JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
自动翻译
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
医学

Heterotopisk Renal auto i en grismodell: En steg-för-steg protokoll

Published: February 21, 2016
doi:
10.3791/53765
, , , , , , , , , ,
1Multi Organ Transplant Program, Department of Surgery,Toronto General Hospital, 2Division of Nephrology,The Hospital for Sick Children, 3Programa de Doctorat en Medicina,La Universitat Autónoma de Barcelona, 4Laboratory Medicine and Pathobiology,Toronto General Hospital, 5Department of Medicine,Toronto General Hospital, 6Departments of Surgery (Urology) & Physiology, Developmental & Stem Cell Biology,The Hospital for Sick Children

Summary

Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.

Abstract

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.

Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.

Introduction

Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis 1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available 4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.

Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool 7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used 9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.

The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems 12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters 14. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts 15-17, model human IRI 18, study immunological pathways and allograft tolerance 19, provide surgical training 20-22, test new pharmacological therapies 23, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation 24-26.

The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.

Protocol

Alla djur fick human vård och alla studier vi genomfört i enlighet med policies och riktlinjer för den kanadensiska rådet om Animal Care. Alla förfaranden genomfördes under användning av djur protokoll som godkändes av University Health Network Institutional Animal Care kommittén. Notera: En schematisk översikt över studieprotokollet presenteras i figur 1. Figur 1. studieprotokollet. Klicka här för att se en större version av denna siffra. 1. Djur Använd male Yorkshire svin (30 kg) i detta protokoll. 2. njurtransplantat Retrieval preoperativ ordningen Hus manliga Yorkshire svin i en forskningsanläggning för åtminstone en vecka att acklimatisera dem. Använd intramuskulär injektion av en tredje generationens cefalosporin, såsom ceftiofur, under 3 dagar för att minska den potentiella risken för infektioner med Streptococcus suis och Salmonella. Fasta grisarna under minst 6 h före induktion av anestesi för att förhindra aspiration. Initiera anesthetization av grisen med en intramuskulär injektion av ketamin (20 mg / kg), atropin (0,04 mg / kg), och midazolam (0,3 mg / kg). Därefter transporterar djuret från höljet anläggningen till operationssalen (OR). Placera grisen i ryggläge på eller bord. Göra det möjligt för gris att andas 2 L av syre med 5% isofluran spontant. Exponera stämbanden med en laryngoskopet och spraya dem med 2% lidokain aktuell lösning för att förhindra intubation-inducerad laryngospasm. Efter intubering med en 6,5 mm rör, block manschetten med 3-5 ml luft. Notera: Capnometry bekräftar korrekt positioneringn av trakealtuben. Minska isofluran gas till 2,5%. Ställ ventilatorn till 14-16 andetag / min och tidalvolymen till 10-15 ml / kg kroppsvikt. Övervaka grisen noga. Hjärtfrekvens och syremättnad registreras av puls oximetri. Bekräfta korrekt anesthetization av minskad hjärtfrekvens (under 150 slag / min) och blodtryck (under systoliska värden av 100 mm Hg) samt avsaknad av svin rörelser (ingen användning av muskelavslappnande medel). Under sterila förhållanden, införa en 9,5 Fr. enda lumen permanent kateter i den inre halsvenen använder Seldinger-teknik 27. I korthet, använd en nål för att punktera venen. Efter införande av styrtråd, byt ut nålen med avskalningsbara införare, följt av ersättande av tråden med den vaskulära katetem. Fixera katetern till huden med användning av en 3-0 silke eller icke-absorberbar monofilament sutur. Administrera 500 mg metronidazol, 1 g cefazolin, och 20 mg pantoprazol. A.dminister 200 ml lakterad Ringers lösning med 5% dextros (D5W) och 1 ml fentanylcitrat per timme intravenöst under hela operationen. Applicera veterinär oftalmologiska salva på ögonen för att förhindra torrhet under narkos. kirurgisk procedur Efter steril desinfektion och täckning av det kirurgiska området, utför en mittlinjen snitt av 25 cm i längd. Sätt ett upprullningsdon. Täcka stora och små tarmar med en handduk och placera dem till vänster för optimal tillgång till höger njure. Frigör urinledaren och höger njure sig från angränsande vävnad med hjälp av diatermi. Dissekera högra njur venen och artären med användning av diatermi tills deras ursprung från den nedre hålvenen och aorta, respektive, är fria. För att undvika arteriell vasospasm, bör övervägas administrering av 30-65 mg papaverin. Efter fullständig renal dissektion, slips (silke, 3-0) och skär urinledaren distalt. preparea skål med is och en steril orgel väska. Först, klämma njurartären nära aorta och andra, klämma njurvenen nära vena cava med användning av kärlklämmor. Därefter resekera den njurtransplantat och omedelbart kanylera njurartären med en njurartärstenos kanyl. Använda 500 ml av iskall histidin-tryptofan-ketoglutarat (HTK) lösning för att spola ut blodet. Lagra njuren på is tills transplantation. In situ, stänger den återstående njurartären med en ligatur (silke, 2-0) och njur ven med en löpande sutur (prolene, 6-0). Efter kontroll dissekerade området för blödning, stänga bukväggen med en löpande sutur (monofilament, 1) och huden med en 3-0 silke eller icke-absorberbara monofilament sutur .. postoperativ ordningen Fäst venkateter subkutant med en sutur (silke, 3-0) och tunnel till grisens rygg för att förhindra oönskad manipulering. Efter att ha placerat grisen liggande, sRAMTIDA (silke, 3-0) katetern stadigt på huden. Avvänja gris från fläkten och låt den återhämta sig i sin bostadsområde efter extubering. Administrera Ringers laktat intravenöst för volymexpansion och administrera 0,3 mg buprenorfin för smärtlindring. Lämna inte ett djur utan tillsyn tills den har återfått tillräcklig medvetenhet för att upprätthålla sternala VILA. 3. Kidney Graft Transplantation preoperativ ordningen Söva grisen med användning av intravenös injektion av propofol (1 till 2 mg / kg kroppsvikt) följt av en kontinuerlig infusion av propofol vid en hastighet av 50 till 100 mg / h. Åter intuberas grisen som beskrivs i steg 2.1.3 och 2.1.4 och ställ isofluran gas till 3-4%. Administrera 1 g cefazolin och 20 mg pantoprazol iv Under operationen, använder samma bedövningsmedel protokoll som beskrivs i 2.1.4. Efter steril desinfektion, gör ett snitt på 4 cm intill luftstrupen. Dissekera tissue att exponera karotidartären. Passera över Holt pincett och en sidenslips (2-0) runt artären. Använda Seldinger tekniken för att införa en plastkateter för att kontinuerligt mäta det arteriella trycket under hela operationen. Alternativt kan icke-invasiva mätmetoder blodtryck utnyttjas. kirurgisk procedur Efter steril desinfektion, öppnar bukhålan genom att skära maskorna i hud och fascia suturer, återinföra den kirurgiska sårhaken för att exponera bukhålan och flytta tarmen på vänster sida för att möjliggöra bättre tillgång till den infrarenala fartyg. Transplantera bevarade njurtransplantat ände mot sida till den infrarenala hålvenen och aorta. Därför dissekera hålvenen och aorta över 5-8 cm ovanför höftbifurkationen hjälp av pickuper och diatermi. Om det är möjligt, inte stör lymfkärlen; om inte är möjligt, stänga dem med 5-0 Prolene suturer. Efter genomgången dissektion, ta for blödning och ta bort kvarvarande vävnad från fartygen. Säkerställa att fullständig fastspänning av vena cava och aorta med en Satinsky klämma är genomförbart. Därefter resect kontra (vänster) njure. För att göra detta, placera tarmen till höger; dissekera urinledaren, njuren själv, den renala venen och njurartären från vidhäftande vävnad. Knyt urinledaren och blodkärl och resekera njuren. Kontrollera om blödning. Ompositionera tarmen till vänster för att exponera den infrarenala aortan och hålvenen. Injicera heparin (100 IU / kg kroppsvikt) och vänta i minst två minuter. Venös anastomos: Använd en Satinsky klämma att helt klämma hålvenen och göra en skåra snitt som överensstämmer med storleken på öppningen av njur ven med hjälp av en 11 blad. Pott sax kan användas för att ytterligare förlänga slitsen. Efter inslagning njuren i en duk som innehåller steril is, ta bort den från isen och placera den i det kirurgiska området. Använd två dubbel beväpnade 6-0prolene suturer för att utföra en hjärn och stjärtfenan hörnet stygn. Ungefärlig njuren, binda det övre hörnet och utför en löpande sutur med hjälp av 6-0 prolene, som börjar med den bakre väggen. Efter att ha avslutat 2/3, använd den andra änden av det försöket att slutföra suturen vid den främre sidan. Efter att binda skall stygn, slips stygnen på stjärtfenan hörnet. Placera en bulldog klämma på njur ven och öppna Satinsky klämman. Kontrollera anastomosen för blödning. Arteriell anastomos: Använd Satinsky klämma igen för att helt klämma aorta. Använd en 11 blad för att göra en slits incision, matchande öppningen av njurartären. Använd en 4,0 mm rund stans för att säkra en ren öppning. Använd en 6-0 prolene sutur att utföra arteriella anastomos, med början vid den mottagande sidan. Säkerställa att det arteriella endotelet är inkluderad i varje sutur för att förhindra att en dissektion. Under tiden, starta en kontinuerligt dropp av 10 ml norepinephrine (16 mg / 250 ml) utspädd i 500 ml Ringer-laktat och titrera för att hålla det systoliska trycket över 100 mmHg. Injicera verapamil intraarteriellt innan slutförandet av arteriella anastomosen och administrera papaverin lokalt på utsidan av fartyget för att förhindra vasospasm. Placera en bulldog klämma på njurartären och öppna Satinksy klämman. Kontrollera anastomoser för blödning. Packa njuren från duken och ta bort isen. Öppna den venösa bulldog klämman först, följt av den arteriella bulldog klämman. Efter reperfusion, bör urinproduktion påbörjas omedelbart. Använd trasa för att säkra ett gynnsamt läge för den transplanterade transplantat och bibehålla en homogen reperfusion. Ureteral Anastomos: Använd Pott sax för att öppna urinledaren från transplantatet och mottagaren över en längsgående längd av 0,5 cm. Använd två 6,0 polyester, poly (p-dioxanon) suturer för sida till sida ureteral anastomos. Utföra ett hörn stich i varje sida, sedan köra den bakre väggen på ett kontinuerligt sätt först, följt av den främre väggen. Efter kontroll med avseende på blödning, ta bort duken och linda några av tunntarmen runt njuren för att hålla den i läge. Stäng bukväggen med två monofilament 1 suturer. Stäng huden med 3-0 silke eller icke-absorberbara monofilament sutur. Behåll det systoliska trycket över 100 mmHg kontinuerligt genom att försiktigt titrering av noradrenalin infusion tills grisen har placerats i liggande ställning. postoperativ ordningen Efter abdominal stängning som nämnts ovan, hålla grisen värma med hjälp av en värmedyna och värme cirkulerande filt. Ta bort den arteriella linjen, stänga punktionshålet i artären med en 6-0 prolene stich och stänga snittet platsen. Vrid grisen på mage, stoppa noradrenalin dropp och avvänja grisen från ventilatorn. allåg gris att återhämta sig i sin bostadsområde och övervaka den noga för att säkerställa ett smidigt återhämtning från förfarandet. Ta Blodgasprover varje timme via implanterade jugular kateter. Ge Ringers laktat till ersättare volym och administrera 0,3 mg buprenorfin för smärtlindring. Efter extubering övervaka grisen noggrant tills den har möjlighet att dricka spontant. Lämna inte ett djur utan tillsyn tills den har återfått tillräcklig medvetenhet för att upprätthålla sternala VILA. Skicka inte tillbaka ett djur som har opererats för sällskap med andra djur tills återhämtat sig helt. 4. postkirurgisk Uppföljning Administrera 0,3 mg buprenorfin iv var 8 h under minst 2 dagar efter kirurgi eller längre om så behövs. Rutinmässigt administrera en enda profylaktisk dos av antibiotika under operation. Vid tecken på infektion, administrera cefazolin 1 g iv två gånger per dag och metronidazol iv en gång per dag tillsklinisk förbättring sker. Administrera Ringers laktat tills grisen dricker tillräckligt med vatten. 1000 IU heparin kan användas för att låsa katetern för att förhindra koagulering. Ta venösa blodprov via jugular kateter och urinprover för att bedöma gris kliniska tillstånd och njurfunktion. För dödshjälp, inducera anestesi av grisen med propofol IV (5-10 ml) och bibehålla den med isofluran 5%. Intuberas grisen som beskrivs ovan. Efter relaparatomy och njurvävnad provsamling, inducera hjärtstillestånd genom intravenös injektion av 40 mval KCl.

Representative Results

I det följande, resultaten av njurautotransplantation experiment (n = 4) demonstreras. Efter den initiala transplantat hämtning, återhämtade sig svinen i deras bostadsområde. Samtidigt har de njurtransplantaten lagras på is under en genomsnittlig tid av 7 h 35 min (± 18 min). Efter reinduction av anestesi och upprepa laparotomi var de kontralaterala njurar opererande och kall lagrade transplantat transplanteras heterotopiskt som beskrivs. Efter avvänjning från ventilatorn, var grisarna återhämtat sig från operationen och följs upp i 10 dagar (se figur 1). Dagligen (1-4 post-operativ dag; pod) eller varannan dag (6-10 pod) blodprov samlades in för att utföra blod gasanalyser; att bedöma njurfunktion, serumkreatinin och blodureakväve (BUN) värden uppskattades. För jämförelse visas resultaten av en allotransplanted njurtransplantat presenteras. För immunsuppression, fick denna gris cyklosporin 100 mg po och cortisone 250 mg ivbid Den kirurgiska tekniken som användes var densamma som i den autotransplant protokoll; ingen varm ischemi tid tillämpades. Alla grisar var i gott kliniska tillstånd under uppföljningsperioden. De serumkreatinin och BUN-värden visade den största ökningen på dag ett efter operationen (Crea 2,8 ± 0,7 mg / dl, BUN 25,3 ± 7 mg / dl) och minskade tills pod 10 (Crea 1,7 ± 0,4 mg / dl, BUN 10,7 ± 4 mg / dl) nära de ursprungliga utgångsvärden. Den allotransplanted njurtransplantat visade högre kreatinin och BUN-värden efter god initial transplantatfunktion, jämfört med auto, troligen på grund av avslag (figur 2 och 3). Syra-bas hemostas (Figur 4) och elektrolytnivåer (Figur 5) var stabila utan ingripande. Histologisk undersökning visade bevarade tubulointerstitium i autotransplanted njure (Figure 6), och diffus interstitiell inflammation, tubulitis och glomerulit i allotransplanted njure (figur 7). Figur 2. Serum kreatinin värden. Serumkreatinin värden (medelvärde och standardavvikelse) för baslinjen och 10 efter operationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra. Figur 3. Serum BUN-värden. Serum BUN-värden (medelvärde och standardavvikelse) för baslinjen och 10 dagar efter operationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra. <p class="Jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figur 4. Syra-bas hemostas. Syra-bas hemostas (medelvärde och standardavvikelse) för baslinjen och 10 dagar efter operationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra. Figur 5. Elektrolytrubbningar nivåer. Elektrolytstörningar nivåer (medelvärde och standardavvikelse) för baslinjen och 10 dagar efter operationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra. Figur 6. histologi (H &# 38;.. E), 100X förstoring Normal tubulointerstitium i autotransplanted njuren 10 dagar efter operationen Klicka här för att se en större version av denna siffra. Figur 7. histologi (H & E), 100X förstoring. Omfattande interstitiell inflammation, tubulitis och glomerulit, i linje med avslag, i allotransplanted njuren 10 dagar efter operationen. Klicka här för att se en större version av denna siffra.

Discussion

Modellen av svin njurtransplantation ger en unik möjlighet att främja området för transplantation till människa på grund av likheterna i kirurgiska aspekter, fysiologi, biokemi och immunologi 14.

Beroende på syftet med den experimentella studien, en modell av njurauto har flera fördelar jämfört med allogen transplantationsmodell. Trots att flera grupper rapporterar bra renal transplantatfunktion efter allotransplantation 28 är immunsuppression hos grisar utmanande, särskilt i njurtransplantation. Preoperativ blodprov analyser för att säkerställa kompatibilitet för svin leukocytantigen (SLA) är möjliga, men dyrt och opraktiskt 14. Postoperativt, föreslås immunsuppressiva medel, såsom takrolimus och ciklosporin (calcineurinhämmare, CNI) administreras oralt eller iv 28. Oral administration är opraktiskt, eftersom grisar vägrar oftast att svälja medication. Dessutom kan tarm hinder undvika tillräcklig absorption av immunosuppressiva läkemedel och underhåll av terapeutiska läkemedelsnivåer. Den kontinuerliga infusion av CNI: s IV aktiva djur är tekniskt krävande. Iv bolusadministrering leder till höga toppvärden, som orsakar toxicitet. Således, för att utreda nya konserveringsmetoder, modell av njurauto har flera fördelar. I representativa resultat av allotransplantated njurtransplantat visats ovan, en fördröjd och ökad toppen av kreatinin och BUN indikerar avstötning, vilket visades genom histologisk bedömning.

Gris modell av auto har tidigare använts för att undersöka nya konserveringsmetoder 14,18,29. Men varierar de rapporterade postoperativa serumkreatinin och BUN-värden av autotransplanted svin i en hjärt-slog scenario avsevärt beroende på det experimentella systemet 22,30 </sup>. Hjärtat ledande donator protokoll vi presenterar här resulterar i en låg postoperativ serumkreatinin topp på 2,8 mg / dl (± 0,7) och BUN topp på 25,3 mg / dl (± 7,4). Dessa resultat är jämförbara med de låga värden topp presenteras av Hanto och kollegor 28 och Snoeijs och kollegor 31.

För att säkerställa ett framgångsrikt resultat efter njurtransplantation i en svinauto modell har vi identifierat flera viktiga tekniska faktorer som minimerar graden av vissa komplikationer. Användningen av histidin-tryptofan-ketoglutarat lösning (HTK) minskar risken för vasospasm på grund av dess lägre halt av kalium i jämförelse med University of Wisconsin (UW) lösning. För att ytterligare minska risken för vasospasm vid punkten för reperfusion, kan verapamil injiceras i njurartären, och papaverin kan administreras topiskt under hämtning och efter reperfusion. Dessutom har en kontinuerligt dropp av norepinefrin titreras för att upprätthålladet systoliska blodtrycket över 100 mmHg säkerställer en homogen reperfusion. Det är nyttigt att bibehålla detta blodtryck åtminstone tills grisen är placerad liggande. Dessutom är placeringen av det transplanterade transplantat viktigt att förhindra kinkning av de nyligen anastomoseras blodkärl. Därför är det bra att resekera den kontralaterala vänstra njuren innan sy anastomoser av transplantatet för att undvika omfattande mekanisk manipulation. Efter avslutad uretär anastomos, linda tunntarmen runt transplanterade transplantat säkrar sin position efter stängningen av bukväggen. Komplikationer såsom tarmobstruktion på grund av kinkning av tarmen är sällan observeras, men kan leda till allvarliga komplikationer, inklusive ileus, tarmperforation och dödsfall. Sammantaget korrekt kirurgisk teknik, uppmärksam anestesi och noggrann övervakning under uppföljningen säkerställa god kliniskt utfall och transplantatfunktion.

Arteriella och venösa anastomoser kan PERFOrmed med användning av olika tekniker. Orthotopic placering av transplantatet medger end-to-end-anastomos av njurartären och venen. I fallet med heterotopisk transplantation, kan transplantatet placeras i den kontralaterala njur fossa för end-to-end-anastomoser, på iliaca, eller den distala aortan direkt. Heterotopisk transplantation med anastomoser att aorta och cava direkt i end-to-side teknik är att föredra i denna modell eftersom det kan minska risken för trombos och vasospasm 32. Anatomiska variationer med mycket tidiga venösa bifurkationer kan leda till att behovet av att sy två separata venösa anastomoser. Om artär eller ven är relativt korta, kan transplantatet vridas 180 ° för att få längd av kärlen. Uretär sida till sida anastomos kan uppnå goda experimentella resultat utan att komplicera strikturer eller läcka urin.

I allmänhet gäller att ju grismodell för njurtransplantation erbjuder fördelar jämfört med andra djurmodeller. som described ovan finns det vissa likheter mellan den porcina och humana inställning, som möjliggör relativt snabb översättning av nya tekniker i klinisk praxis. Tekniken med transplantation är tekniskt sett lättare jämfört med gnagarmodeller. Dessutom, genom placering av venkatetrar, perifera blodprover kan samlas enkelt och behandlas för vidare undersökning. Insamlingen av urin möjliggör ytterligare utvärdering av njurskada och funktion. För att samla in urinprover, kan en perkutan kateter föras in i urinblåsan. Att förhindra manipulering av grisen, bör den distala änden tunnlas subkutant till ryggen av djuret. Ett annat alternativ för urinuppsamling är användningen av metaboliska burar, som tillåter långa insamlingsperioder för att uppskatta kreatininclearance och koncentration av ytterligare biomarkörer i urinen. Ultraljud, datortomografi och MRI-bilder är möjliga. Donation efter cirkulations död protokoll kan härmas genom att applicera varmischemi före hämtning. Dessutom grisar är relativt lätt att hantera om kastreras för att begränsa deras aggressiva beteende.

Nackdelar inkluderar de höga kostnaderna för djur inköp, bostäder, kirurgisk och annan medicinsk utrustning och arbetskraft. Dessa faktorer gör att det inte är möjligt att inkludera ett stort antal djur i varje studiegrupp. Dessutom jämfört med gnagarmodeller, ett begränsat antal referenser finns i litteraturen för gris normativa biologiska data. Som ett alternativ för bedömning av nya utvecklade tekniker, såsom nya konserveringsmetoder, har andra grupper beskrivit normotermisk ex vivo reperfusion som ett alternativ till njurtransplantation 33,34. Denna teknik är enklare att utföra och billigare. Men ger standardiserade njurtransplantat transplantation en modell mer lik den klinisk praxis och tillåter längre uppföljning perioder. Därför tjänar det till en mer realistisk transplantat bedömaling.

Sammanfattningsvis grismodell av heterotopisk renal auto ger en kliniskt viktig scenario att undersöka innovativa nya metoder för att förbättra njurtransplantat resultat. Framför allt har detta protokoll viktiga tekniska detaljer som underlättar framgångsrik etablering av en renal automodell och tillåter snabb översättning av nya rön till kliniska prövningar.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.

Materials

Anesthesia Equipment
Anesthesia Machine, Optimax Moduflex Anesthesia Equipment SN5180
Infusion Pump 3,000 SIMS Graseby LTD. SN300050447
Infusion Pump Line Smith Medical ASD Inc. 21-0442-25
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr) Cook Medical Company G01865
Isoflurane Vapor 19.1 Draeger Medical Canada Inc. N/A
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm Covidien Canada 86449
Temperature Therapy Pad Gaymar Industries Inc TP26E
Ventilator, AV 800 DRE Medical Equipment 40800AVV
Warm Touch, Patient Warming System Nellcor/ Covidien Canada 5015300A
Name Company Catalog Number Comments
Surgical Equipment
Abdominal Retractor Medite GmbH 07-0001-00
Aorta/vein punch 4.0 mm, round Scanlan International Inc. 1001-602
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp Aesculap Inc. FB463R
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp Aesculap Inc. FB519R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight Aesculap Inc. FB422R
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved Aesculap Inc. FB423R
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled Aesculap Inc. FB453R
Dissection Blade #11 Feather Safety Razor Co. 089165B
Connector (1/4") with male luer lock Sorin Group Inc. AB1452
Liver Admin Set (flush line) CardioMed Supplies Inc 17175
Maxon, 1 Covidien Canada 606173
Med-Rx Suction Connecting Tube Benlan Inc. 70-8120
Organ Bag CardioMed Supplies Inc 2990
Potts – De Martel, Scissors Aesculap Inc. BC648R
Renal artery cannula, 1.6" Sorin Group Inc. VC-11000
Sofsilk, 2-0 Covidien Canada S405
Sofsilk, 3-0 Covidien Canada S404
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp Aesculap Inc. FB605R
Suction Tip Tyco Healthcare Group LP 8888501023
Surgipro II, 6-0 Covidien Canada VP733X
Valleylab, Cautery Pencil Covidien Canada E2515H
Valleylab, Force Tx Valleylab Inc. 216151480
Valleylab, Patient Return Electrode Covidien Canada E7507
Name Company Catalog Number Comments
Medication
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml Rafter 8 Products 238481
Buprenorphine 0.3 mg/ml RB Pharmaceuticals LDT N/A
Ceftiofur 3 mg/mL Pfizer Canada Inc. 11103
Cefazolin 1 g Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2237138
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml Sandoz Canada Inc. 2240434
Heparin 10,000 iU/10 ml Sandoz Canada Inc. 10750
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution Methapharm CU001LBG
Isoflurane 99.9%, 250 ml Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2231929
Ketamine Hydrochloride  5000 mg/50 ml Bimeda-MTC Animal Health Inc. 612316
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L Baxter Corporation JB1064
Lactated Ringer’s 1 L Baxter Corporation JB2324
Metronidazole 500 mg/100 ml Baxter Corporation 870420
Midazolam 50 mg/10 ml Pharmaceutical Partners of Canada Inc. 2242905
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5% Baxter Corporation N/A
Pantoprazole 40 mg Sandoz Canada Inc. 2306727
Papaverine 65 mg/2 mL Sandoz Canada Inc. 9881
Propofol 1000 mg/100 ml Pharmascience Inc. 2244379
Saline 0.9%, 1 L Baxter Corporation 60208
Solu-Medrol 500 mg Pfizer Canada Inc. 2367963
Verapamil Sandoz Canada Inc. 2166739
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml AstraZeneca 2003767
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Wolfe, R. A., Ashby, V. B., et al. Comparison of mortality in all patients on dialysis, patients on dialysis awaiting transplantation, and recipients of a first cadaveric transplant. N Engl J Med. 341 (23), 1725-1730 (1999).
  2. Ingsathit, A., Kamanamool, N., Thakkinstian, A., Sumethkul, V. Survival advantage of kidney transplantation over dialysis in patients with hepatitis C: a systematic review and meta-analysis. Transplantation. 95 (7), 943-948 (2013).
  3. Tonelli, M., Wiebe, N., et al. Systematic review: kidney transplantation compared with dialysis in clinically relevant outcomes. Am J Transplant. 11 (10), 2093-2109 (2011).
  4. Matas, A. J., et al. OPTN/SRTR Annual Data Report 2012: Kidney. Am J Transplant. 14, (2014).
  5. . Annual Report 2013 – Eurotransplant International Foundation. Available from: https://www.eurotransplant.org/cms/mediaobject.php?file=AR20135.pdf (2013)
  6. Morrissey, P. E., Monaco, A. P. Donation after circulatory death: current practices, ongoing challenges, and potential improvements. Transplantation. 97 (3), 258-264 (2014).
  7. Maggiore, U., Oberbauer, R., et al. Strategies to increase the donor pool and access to kidney transplantation: an international perspective. Nephrol Dial Transplant. 30 (2), 217-222 (2014).
  8. Summers, D. M., Johnson, R. J., Hudson, A., Collett, D., Watson, C. J., Bradley, J. A. Effect of donor age and cold storage time on outcome in recipients of kidneys donated after circulatory death in the UK: a cohort study. Lancet. 381 (9868), 727-734 (2013).
  9. Wadei, H. M., Heckman, M. G., et al. Comparison of kidney function between donation after cardiac death and donation after brain death kidney transplantation. Transplantation. 96 (3), 274-281 (2013).
  10. Moers, C., Smits, J. M., et al. Machine perfusion or cold storage in deceased-donor kidney transplantation. N Engl J Med. 360 (1), 7-19 (2009).
  11. Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the intrarenal arteries and the kidney collecting system. Applied study for urological research and surgical training. J Urol. 172 (5 Pt 1), 2077-2081 (2004).
  12. Bagetti Filho, H. J. S., Pereira-Sampaio, M. A., Favorito, L. A., Sampaio, F. J. B. Pig kidney: anatomical relationships between the renal venous arrangement and the kidney collecting system. J Urol. 179 (4), 1627-1630 (2008).
  13. Giraud, S., Favreau, F., Chatauret, N., Thuillier, R., Maiga, S., Hauet, T. Contribution of large pig for renal ischemia-reperfusion and transplantation studies: the preclinical model. J Biomed Biotechnol. 2011 (21), 532127 (2011).
  14. Gallinat, A., Paul, A., et al. Role of oxygenation in hypothermic machine perfusion of kidneys from heart beating donors. Transplantation. 94 (8), 809-813 (2012).
  15. Thuillier, R., Allain, G., et al. Benefits of active oxygenation during hypothermic machine perfusion of kidneys in a preclinical model of deceased after cardiac death donors. J Surg Res. 184 (2), 1174-1181 (2013).
  16. Hosgood, S. A., Barlow, A. D., Yates, P. J., Snoeijs, M. G. J., van Heurn, E. L. W., Nicholson, M. L. A pilot study assessing the feasibility of a short period of normothermic preservation in an experimental model of non heart beating donor kidneys. J Surg Res. 171 (1), 283-290 (2011).
  17. Delpech, P. O., Thuillier, R., et al. Effects of warm ischaemia combined with cold preservation on the hypoxia-inducible factor 1α pathway in an experimental renal autotransplantation model. Br J Surg. 101 (13), 1739-1750 (2014).
  18. Kirk, A. D. Crossing the bridge: large animal models in translational transplantation research. Immunol Rev. 196, 176-196 (2003).
  19. Golriz, M., Hafezi, M., et al. Do we need animal hands-on courses for transplantation surgery. Clin Transplant. 27, 6-15 (2013).
  20. He, B., Musk, G. C., Mou, L., Waneck, G. L., Delriviere, L. Laparoscopic surgery for kidney orthotopic transplant in the pig model. JSLS. 17 (1), 126-131 (2013).
  21. Faure, A., Maurin, C., et al. An experimental porcine model of heterotopic renal autotransplantation. Transplant Proc. 45 (2), 672-676 (2013).
  22. Hosgood, S. A., Yates, P. J., Nicholson, M. L. 1400W reduces ischemia reperfusion injury in an ex-vivo porcine model of the donation after circulatory death kidney donor. World J Transplant. 4 (4), 299-305 (2014).
  23. Ghanekar, A., Mendicino, M., et al. Endothelial induction of fgl2 contributes to thrombosis during acute vascular xenograft rejection. J Immunol. 172 (9), 5693-5701 (2004).
  24. Ghanekar, A., Lajoie, G., et al. Improvement in rejection of human decay accelerating factor transgenic pig-to-primate renal xenografts with administration of rabbit antithymocyte serum. Transplantation. 74 (1), 28-35 (2002).
  25. Cowan, P. J., Cooper, D. K. C., d’Apice, A. J. F. Kidney xenotransplantation. Kidney Int. 85 (2), 265-275 (2014).
  26. Seldinger, S. I. Catheter replacement of the needle in percutaneous arteriography; a new technique. Acta radiol. 39 (5), 368-376 (1953).
  27. Hanto, D. W., Maki, T., et al. Intraoperative administration of inhaled carbon monoxide reduces delayed graft function in kidney allografts in Swine. Am J Transplant. 10 (11), 2421-2430 (2010).
  28. Maathuis, M. -. H. J., Manekeller, S., et al. Improved kidney graft function after preservation using a novel hypothermic machine perfusion device. Ann Surg. 246 (6), 982-991 (2007).
  29. Gallinat, A., Paul, A., et al. Hypothermic reconditioning of porcine kidney grafts by short-term preimplantation machine perfusion. Transplantation. 93 (8), 787-793 (2012).
  30. Snoeijs, M. G., Matthijsen, R. A., et al. Autologous transplantation of ischemically injured kidneys in pigs. J Surg Res. 171 (2), 844-850 (2011).
  31. Golriz, M., Fonouni, H., Nickkholgh, A., Hafezi, M., Garoussi, C., Mehrabi, A. Pig kidney transplantation: an up-to-date guideline. Eur Surg Res. 49 (3-4), 121-129 (2012).
  32. Hosgood, S. A., Bagul, A., Yang, B., Nicholson, M. L. The relative effects of warm and cold ischemic injury in an experimental model of nonheartbeating donor kidneys. Transplantation. 85 (1), 88-92 (2008).
  33. Hoyer, D. P., Gallinat, A., et al. Influence of oxygen concentration during hypothermic machine perfusion on porcine kidneys from donation after circulatory death. Transplantation. 98 (9), 944-950 (2014).

Tags

Heterotopic Renal AutotransplantationPorcine ModelSurgical ProcedureRenal GraftIntubationJugular VeinCatheterAntibioticsAnalgesicsMidline IncisionUreterRenal VeinRenal ArteryPapavarineVessel ClampsRenal Artery CannulaOrgan PreservationAutotransplantationKidney Transplant
check_url/cn/53765?article_type=t

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kaths, J. M., Echeverri, J., Goldaracena, N., Louis, K. S., Yip, P., John, R., Mucsi, I., Ghanekar, A., Bagli, D., Selzner, M., Robinson, L. A. Heterotopic Renal Autotransplantation in a Porcine Model: A Step-by-Step Protocol. J. Vis. Exp. (108), e53765, doi:10.3791/53765 (2016).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image