recipe included in protocol Protocol Step 6.11.
SB431542 Stemgent 04-0010 Protocol Step 6.11.
PD0325901 Stemgent 04-0006 Protocol Step 6.11.
Thiazovivin  Stemgent 04-0017 Protocol Step 6.11.
hESC-qualified Matrigel BD Biosciences 354277 Protocol Step 6.13.
Corning plate, 6 well Fisher Scientific 08-772-1B Protocol Step 6.13.
mTeSR1 StemCell 5850 Protocol Step 6.13.
250mL disposable filter flask (0.22µm) Fisher SCGP-U02-RE 
dispase StemCell 7923 Protocol Step 7.3.
DMEM/F12 Life Technologies 11320-033 Protocol Step 7.3.
cell lifter Fisher Scientific 08-100-240 Protocol Step 7.4.
hESC Media** Protocol Step 6.11.
components should be mixed and then filter sterilized. Media can be kept at 4°C for up to two weeks. When warming media, do not leave at 37°C longer than 15 min
DMEM-F12 50/50 media Invitrogen  11330-032 Final Concentration
KO replacement serum (KO-SR) Invitrogen 10828-028 0.2
200mM L-glutamine Invitrogen 25030-081 1mM
55mM ß-mercaptoethanol Invitrogen 21985-023 0.1mM
100x non-essential amino acids Invitrogen 11140-050 1x
2ug/mL Basic-Fibroblast Growth Factor (b-FGF) Invitrogen 13256-029 4ng/mL

References

  1. Yamanaka, S. Induced pluripotent stem cells: past, present, and future. Cell stem cell. 10 (6), 678-684 (2012).
  2. Boulting, G. L., et al. A functionally characterized test set of human induced pluripotent stem cells. Nature biotechnology. 29 (3), 279-286 (2011).
  3. Thomson, J. A., et al. Embryonic stem cell lines derived from human blastocysts. Science. 282 (5391), 1145-1147 (1998).
  4. Guenther, M. G., et al. Chromatin structure and gene expression programs of human embryonic and induced pluripotent stem cells. Cell stem cell. 7 (2), 249-257 (2010).
  5. Polo, J. M., et al. Cell type of origin influences the molecular and functional properties of mouse induced pluripotent stem cells. Nat Biotechnol. 28 (8), 848-855 (2010).
  6. Ono, M., et al. Generation of induced pluripotent stem cells from human nasal epithelial cells using a Sendai virus vector. PloS one. 7 (8), e42855 (2012).
  7. Zhou, W., Freed, C. R. Adenoviral gene delivery can reprogram human fibroblasts to induced pluripotent stem cells. Stem Cells. 27 (11), 2667-2674 (2009).
  8. Brennand, K. J., et al. Modelling schizophrenia using human induced pluripotent stem cells. Nature. 473 (7346), 221-225 (2011).
  9. Mou, H., et al. Generation of multipotent lung and airway progenitors from mouse ESCs and patient-specific cystic fibrosis iPSCs. Cell stem cell. 10 (4), 385-397 (2012).
  10. Stadtfeld, M., Nagaya, M., Utikal, J., Weir, G., Hochedlinger, K. Induced pluripotent stem cells generated without viral integration. Science. 322 (5903), 945-949 (2008).
  11. Huangfu, D., et al. Induction of pluripotent stem cells by defined factors is greatly improved by small-molecule compounds. Nat Biotechnol. 26 (7), 795-797 (2008).
  12. Kuperman, D. A., et al. Direct effects of interleukin-13 on epithelial cells cause airway hyperreactivity and mucus overproduction in asthma. Nat Med. 8 (8), 885-889 (2002).
  13. Braunstahl, G. J., et al. Segmental bronchoprovocation in allergic rhinitis patients affects mast cell and basophil numbers in nasal and bronchial mucosa. American journal of respiratory and critical care medicine. 164 (5), 858-865 (2001).
  14. Compalati, E., et al. The link between allergic rhinitis and asthma: the united airways disease. Expert review of clinical immunology. 6 (3), 413-423 (2010).
  15. Crimi, E., et al. Inflammatory and mechanical factors of allergen-induced bronchoconstriction in mild asthma and rhinitis. Journal of applied physiology. 91 (3), 1029-1034 (2001).
  16. Djukanovic, R., et al. Bronchial mucosal manifestations of atopy: a comparison of markers of inflammation between atopic asthmatics, atopic nonasthmatics and healthy controls. The European respiratory journal : official journal of the European Society for Clinical Respiratory Physiology. 5 (5), 538-544 (1992).
  17. Gaga, M., et al. Eosinophils are a feature of upper and lower airway pathology in non-atopic asthma, irrespective of the presence of rhinitis. Clinical and experimental allergy : journal of the British Society for Allergy and Clinical Immunology. 30 (5), 663-669 (2000).
  18. Hurst, J. R., Wilkinson, T. M., Perera, W. R., Donaldson, G. C., Wedzicha, J. A. Relationships among bacteria, upper airway, lower airway, and systemic inflammation in COPD. Chest. 127 (4), 1219-1226 (2005).
  19. Gaga, M., V, A. M., Chanez, P. Upper and lower airways: similarities and differences. European respiratory monograph. 18, 1-15 (2001).
  20. Lopez-Guisa, J. M., et al. Airway epithelial cells from asthmatic children differentially express proremodeling factors. J Allergy Clin Immunol. 129 (4), 990-997 (2012).
  21. Doi, A., et al. Differential methylation of tissue- and cancer-specific CpG island shores distinguishes human induced pluripotent stem cells, embryonic stem cells and fibroblasts. Nature genetics. 41 (12), 1350-1353 (2009).
  22. Poole, A., et al. Dissecting childhood asthma with nasal transcriptomics distinguishes subphenotypes of disease. J Allergy Clin Immunol. , (2014).
  23. Ji, H., et al. Dynamic transcriptional and epigenomic reprogramming from pediatric nasal epithelial cells to induced pluripotent stem cells. J Allergy Clin Immunol. 135 (1), 236-244 (2015).
  24. Guajardo, J. R., et al. Altered gene expression profiles in nasal respiratory epithelium reflect stable versus acute childhood asthma. The Journal of allergy and clinical immunology. 115 (2), 243-251 (2005).
  25. Yamanaka, S. Patient-specific pluripotent stem cells become even more accessible. Cell Stem Cell. 7 (1), 1-2 (2010).
  26. Kim, K., et al. Donor cell type can influence the epigenome and differentiation potential of human induced pluripotent stem cells. Nature. 29 (12), 1117-1119 (2011).
  27. Warlich, E., et al. Lentiviral vector design and imaging approaches to visualize the early stages of cellular reprogramming. Mol Ther. 19 (4), 782-789 (2011).
  28. Wicell. . Wicell Feeder Based (MEF) Pluripotent Stem Cell Protocols. , (2003).
  29. Harkema, J. R., Carey, S. A., Wagner, J. G. The nose revisited: a brief review of the comparative structure, function, and toxicologic pathology of the nasal epithelium. Toxicol Pathol. 34 (3), 252-269 (2006).
  30. Allegrucci, C., Young, L. E. Differences between human embryonic stem cell lines. Hum Reprod Update. 13 (2), 103-120 (2007).
  31. Yoshida, Y., Yamanaka, S. Recent stem cell advances: induced pluripotent stem cells for disease modeling and stem cell-based regeneration. Circulation. 122 (1), 80-87 (2010).
  32. Pasca, S. P., et al. Using iPSC-derived neurons to uncover cellular phenotypes associated with Timothy syndrome. Nature medicine. 17 (12), 1657-1662 (2011).
  33. Lai, P. S., et al. Alternate methods of nasal epithelial cell sampling for airway genomic studies. J Allergy Clin Immunol. , (2015).
  34. Shi, Y., et al. A combined chemical and genetic approach for the generation of induced pluripotent stem cells. Cell Stem Cell. 2 (6), 525-528 (2008).
  35. Okita, K., et al. A more efficient method to generate integration-free human iPS cells. Nature. 8 (5), 409-412 (2011).
  36. Dye, B. R., et al. In vitro generation of human pluripotent stem cell derived lung organoids. Elife. 4, (2015).
  37. Huang, S. X., et al. Efficient generation of lung and airway epithelial cells from human pluripotent stem cells. Nat Biotechnol. 32 (1), 84-91 (2014).
  38. Wong, A. P., et al. Directed differentiation of human pluripotent stem cells into mature airway epithelia expressing functional CFTR protein. Nature biotechnology. 30 (9), 876-882 (2012).
  39. Marchetto, M. C., et al. Transcriptional signature and memory retention of human-induced pluripotent stem cells. PloS one. 4 (9), e7076 (2009).
  40. Nukaya, D., Minami, K., Hoshikawa, R., Yokoi, N., Seino, S. Preferential gene expression and epigenetic memory of induced pluripotent stem cells derived from mouse pancreas. Genes Cells. 20 (5), 367-381 (2015).
  41. Vaskova, E. A., Stekleneva, A. E., Medvedev, S. P., Zakian, S. M. ‘Epigenetic memory’ phenomenon in induced pluripotent stem cells. Acta Naturae. 5 (4), 15-21 (2013).
  42. Bar-Nur, O., Russ, H. A., Efrat, S., Benvenisty, N. Epigenetic memory and preferential lineage-specific differentiation in induced pluripotent stem cells derived from human pancreatic islet beta cells. Cell Stem Cell. 9 (1), 17-23 (2011).
  43. Jandial, R., Levy, M. L. Cellular alchemy: induced pluripotent stem cells retain epigenetic memory. World Neurosurg. 75 (1), 5-6 (2011).
  44. Kim, K., et al. Epigenetic memory in induced pluripotent stem cells. Nature. 467 (7313), 285-290 (2010).
  45. Ohi, Y., et al. Incomplete DNA methylation underlies a transcriptional memory of somatic cells in human iPS cells. Nat Cell Biol. 13 (5), 541-549 (2011).

Play Video

Cite This Article
Ulm, A., Mayhew, C. N., Debley, J., Khurana Hershey, G. K., Ji, H. Cultivate Primary Nasal Epithelial Cells from Children and Reprogram into Induced Pluripotent Stem Cells. J. Vis. Exp. (109), e53814, doi:10.3791/53814 (2016).

View Video