Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis 1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available 4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.
Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool 7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used 9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.
The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems 12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters 14. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts 15-17, model human IRI 18, study immunological pathways and allograft tolerance 19, provide surgical training 20-22, test new pharmacological therapies 23, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation 24-26.
The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.
Modellen av svin njurtransplantation ger en unik möjlighet att främja området för transplantation till människa på grund av likheterna i kirurgiska aspekter, fysiologi, biokemi och immunologi 14.
Beroende på syftet med den experimentella studien, en modell av njurauto har flera fördelar jämfört med allogen transplantationsmodell. Trots att flera grupper rapporterar bra renal transplantatfunktion efter allotransplantation 28 är immunsuppression hos grisar utmanande, särskilt i njurtransplantation. Preoperativ blodprov analyser för att säkerställa kompatibilitet för svin leukocytantigen (SLA) är möjliga, men dyrt och opraktiskt 14. Postoperativt, föreslås immunsuppressiva medel, såsom takrolimus och ciklosporin (calcineurinhämmare, CNI) administreras oralt eller iv 28. Oral administration är opraktiskt, eftersom grisar vägrar oftast att svälja medication. Dessutom kan tarm hinder undvika tillräcklig absorption av immunosuppressiva läkemedel och underhåll av terapeutiska läkemedelsnivåer. Den kontinuerliga infusion av CNI: s IV aktiva djur är tekniskt krävande. Iv bolusadministrering leder till höga toppvärden, som orsakar toxicitet. Således, för att utreda nya konserveringsmetoder, modell av njurauto har flera fördelar. I representativa resultat av allotransplantated njurtransplantat visats ovan, en fördröjd och ökad toppen av kreatinin och BUN indikerar avstötning, vilket visades genom histologisk bedömning.
Gris modell av auto har tidigare använts för att undersöka nya konserveringsmetoder 14,18,29. Men varierar de rapporterade postoperativa serumkreatinin och BUN-värden av autotransplanted svin i en hjärt-slog scenario avsevärt beroende på det experimentella systemet 22,30 </sup>. Hjärtat ledande donator protokoll vi presenterar här resulterar i en låg postoperativ serumkreatinin topp på 2,8 mg / dl (± 0,7) och BUN topp på 25,3 mg / dl (± 7,4). Dessa resultat är jämförbara med de låga värden topp presenteras av Hanto och kollegor 28 och Snoeijs och kollegor 31.
För att säkerställa ett framgångsrikt resultat efter njurtransplantation i en svinauto modell har vi identifierat flera viktiga tekniska faktorer som minimerar graden av vissa komplikationer. Användningen av histidin-tryptofan-ketoglutarat lösning (HTK) minskar risken för vasospasm på grund av dess lägre halt av kalium i jämförelse med University of Wisconsin (UW) lösning. För att ytterligare minska risken för vasospasm vid punkten för reperfusion, kan verapamil injiceras i njurartären, och papaverin kan administreras topiskt under hämtning och efter reperfusion. Dessutom har en kontinuerligt dropp av norepinefrin titreras för att upprätthålladet systoliska blodtrycket över 100 mmHg säkerställer en homogen reperfusion. Det är nyttigt att bibehålla detta blodtryck åtminstone tills grisen är placerad liggande. Dessutom är placeringen av det transplanterade transplantat viktigt att förhindra kinkning av de nyligen anastomoseras blodkärl. Därför är det bra att resekera den kontralaterala vänstra njuren innan sy anastomoser av transplantatet för att undvika omfattande mekanisk manipulation. Efter avslutad uretär anastomos, linda tunntarmen runt transplanterade transplantat säkrar sin position efter stängningen av bukväggen. Komplikationer såsom tarmobstruktion på grund av kinkning av tarmen är sällan observeras, men kan leda till allvarliga komplikationer, inklusive ileus, tarmperforation och dödsfall. Sammantaget korrekt kirurgisk teknik, uppmärksam anestesi och noggrann övervakning under uppföljningen säkerställa god kliniskt utfall och transplantatfunktion.
Arteriella och venösa anastomoser kan PERFOrmed med användning av olika tekniker. Orthotopic placering av transplantatet medger end-to-end-anastomos av njurartären och venen. I fallet med heterotopisk transplantation, kan transplantatet placeras i den kontralaterala njur fossa för end-to-end-anastomoser, på iliaca, eller den distala aortan direkt. Heterotopisk transplantation med anastomoser att aorta och cava direkt i end-to-side teknik är att föredra i denna modell eftersom det kan minska risken för trombos och vasospasm 32. Anatomiska variationer med mycket tidiga venösa bifurkationer kan leda till att behovet av att sy två separata venösa anastomoser. Om artär eller ven är relativt korta, kan transplantatet vridas 180 ° för att få längd av kärlen. Uretär sida till sida anastomos kan uppnå goda experimentella resultat utan att komplicera strikturer eller läcka urin.
I allmänhet gäller att ju grismodell för njurtransplantation erbjuder fördelar jämfört med andra djurmodeller. som described ovan finns det vissa likheter mellan den porcina och humana inställning, som möjliggör relativt snabb översättning av nya tekniker i klinisk praxis. Tekniken med transplantation är tekniskt sett lättare jämfört med gnagarmodeller. Dessutom, genom placering av venkatetrar, perifera blodprover kan samlas enkelt och behandlas för vidare undersökning. Insamlingen av urin möjliggör ytterligare utvärdering av njurskada och funktion. För att samla in urinprover, kan en perkutan kateter föras in i urinblåsan. Att förhindra manipulering av grisen, bör den distala änden tunnlas subkutant till ryggen av djuret. Ett annat alternativ för urinuppsamling är användningen av metaboliska burar, som tillåter långa insamlingsperioder för att uppskatta kreatininclearance och koncentration av ytterligare biomarkörer i urinen. Ultraljud, datortomografi och MRI-bilder är möjliga. Donation efter cirkulations död protokoll kan härmas genom att applicera varmischemi före hämtning. Dessutom grisar är relativt lätt att hantera om kastreras för att begränsa deras aggressiva beteende.
Nackdelar inkluderar de höga kostnaderna för djur inköp, bostäder, kirurgisk och annan medicinsk utrustning och arbetskraft. Dessa faktorer gör att det inte är möjligt att inkludera ett stort antal djur i varje studiegrupp. Dessutom jämfört med gnagarmodeller, ett begränsat antal referenser finns i litteraturen för gris normativa biologiska data. Som ett alternativ för bedömning av nya utvecklade tekniker, såsom nya konserveringsmetoder, har andra grupper beskrivit normotermisk ex vivo reperfusion som ett alternativ till njurtransplantation 33,34. Denna teknik är enklare att utföra och billigare. Men ger standardiserade njurtransplantat transplantation en modell mer lik den klinisk praxis och tillåter längre uppföljning perioder. Därför tjänar det till en mer realistisk transplantat bedömaling.
Sammanfattningsvis grismodell av heterotopisk renal auto ger en kliniskt viktig scenario att undersöka innovativa nya metoder för att förbättra njurtransplantat resultat. Framför allt har detta protokoll viktiga tekniska detaljer som underlättar framgångsrik etablering av en renal automodell och tillåter snabb översättning av nya rön till kliniska prövningar.
The authors have nothing to disclose.
We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.
Anesthesia Equipment | |||
Anesthesia Machine, Optimax | Moduflex Anesthesia Equipment | SN5180 | |
Infusion Pump 3,000 | SIMS Graseby LTD. | SN300050447 | |
Infusion Pump Line | Smith Medical ASD Inc. | 21-0442-25 | |
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr) | Cook Medical Company | G01865 | |
Isoflurane Vapor 19.1 | Draeger Medical Canada Inc. | N/A | |
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm | Covidien Canada | 86449 | |
Temperature Therapy Pad | Gaymar Industries Inc | TP26E | |
Ventilator, AV 800 | DRE Medical Equipment | 40800AVV | |
Warm Touch, Patient Warming System | Nellcor/ Covidien Canada | 5015300A | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Surgical Equipment | |||
Abdominal Retractor | Medite GmbH | 07-0001-00 | |
Aorta/vein punch 4.0 mm, round | Scanlan International Inc. | 1001-602 | |
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp | Aesculap Inc. | FB463R | |
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp | Aesculap Inc. | FB519R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight | Aesculap Inc. | FB422R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved | Aesculap Inc. | FB423R | |
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled | Aesculap Inc. | FB453R | |
Dissection Blade #11 | Feather Safety Razor Co. | 089165B | |
Connector (1/4") with male luer lock | Sorin Group Inc. | AB1452 | |
Liver Admin Set (flush line) | CardioMed Supplies Inc | 17175 | |
Maxon, 1 | Covidien Canada | 606173 | |
Med-Rx Suction Connecting Tube | Benlan Inc. | 70-8120 | |
Organ Bag | CardioMed Supplies Inc | 2990 | |
Potts – De Martel, Scissors | Aesculap Inc. | BC648R | |
Renal artery cannula, 1.6" | Sorin Group Inc. | VC-11000 | |
Sofsilk, 2-0 | Covidien Canada | S405 | |
Sofsilk, 3-0 | Covidien Canada | S404 | |
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp | Aesculap Inc. | FB605R | |
Suction Tip | Tyco Healthcare Group LP | 8888501023 | |
Surgipro II, 6-0 | Covidien Canada | VP733X | |
Valleylab, Cautery Pencil | Covidien Canada | E2515H | |
Valleylab, Force Tx | Valleylab Inc. | 216151480 | |
Valleylab, Patient Return Electrode | Covidien Canada | E7507 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Medication | |||
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml | Rafter 8 Products | 238481 | |
Buprenorphine 0.3 mg/ml | RB Pharmaceuticals LDT | N/A | |
Ceftiofur 3 mg/mL | Pfizer Canada Inc. | 11103 | |
Cefazolin 1 g | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2237138 | |
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml | Sandoz Canada Inc. | 2240434 | |
Heparin 10,000 iU/10 ml | Sandoz Canada Inc. | 10750 | |
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution | Methapharm | CU001LBG | |
Isoflurane 99.9%, 250 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2231929 | |
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml | Bimeda-MTC Animal Health Inc. | 612316 | |
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L | Baxter Corporation | JB1064 | |
Lactated Ringer’s 1 L | Baxter Corporation | JB2324 | |
Metronidazole 500 mg/100 ml | Baxter Corporation | 870420 | |
Midazolam 50 mg/10 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2242905 | |
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5% | Baxter Corporation | N/A | |
Pantoprazole 40 mg | Sandoz Canada Inc. | 2306727 | |
Papaverine 65 mg/2 mL | Sandoz Canada Inc. | 9881 | |
Propofol 1000 mg/100 ml | Pharmascience Inc. | 2244379 | |
Saline 0.9%, 1 L | Baxter Corporation | 60208 | |
Solu-Medrol 500 mg | Pfizer Canada Inc. | 2367963 | |
Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 2166739 | |
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml | AstraZeneca | 2003767 |