JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
医学

Transcutane beoordeling van de nierfunctie in Conscious Knaagdieren

Published: March 26, 2016
doi:
10.3791/53767
, ,
1Medical Research Center,Medical Faculty Mannheim, University of Heidelberg

Summary

Determination of glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional procedures to measure this parameter are cumbersome and require a large investment of time. Here we describe a faster and minimally invasive method to determinate GFR transcutaneously.

Abstract

Glomerular filtration rate (GFR) is the gold standard to assess overall kidney function. However, traditional methods to evaluate GFR are cumbersome and time-consuming. In addition, serial blood or urine samples are required, with the associated stress for the experimental animals. A recent technique significantly reduces the investment in time and resources, minimizing the invasiveness and the animal stress, but being equally valid as the traditional approaches. The method measures transcutaneously renal function. Using an optical device and the exogenous renal marker fluorescein isothiocyanate (FITC)-sinistrin, this technique is capable of measuring the elimination kinetics of the marker through the skin. With neither blood nor urine samples nor the associated laboratory assays needed, the results of the transcutaneous measurement are almost instantaneously available. The method has been already validated in different species and successfully applied in several models of renal pathology. Moreover, due to its minimally invasive characteristics, it is suitable for sequential measurements within the same animal. Here is provided a detailed protocol to carry out the transcutaneous assessment of renal function in rodents.

Introduction

Glomerulaire filtratiesnelheid (GFR) is de beste parameter om de algemene nierfunctie te beoordelen. De gouden standaard voor GFR te bepalen is gebaseerd op urine of plasma klaring van exogeen renale markers, zoals inuline 1. Echter, deze procedures zijn tijdrovend en gecompliceerd, waarbij het verzamelen van seriële bloed en / of urine monsters en posterior laboratoriumtesten zijn analyse. Bovendien zijn deze werkwijzen invasief en belastend voor de dieren, het beperken van het aantal keren en de frequentie waarmee de metingen worden herhaald. Een aantal alternatieve benaderingen zijn ontwikkeld om de klassieke procedures GFR bepalen vereenvoudigen, maar ze vertrouwen nog steeds op urine en plasma bemonstering 2-4 en / of eisen diepe narcose 5,6, waarvan bekend is dat nier hemodynamica en functie beïnvloeden 7, 8. Eindproducten van de stofwisseling, zoals creatinine, worden ook veel gebruikt om de nierfunctie te schatten. Het is echter bekend dat de Accuracy van deze endogene markers niet optimaal is en bovendien te analyseren, urine of bloedafname is onontbeerlijk.

Hier beschrijven we een transcutane methodologie om de nierfunctie te evalueren in dieren bij bewustzijn. Deze werkwijze is eenvoudiger en sneller dan de traditionele methoden en slechts minimaal invasief. Met deze techniek, met een geminiaturiseerde optische inrichting en het exogene renale merker fluoresceïne isothiocyanaat (FITC) -sinistrin, is het mogelijk om de nierfunctie bijna in real time te bepalen zonder het vereiste van plasma of urine-onderzoek zonder chirurgische catheterisatie voor toediening van de teststof. Door deze eigenschappen is de werkwijze geschikt voor sequentiële metingen in hetzelfde dier.

FITC-sinistrin is een nier marker vrij gefilterd door de glomerulus, zonder tubulaire reabsorptie of uitscheiding. Het optische gedeelte van het geminiaturiseerde inrichting bestaat uit twee licht-emitterende diodes (LEDs), die wekkende toegediende marker en een fotodiode om de fluorescentie uitgestraald door de huid op te sporen. De geregistreerde gegevens worden opgeslagen in het interne geheugen geïntegreerd in het apparaat en kunnen worden gebruikt voor de FITC-sinistrin eliminatiekinetiek kromme te genereren. Het vermogen wordt geleverd door een kleine oplaadbare lithium batterij. Voor meer gedetailleerde informatie over het apparaat en de afzonderlijke onderdelen verwijzen naar Schreiber et al. 9. De inrichting is eenvoudig te monteren op het dierlijk lichaam met een dubbelzijdig klevende pleister die een transparant venster voor de optische componenten. De resultaten zijn direct beschikbaar na de opname periode voorbij is.

Met de werkwijze en protocol die hier introduceren we een veelbelovende technologie die kan vervangen de huidige gouden standaard GFR bepalen niet alleen onderzoek maar ook in het klinische gebied.

Protocol

Noodzakelijke experimenten om het protocol te ontwikkelen werd uitgevoerd volgens de nationale regelgeving en goedgekeurd door de lokale ethische wetenschap commissie (Regierungspräsidium Karlsruhe). 1. Bereiding van FITC-sinistrin injectieoplossing Ontbinden FITC-sinistrin in fysiologische zoutoplossing om een ​​voorraad te bereiden. De aanbevolen dosis bij muizen 7,5 mg / 100 g lichaamsgewicht (BW), terwijl bij ratten 5 mg / 100 g BW FITC-sinistrin voorkeur. Voor muizen, een oplossing van FITC-sinistrin voorraadoplossing van 15 mg / ml, terwijl bij ratten te bereiden met een concentratie van 40 mg / ml. Opmerking: FITC-sinistrin voorraadoplossing kan worden voorbereid en opgeslagen bij -20 ° C beschermd tegen licht. 2. Dier Voorbereiding Acclimatiseren dieren gedurende ten minste een week vóór de invoering ervan in elk experiment. Verdoven het dier middels 5% isofluraan in 5 l / min O 2 </sub> Stroom gedurende 2 minuten. Controleren of het dier goed geanesthetiseerd door het observeren zijn ademhaling, die langzamer en dieper wordt en apathie verifiëren met een gebrek aan een teen respons. Zodra het dier slaapt, vermindering van de verdoving tot 2,5% isofluraan bij 2 L / min O 2 levering tarief en neem de BW. Verwijder het bont van de flank van de rug van het dier met behulp van een elektrisch scheerapparaat. Scheren een gebied iets groter dan het gebied dat wordt ingenomen door de dubbelzijdig klevende pleister, die afmetingen van 3 cm x 6 cm heeft. Vervolgens toegepast ontharen crème voor een korte periode (2-3 min) om de resterende vacht te verwijderen. Was grondig het gebied tot de crème volledig is verwijderd, omdat de crème zelf fluorescerende kan zijn. Opmerking: Voorkom wondjes van het dier zoals irritatie / oedeem produceren. Als de onthaarde gebied toont pigment op de huid, scheren een groter gebied tot een niet-gepigmenteerde plek voor deoptische deel van de inrichting wordt gevonden. Aanbevolen wordt 24 uur scheren vooraf anesthesie blootstelling te minimaliseren. 3. Inrichting Bereiding Plaats het optische inrichting om de nierfunctie te meten op één zijde van de dubbelzijdige kleefband patch, positioneren van het optische gedeelte boven het transparante venster (figuur 1) die het tegenovergestelde deel van de beschermfolie. Opmerking: Bij het ​​werken met kleine knaagdieren, verkleinen de pleister zoals in figuur 2. Bevestig een stuk dubbelzijdige kleefpleister uit aanpassingsgrootte de batterij zoals getoond in figuur 3. 4. Fixatie van het apparaat op de Animal Bereken de juiste injectievolume basis van het lichaamsgewicht van het dier. Verdoven het dier met isofluraan als eerder over secties 2.1-2.3 aangegeven. Knip een stuk buisvormig elastisch verbandgaas of ongeveer 1 cm langer dan de breedte van de dubbelzijdig klevende pleister te gebruiken. Trek de elastische gaasverband over het hoofd van het dier en de plaats op zijn rug, waardoor de geschoren gebied blootgelegd. Let op: Als alternatief, fix het apparaat alleen met plakband, maar zich bewust zijn van onnodige druk op het apparaat. Sluit de accu van het apparaat door de stekker van de accu aan op de overeenkomstige poort op het apparaat. Daarna verwijdert de beschermfolie van het stuk pleister en monteer de batterij op het bovenoppervlak van de inrichting (figuur 4A). Zorg ervoor dat de batterij goed is aangesloten door te controleren of het apparaat begint te knipperen. Opmerking: Bij ratten de batterij kan ook direct bevestigd aan de hechtpleister, naast het apparaat (figuur 4B). Verwijder de beschermkap van de pleister met de bedieningsinrichting en plaats het op het geschoren gebied op de rug van het dier vast te houdens randen totdat het correct wordt vastgesteld. Bedek het apparaat met de buisvormige elastische gaasverband hechten aan het klevende oppervlak van de pleister (figuur 5). Juiste manier strekt de buisvormige pleister op de buik van het dier, zodat de ledematen vrij kan bewegen. Voor een betere bevestiging en bescherming van de inrichting, breng dan een strook kleefband na de vorm van de inrichting en die de draden van de batterij. Maatregelenachtergrond gedurende 1 tot 3 minuten, zonder druk uit te oefenen op het apparaat 5. FITC-sinistrin Administration and Measurement Procedure Indien nodig, warmen de staart van het dier met behulp van warm water voor injectie of een temperatuur-gecontroleerde verwarming plaat langs de hele procedure. Injecteren door middel van de staart ader het juiste volume van FITC-sinistrin voorraad oplossing. Het injectievolume is afhankelijk van dierlijke BW en moet worden berekend voor elk afzonderlijk considering de gewenste dosis en concentratie van de voorraad oplossing, voornoemd in paragraaf 1.1. Zorg ervoor dat alle FITC-sinistrin oplossing intraveneus en niet die subcutaan wordt toegediend. Let op: U kunt FITC-sinistrin worden toegediend met behulp van een pre-geïmplanteerde intraveneuze katheter verlaten bij de nek van de hals bij knaagdieren of via retro-orbitale injectie in muizen. Voorzichtig terug het dier naar zijn kooi te vermijden sterke bewegingen en enige druk op het apparaat, zoals het bewegingsartefacten zou introduceren. Plaats de kooi in een rustige plek om te vermijden dat het dier wordt gestoord. Voer de meting gedurende ten minste 1 uur als het werken met muizen en 2 uur bij gebruik van ratten. Gedurende die periode zal de optische inrichting te meten via de huid van de fluorescentie uitgezonden door FITC-sinistrin. Opmerking: Tijdens de opname periode het dier alleen moet worden gehost. Bovendien watervoorziening, evenals uitstekendestructuren zoals de draad deksels, worden verwijderd beschadiging van de elektronische inrichting en bewegingsartefacten te voorkomen vanwege botsingen met voorwerpen. 6. Verwijderen van apparaat Zodra de opname voorbij is, verwijdert u het apparaat zonder verdoving; echter, indien nodig, het verdoven dier af onder 5% isofluraan in 5 l / min O 2 afgiftesnelheid gedurende 2 min. Voorzichtig trek het plakband eerst, dan de buisvormige bandage. Voorzichtig los de dubbelzijdig klevende pleister op de huid en geeft de dieren hun normale kooi. 7. lezen van gegevens Koppel de batterij uit het apparaat en verwijder de lijm patch. Opmerking: De gegevens worden op het apparaat opgeslagen totdat een nieuwe meting begint. Wanneer een batterij is aangesloten de opgeslagen gegevens overschreven met nieuwe opnames. Daarom is de batterij niet opnieuw voor het downloaden van de gegevens van deapparaat. Er is een 10 sec aflossingsvrije periode die bestemd zijn voor toevallige reconnecties van de batterij. Sluit het apparaat aan op een pc met behulp van een micro-USB-kabel en download de gegevens met behulp van de meegeleverde software. De output bestand is een CSV-bestand dat kan worden geopend en bewerkt met een spreadsheet-programma. Open het gegevensbestand met de specifieke software voor de optische inrichting en het genereren van de curve eliminatiekinetiek met de software protocollen. Analyseer de curve door het volgen van de instructies die bij de optische inrichting. Kort voor de evaluatie van de gegevens, stelt het achtergrondsignaal gemeten vóór FITC-sinistrin toediening en markeert het begin van de exponentiële uitscheiding fase van de marker, die meestal optreedt 15 min en 45 min na bolus injectie bij muizen en ratten respectievelijk . Opmerking: De software zal automatisch de FITC-sinistrin halfwaardetijd (t 1/2), samen met een R 2 waarde, bepaald door een 1-compar tonentment model. t 1/2 kan worden gebruikt om GFR berekenen met gebruikmaking van een conversiefactor 9,10.

Representative Results

De opzet van de transcutane meting eenvoudig en snel: het apparaat is geplaatst op de dubbelzijdige kleefband patch (figuur 1) en aangepast in grootte zonodig (figuur 2), de batterij wordt bereid (figuur 3) en verbonden (fig 4). Deze methode om de nierfunctie te bepalen is reeds verschillende soorten gevalideerd door vergelijking met de traditionele benadering plasmaklaring 9,11,12. Naar aanleiding van het protocol hier blootgesteld, Schreiber et al. toonde de geldigheid van de techniek verschillende muismodellen, met zeer vergelijkbare resultaten tussen de transcutane metingen en plasmaklaring van alle onderzochte groepen (tabel 1) 9. In dit werk de verkregen t 1/2 werd omgezet in GFR gebruik van een muis specifieke semi-empirische conversiefactor. De consistentie van de transcutane beoordeling van de nierfunctie is ook bewezen met behulp van verschillende stammen van muizen. Opeenvolgende metingen binnen 3 dagen in hetzelfde dier vertoonde een coëfficiënt van varianties van 3,0-6,2% 13. In deze studie was er geen conversie naar GFR maar de resultaten werden uitgedrukt en direct geïnterpreteerd in termen van t 1/2. De mogelijkheid om de resultaten bijna in real-tijd is een van de grote voordelen van deze werkwijze. Na de opname periode, de resultaten zijn direct beschikbaar voor analyse en de meegeleverde software geeft de uitscheiding curve van FITC-sinistrin ogenblikkelijk (figuur 6). Binnen dezelfde software de t 1/2 van FITC-sinistrin worden verkregen, die direct kan worden gebruikt als parameter van nierfunctie zetten in termen van GFR evalueren. Figuur 7 </strong> laat zien hoe het eruit ziet de FITC-sinistrin excretie curve transcutaan gemeten in een dier met een verminderde nierfunctie. Wanneer de nierfunctie beïnvloed, FITC-sinistrin t 1/2 stijgt vanwege de verminderde uitscheiding van de stof en het uiterlijk van de curve verandert. Meestal raakt de gemeten curve niet terug naar achtergrondniveau komen weer een verhoogde gebied onder de curve. In hetzelfde dier, kunnen metingen van de waarde vóór de verwonding een verhoging van de maximale fluorescentie-intensiteit ervaren door de ophoping van de marker veroorzaakt door de verminderde excretie. In aanwezigheid van nierfalen, kan de transcutaan gemeten curve van FITC-sinistrin een stabiele toestand te laten zien als gevolg van ernstig verminderde functie (Figuur 7B). Het gebruik van de geminiaturiseerde inrichting verscheidene stammen van knaagdieren met andere gezondheidsstatus is gebleken dat deze techniek geschikt is en gevoelig genoeg om veranderingen te detecteren due nierziekte en veroudering. Tabel 2 geeft een overzicht van muizenmodellen onderzocht op de hoogte van deze methode. Figuur 1. Plaatsing van de inrichting een dubbele klevende pleister. De inrichting is gemonteerd op de hechtpleister positionering zijn optisch transparant venster in het. Figuur 2 Aanpassing van de hechtpleister voor kleine knaagdieren. Voor gebruik bij kleine dieren wordt aanbevolen om de grootte van de pleister te verminderen. A: Gebruik het apparaat als een gids om de patch goed gesneden. B: Wanneer de gewenste grootte is verkregen, kan het apparaat op de kleverige oppervlak van de pleister geplaatst. Please klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3. Voorbereiding van de batterij. Om de batterij te hechten aan het apparaat, snijd een klein stukje dubbelzijdige kleefband patch (A en B) en plaats deze op het oppervlak van de batterij (C). Klik hier om te bekijken grotere versie van dit cijfer. Figuur 4. Aansluiting en plaatsing van de batterij tijdens de meting. (A) op kleine knaagdieren zoals muizen, als gevolg van de beperkte ruimte, moet de batterij bovenop het apparaat geplaatst. (B) In grotere dieren de batterij ceen naast het apparaat worden geplaatst. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5. Plaatsing van de buisvormige elastische gaasverband in een rat. De buisvormige bandage moet de dubbelzijdige kleefband patch zonder zich te bemoeien met het vrije verkeer van de ledematen voor het comfort van het dier in kwestie. Klik hier om een grotere versie te bekijken dit figuur. Figuur 6. Representatieve beeld van een eliminatiecurve van FITC-sinistrin. Het signaal dat door FITC-sinistrin gedetecteerd transcukertijd en opgeslagen in het interne geheugen van het apparaat. Als de hoeveelheid opgenomen gegevens naar een computer worden gedownload, genereert de software een bocht vergelijkbaar met die weergegeven in de afbeelding. Y-as toont de opgenomen fluorescentie-intensiteit [AU], uitgezonden door de geïnjecteerde FITC-sinistrin marker, terwijl de X-as van de duur van de meting in de tijd [min] vertegenwoordigt. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 7. representatief beeld van een eliminatie curve van FITC-sinistrin bij dieren met een verminderde nierfunctie. (A) FITC-sinistrin eliminatie curve bij dieren met een verminderde nierfunctie laat meestal een groter gebied onder de curve en het onvermogen om de basislijn binnen het bereik normale meetperiode . (B) In ernstig verminderde dieren de transcutaan gemeten curve kan een stabiele toestand die nierfalen aangeeft laten zien. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Tabel 1. Validatie van de transcutane meting door te vergelijken met de traditionele plasmaklaring. De transcutane meting van de nierfunctie is gevalideerd in verschillende muismodellen (gezond en eenzijdig genefrectomiseerde (UNX) C57BL / 6-129 SV muizen en muis-model van nephronophthisis ( PCY)) in vergelijking met plasma-klaring. Waarden zijn gemiddelden ± SD. GFR, glomerulaire filtratiesnelheid 9. /53767/53767table2.jpg "/> Tabel 2. Murine modellen onderzocht met behulp van de transcutane meting UNX, eenzijdig genefrectomiseerde.; ACE, angiotensine-converting enzyme; T gumodwt / gew, transgene uromodulin knockout, SD, Sprague Dawley rat; PKD, polycysteuze nierziekte.

Discussion

Het huidige document beschrijft de procedure om de nierfunctie bij bewuste knaagdieren te bepalen met behulp van een geminiaturiseerde apparaat en de exogene renale marker FITC-sinistrin. Zoals gezegd, deze werkwijze heeft een aantal voordelen ten opzichte van de traditionele procedures van urine en plasma klaring. Een daarvan is de onafhankelijkheid van bloed en urine sampling wat leidt tot grote besparingen in termen van verbruiksgoederen, tijd en uiteraard dier stress.

Zoals getoond in Tabel 2, de exogene renale marker FITC-sinistrin en het meten van de eliminatiekinetiek door de huid kan de invloed van een verminderde nierfunctie pathologieën te bestuderen 9,10,14-18. De seriële de bloedafname vereist plasmaklaring of biomarkers van nierziekte kwantificeren is belastend voor het dier, omslachtig en tijdrovend voor de onderzoekers. Daarom hebben opeenvolgende metingen binnen hetzelfde dier lim geweestperkt door het welzijn van de dieren en methodologische redenen. Het bleek in dieren reproduceerbaarheid van de transcutane metingen 13 maakt het een ideale methode voor het detecteren van veranderingen in nierfunctie door ziekteprogressie of veroudering. Om dezelfde reden kan ook zeer nuttig om de doeltreffendheid van therapeutische benaderingen bestuderen.

Twee kritische stappen voor een succesvolle toepassing van deze techniek is het fixeren van de optische inrichting op het dier en de juiste toediening van de markering. Het apparaat moet op passende wijze worden bevestigd aan bewegingsartefacten voorkomen. Daartoe voorkomen van de aanhechting en losmaking van de dubbelzijdig klevende pleister is belangrijk omdat het kan leiden tot het verlies van de hechting en uiteindelijk een ongepaste fixatie op het dier. Zoals vermeld in het protocol, immobilisatie en de bescherming van de optische apparaat door het te bedekken met plakband is een effectieve aanpak van een Adequat verzekerene fixatie. Bij het uitvoeren van FITC-sinistrin bolusinjectie is het cruciaal om alle stof intraveneus en niet subcutaan toedienen. De release van de marker in het onderhuidse weefsel kan gemakkelijk worden geïdentificeerd door een gele ring rondom de staart van het dier door een eigen kleur FITC-sinistrin's. Een subcutane injectie manifesteert zich meestal als een vlakkere curve en langdurige marker uitscheiding tijd. De mogelijke beperking van deze methode is gerelateerd aan de gebruikte marker dan bij de techniek per se. Wanneer een oedeem in de huid van een dier, zou de transcutane beoordeling van de nierfunctie niet aanbevolen, omdat er een extra compartiment dat de uitscheiding dynamiek van FITC-sinistrin kunnen veranderen. Evenzo kan gepigmenteerde huid het gebruik van de techniek beperkt door de overlapping excitatie- en emissiespectra van FITC-sinistrin en melanine. In dieren met huidpigmentatie in vlekken, het probleem wordt opgelost door de optischedeel van de inrichting in een ongepigmenteerde gebied.

Het is mogelijk om verschillende aspecten van de transcutane beoordeling van de nierfunctie om de procedure verschillende diersoorten en / of benaderingen passen wijzigen. Zo kan de aanbevolen FITC-sinistrin dosering of de duur van de meting worden aangepast afhankelijk van het doel van het experiment en voor verschillende soorten of diermodellen. Dit aanpassingsvermogen van de methode werd reeds bevestigd door de succesvolle toepassing in verschillende soorten knaagdieren en verschillende soorten stammen met uiteenlopende aandoeningen. Bovendien heeft de transcutane beoordeling van de nierfunctie onlangs gevalideerd bij honden en katten 12 met uitstekende resultaten. Door de onmiskenbare verschillen tussen deze dieren en knaagdieren, deze studie bepaald welke dosis FITC-sinistrin voor zowel honden en katten, en voerden een veel langere meettijd, 4 uur in plaats van 1 of 2 uur gebruikd bij knaagdieren.

Samengevat, het gebruik van deze techniek kan ons helpen nauwkeuriger inzichten in nefrologie, waaronder een beter begrip van nierziekte progressie en het effect van therapieën. De kenmerken van de transcutane beoordeling van de nierfunctie plaatst als een geschikte techniek in humane en veterinaire medische gebieden in de toekomst worden toegepast en moet worden beschouwd als een veelbelovende techniek voor de traditionele benaderingen vervangen.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ZHP was supported by the Marie-Curie project: NephroTools.

Materials

NIC-Kidney device Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH Software, batteries and chargers are provided together with the device/s. Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com
FITC-sinistrin Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com
Double-sided adhesive patch Mannheim Pharma & Diagnostics GmbH Orderings should be done through info@mapdiagnostics.com
Isis Rodent electric shaver Braun Aesculap  GT420
Isoflurane Abbott GmbH  PZN4831850
Leukosilk adhesive tape BSN medical 102200
Tubular elastic gauze bandage  MaiMed Medical GmbH 73012 There are different sizes available. Size 1 is recommended for mice.
Veet depilation cream Reckitt Benckiser PZN7768307 Sensitive skin formulation is recommended as is more gentle with the skin of the animals
Micro USB cable Samsung APCBU10BBE
Deltajonin Physiologic solution AlleMan Pharma GmbH 3366954 Alternatively, it can be used saline or PBS 
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Stevens, L. A., Levey, A. S. Measured GFR as a confirmatory test for estimated GFR. J Am Soc Nephrol. 20, 2305-2313 (2009).
  2. Katayama, R., et al. Calculation of glomerular filtration rate in conscious rats by the use of a bolus injection of iodixanol and a single blood sample. J Pharmacol Toxicol Methods. 61, 59-64 (2010).
  3. Reinhardt, C. P., et al. Functional immunoassay technology (FIT), a new approach for measuring physiological functions: application of FIT to measure glomerular filtration rate (GFR). Am J Physiol Renal Physiol. 295, F1583-F1588 (2008).
  4. Rieg, T. A high-throughput method for measurement of glomerular filtration rate in conscious mice. J Vis Exp. , e50330 (2013).
  5. Yu, W., Sandoval, R. M., Molitoris, B. A. Rapid determination of renal filtration function using an optical ratiometric imaging approach. Am J Physiol Renal Physiol. 292, F1873-F1880 (2007).
  6. Wang, E., Sandoval, R. M., Campos, S. B., Molitoris, B. A. Rapid diagnosis and quantification of acute kidney injury using fluorescent ratio-metric determination of glomerular filtration rate in the rat. Am J Physiol Renal Physiol. 299, F1048-F1055 (2010).
  7. Colson, P., et al. Does choice of the anesthetic influence renal function during infrarenal aortic surgery?. Anesth Analg. 74, 481-485 (1992).
  8. Fusellier, M., et al. Influence of three anesthetic protocols on glomerular filtration rate in dogs. Am J Vet Res. 68, 807-811 (2007).
  9. Schreiber, A., et al. Transcutaneous measurement of renal function in conscious mice. Am J Physiol Renal Physiol. 303, F783-F788 (2012).
  10. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous measurement of glomerular filtration rate using FITC-sinistrin in rats. Nephrol Dial Transplant. 24, 2997-3001 (2009).
  11. Schock-Kusch, D., et al. Transcutaneous assessment of renal function in conscious rats with a device for measuring FITC-sinistrin disappearance curves. Kidney Int. 79, 1254-1258 (2011).
  12. Steinbach, S., et al. A pilot study to assess the feasibility of transcutaneous glomerular filtration rate measurement using fluorescence-labelled sinistrin in dogs and cats. PLoS One. 9, e111734 (2014).
  13. Schock-Kusch, D., et al. Reliability of transcutaneous measurement of renal function in various strains of conscious mice. PLoS One. 8, e71519 (2013).
  14. Cowley, A. W., et al. Progression of glomerular filtration rate reduction determined in conscious Dahl salt-sensitive hypertensive rats. Hypertension. 62, 85-90 (2013).
  15. Giani, J. F., et al. Renal angiotensin-converting enzyme is essential for the hypertension induced by nitric oxide synthesis inhibition. J Am Soc Nephrol. 25, 2752-2763 (2014).
  16. Sadick, M., et al. Two non-invasive GFR-estimation methods in rat models of polycystic kidney disease: 3.0 Tesla dynamic contrast-enhanced MRI and optical imaging. Nephrol Dial Transplant. 26, 3101-3108 (2011).
  17. Trudu, M., et al. Common noncoding UMOD gene variants induce salt-sensitive hypertension and kidney damage by increasing uromodulin expression. Nat Med. 19, 1655-1660 (2013).
  18. Zollner, F. G., et al. Simultaneous measurement of kidney function by dynamic contrast enhanced MRI and FITC-sinistrin clearance in rats at 3 tesla: initial results. PLoS One. 8, e79992 (2013).

Tags

Transcutaneous AssessmentRenal FunctionConscious RodentsMinimally InvasiveSequential MeasurementsAnesthesiaFur RemovalOptical DeviceAdhesive PatchTubular Elastic Gauze BandageMovement Artifacts

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Herrera Pérez, Z., Weinfurter, S., Gretz, N. Transcutaneous Assessment of Renal Function in Conscious Rodents. J. Vis. Exp. (109), e53767, doi:10.3791/53767 (2016).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image