Porcine models of organ transplantation provide an important platform to study mechanisms of organ preservation. This article describes a heterotopic porcine renal autotransplantation model, which allows investigating new approaches to improve the outcome of transplantation using marginal kidney grafts.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients suffering from end-stage renal disease. It offers better life expectancy and higher quality of life when compared to dialysis. Although the last few decades have seen major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, the increasing shortage of available organs represents a severe problem worldwide. To expand the donor pool, marginal kidney grafts recovered from extended criteria donors (ECD) or donated after circulatory death (DCD) are now accepted for transplantation. To further improve the postoperative outcome of these marginal grafts, research must focus on new therapeutic approaches such as alternative preservation techniques, immunomodulation, gene transfer, and stem cell administration.
Experimental studies in animal models are the final step before newly developed techniques can be translated into clinical practice. Porcine kidney transplantation is an excellent model of human transplantation and allows investigation of novel approaches. The major advantage of the porcine model is its anatomical and physiological similarity to the human body, which facilitates the rapid translation of new findings to clinical trials. This article offers a surgical step-by-step protocol for an autotransplantation model and highlights key factors to ensure experimental success. Adequate pre- and postoperative housing, attentive anesthesia, and consistent surgical techniques result in favorable postoperative outcomes. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess post-transplant graft function. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow further detailed evaluation. For long-term follow-up studies and investigation of alternative graft preservation techniques, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the confounding bias posed by rejection and immunosuppressive medication.
Kidney transplantation is the treatment of choice for patients with end-stage renal disease, due to associated lower rates of morbidity and mortality when compared to dialysis 1-3. Despite major improvements in patient outcomes following kidney transplantation, graft shortage still poses a severe challenge worldwide. The number of patients waiting for a kidney transplant by far exceeds the number of organs available 4-6. To increase the number of kidneys available for transplantation and to reduce patient waiting times, further sources of kidney grafts are needed.
Commonly, standard criteria donor (SCD) and extended criteria donor (ECD) kidney grafts from donation after brain death (DBD) as well as kidneys recovered from live donors (LDKT) are utilized. Since the 1990s, an increasing number of kidney grafts have been recovered in a donation after circulatory death (DCD) scenario, to further expand the donor pool 7,8. However, DCD and ECD kidney grafts demonstrate acceptable but decreased outcomes after transplantation, depending on different factors, such as donor age, warm and cold ischemia times, and the preservation technique used 9-11. Thus, additional research is required to improve the outcome of patients receiving marginal kidney grafts and to further increase the donor pool.
The porcine model of renal transplantation is well established and provides a clinical important scenario to investigate innovative approaches for the improvement of marginal kidney graft outcomes. In contrast to rodent and canine kidneys, which are unilobular, porcine and human kidneys are multilobular and are anatomically similar, particularly in regard to the arterial, venous, and urinary collecting systems 12,13. In addition, porcine and human kidneys demonstrate similarities in the pathophysiology of ischemia reperfusion injury (IRI), biochemistry, and immunological parameters 14. Thus, porcine renal transplantation is well-suited to investigate new organ preservation methods for marginal kidney grafts 15-17, model human IRI 18, study immunological pathways and allograft tolerance 19, provide surgical training 20-22, test new pharmacological therapies 23, implement new medical devices, and study new immunological mechanisms in xenotransplantation 24-26.
The renal porcine and human transplantation settings are not completely analogous. This article focuses on important technical details that will facilitate successful establishment of a renal autotransplantation model. Species-adapted pre- and postoperative housing, administration of anesthesia with close monitoring, and matched surgical techniques are described in the protocol and demonstrated in the video. Resection of the contralateral native kidney provides the opportunity to assess the function of the transplanted kidney. The placement of venous and urinary catheters and the use of metabolic cages allow more in-depth assessment. For studies aimed at investigating alternative graft preservation methods and mechanisms of IRI, autotransplantation models are superior to allotransplantation models, as they avoid the complications and confounding bias associated with rejection and use of immunosuppressive medications.
Modellen av svin nyretransplantasjon gir en unik mulighet til å fremme innen human transplantasjon på grunn av likheter i kirurgiske aspekter, fysiologi, biokjemi og immunologi 14.
Avhengig av formålet med den eksperimentelle undersøkelsen, modell av nyreautotransplantasjon har flere fordeler sammenlignet med den allotransplantasjon modell. Selv om flere grupper rapporterer god organfunksjon etter allotransplantasjon 28, er immunsuppresjon hos gris utfordrende, spesielt i nyretransplantasjon. Preoperativ blodprøve analyser for å sikre kompatibilitet for svine leukocytt antigen (SLA) er gjennomførbart, men dyrt og upraktisk 14. Postoperativt, er foreslått immunsuppressive midler som takrolimus og ciklosporin (kalsineurinhemmere, CNI) oralt eller iv 28. Oral administrasjon er upraktisk, som griser vanligvis nekter å svelge oral medicasjon. Videre kan tarmobstruksjoner overflødig tilstrekkelig absorpsjon av immundempende medisiner og vedlikehold av terapeutiske legemiddelnivåer. Den kontinuerlige infusjon av CNI er iv i aktive dyr er teknisk krevende. Iv bolus administrasjon fører til høye toppverdier, som forårsaker giftighet. Dermed for etterforskningen av nye konserveringsteknikker, modellen av nyreautotransplantasjon har flere fordeler. I de representative resultatene av allotransplantated nyre pode vist ovenfor, en forsinket og økt toppen av kreatinin og urinstoff indikere avvisning, som ble demonstrert av histologisk vurdering.
Den svin modell av autotransplantasjon har tidligere blitt brukt til å undersøke nye bevaring teknikker 14,18,29. Men varierer de rapporterte postoperative serumkreatinin og BUN verdier av autotransplanted griser i et hjerte slo scenario betydelig avhengig av eksperimentelle systemet 22,30 </sup>. Hjertet ledende donor-protokollen vi presenterer her resulterer i en lav postoperativ serumkreatinin topp på 2,8 mg / dl (± 0,7) og BUN topp på 25,3 mg / dl (± 7,4). Disse resultatene er sammenlignbare med de lave toppverdiene som presenteres av Hanto og kolleger 28 og Snoeijs og kolleger 31.
For å sikre et vellykket resultat etter nyretransplantasjon i et svin autotransplantasjon modell, har vi identifisert flere viktige tekniske faktorer som minimerer frekvensen av visse komplikasjoner. Bruken av histidin-tryptofan-ketoglutarat oppløsning (HTK) reduserer risikoen for vasospasme på grunn av sin lavere innhold av kalium i forhold til University of Wisconsin (UW) løsning. For ytterligere å redusere risikoen for vasospasme på tidspunktet for reperfusjon kan verapamil injiseres i nyrearterien, og papaverin kan administreres topisk under opphenting og etter reperfusjon. I tillegg er en kontinuerlig drypp av noradrenalin titrert for å opprettholdedet systoliske blodtrykk over 100 mm Hg sikrer en homogen reperfusjon. Det er nyttig for å opprettholde denne blodtrykk i det minste inntil pluggen er plassert liggende. Videre er plasseringen av transplantert pode viktig for å hindre knekking av de nylig anastomoseres blodkar. Derfor er det nyttig å resect kontralaterale venstre nyre før sy anastomoser av pode å unngå omfattende mekanisk manipulasjon. Etter endt urinleder anastomosen, innpakning tynntarm rundt det transplanterte pode sikrer sin posisjon etter nedleggelsen av bukveggen. Komplikasjoner som tarm hindringer på grunn av knekking av tarmen er sjelden observert, men dette kan føre til alvorlige komplikasjoner, inkludert ileus, tarm perforering og død. Totalt sett nøyaktig kirurgisk teknikk, oppmerksomme anestesi og tett oppfølging under oppfølging sikre god klinisk utfall og organfunksjon.
Arterielle og venøse anastomoser kan PERFORMED ved hjelp av ulike teknikker. Ortotopisk plassering av graft tillater ende-til-ende anastomoser av nyrearterien og venen. I tilfelle av heterotop transplantasjon, kan implantatet plasseres i den kontralaterale nyre fossa for ende-til-ende anastomoser, på bekken fartøy, eller den distale aorta direkte. Heterotop transplantasjon med anastomoser til aorta og cava direkte ende-til-side-teknikk er å foretrekke i denne modellen som det kan redusere risikoen for trombose og vasospasme 32. Anatomiske varianter med svært tidlige venøse bifurcations kan føre til behov for å sy to separate venøse anastomoser. Dersom arterie eller vene er relativt korte, kan pode dreies 180 ° for å få lengden av fartøyene. Urinleder side-til-side anastomose kan oppnå gode eksperimentelle resultater uten kompliserende strukturer eller urinlekkasje.
Generelt er det porcine modell av nyretransplantasjon gir fordeler i forhold til andre dyremodeller. som described ovenfor, visse likheter eksisterer mellom svin og den menneskelige omgivelser, noe som gir relativt rask oversettelse av nye teknikker i klinisk praksis. Teknikken med transplantasjon er teknisk enklere i forhold til gnagermodeller. I tillegg, ved plassering av katetre, perifere blodprøver kan oppsamles lett og behandlet for videre undersøkelser. Samlingen av urin gir nærmere vurdering av nyreskade og funksjon. For å samle urinprøver, kan en perkutan kateter settes inn i urinblæren. For å unngå manipulering av grisen, bør den distale ende være i tunneler subkutant på baksiden av dyret. Et annet alternativ for urinoppsamling er bruken av metabolske bur, som tillater lengre innsamlingsperioder for å beregne kreatinin clearance og konsentrasjonen av tilleggs biomarkører i urinen. Sonography, CT og MR-bilder er mulig. Donasjon etter sirkulasjons død protokoller kan etterlignet ved å bruke varmiskemi før opphenting. Videre griser er relativt enkel å håndtere hvis kastrert for å begrense deres aggressiv oppførsel.
Ulempene inkluderer de høye kostnadene av animalsk kjøp, bolig, kirurgisk og medisinsk utstyr, og arbeidskraft. Disse forholdene gjør at det ikke er mulig å inkludere et stort antall dyr i hver studie gruppe. Videre, sammenlignet med gnagermodeller, et begrenset antall referanser er tilgjengelige i litteraturen for gris norm biologiske data. Som et alternativ for vurdering av nye utviklede teknikker, for eksempel nye konserveringsmetoder, har andre grupper beskrevet normotermisk ex vivo reperfusjon som et alternativ til nyretransplantasjon 33,34. Denne teknikken er enklere å utføre og mindre kostbart. Men standardisert nyre pode transplantasjon gir en modell mer lik den kliniske praksis og tillater lengre oppfølging perioder. Derfor fungerer det for en mer realistisk pode vurderement.
I konklusjonen, svin modell av heterotop nedsatt autotransplantasjon gir en klinisk viktig scenario for å undersøke innovative nye tilnærminger til forbedring av nyre pode utfall. Spesielt denne protokollen har viktige tekniske detaljer som vil legge til rette for vellykket etablering av en nyre autotransplantasjon modell og tillater rask oversettelse av nye funn til kliniske studier.
The authors have nothing to disclose.
We thank the Sorin Group (Milano, Italy), XVIVO Perfusion Inc. (Goteborg, Sweden), and Braun AG (Melsungen, Germany) for their support. We highly appreciate the support of the John David and Signy Eaton Foundation.
Anesthesia Equipment | |||
Anesthesia Machine, Optimax | Moduflex Anesthesia Equipment | SN5180 | |
Infusion Pump 3,000 | SIMS Graseby LTD. | SN300050447 | |
Infusion Pump Line | Smith Medical ASD Inc. | 21-0442-25 | |
Intravenous permanent catheter (9.5 Fr) | Cook Medical Company | G01865 | |
Isoflurane Vapor 19.1 | Draeger Medical Canada Inc. | N/A | |
Mallinckrodt, Tracheal Tube, 6.5 mm | Covidien Canada | 86449 | |
Temperature Therapy Pad | Gaymar Industries Inc | TP26E | |
Ventilator, AV 800 | DRE Medical Equipment | 40800AVV | |
Warm Touch, Patient Warming System | Nellcor/ Covidien Canada | 5015300A | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Surgical Equipment | |||
Abdominal Retractor | Medite GmbH | 07-0001-00 | |
Aorta/vein punch 4.0 mm, round | Scanlan International Inc. | 1001-602 | |
De Bakey, Atraumatic Peripheral, Clamp | Aesculap Inc. | FB463R | |
De Bakey-Beck, Atraumatic Vena Cava, Clamp | Aesculap Inc. | FB519R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Straight | Aesculap Inc. | FB422R | |
De Bakey, Atraumatic Mini-Bulldog, Curved | Aesculap Inc. | FB423R | |
De Bakey, Atraumatic Coarctation Clamp, Angled | Aesculap Inc. | FB453R | |
Dissection Blade #11 | Feather Safety Razor Co. | 089165B | |
Connector (1/4") with male luer lock | Sorin Group Inc. | AB1452 | |
Liver Admin Set (flush line) | CardioMed Supplies Inc | 17175 | |
Maxon, 1 | Covidien Canada | 606173 | |
Med-Rx Suction Connecting Tube | Benlan Inc. | 70-8120 | |
Organ Bag | CardioMed Supplies Inc | 2990 | |
Potts – De Martel, Scissors | Aesculap Inc. | BC648R | |
Renal artery cannula, 1.6" | Sorin Group Inc. | VC-11000 | |
Sofsilk, 2-0 | Covidien Canada | S405 | |
Sofsilk, 3-0 | Covidien Canada | S404 | |
Satinsky, Suprahepatic Cava Clamp | Aesculap Inc. | FB605R | |
Suction Tip | Tyco Healthcare Group LP | 8888501023 | |
Surgipro II, 6-0 | Covidien Canada | VP733X | |
Valleylab, Cautery Pencil | Covidien Canada | E2515H | |
Valleylab, Force Tx | Valleylab Inc. | 216151480 | |
Valleylab, Patient Return Electrode | Covidien Canada | E7507 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Medication | |||
Atropine Sulfate 15 mg/30 ml | Rafter 8 Products | 238481 | |
Buprenorphine 0.3 mg/ml | RB Pharmaceuticals LDT | N/A | |
Ceftiofur 3 mg/mL | Pfizer Canada Inc. | 11103 | |
Cefazolin 1 g | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2237138 | |
Fentanyl Citrate 0.25 mg/5 ml | Sandoz Canada Inc. | 2240434 | |
Heparin 10,000 iU/10 ml | Sandoz Canada Inc. | 10750 | |
Histidine-tryptophan-ketoglutarate (HTK) solution | Methapharm | CU001LBG | |
Isoflurane 99.9%, 250 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2231929 | |
Ketamine Hydrochloride 5000 mg/50 ml | Bimeda-MTC Animal Health Inc. | 612316 | |
Lactated Ringer’s + 5% Dextrose 1 L | Baxter Corporation | JB1064 | |
Lactated Ringer’s 1 L | Baxter Corporation | JB2324 | |
Metronidazole 500 mg/100 ml | Baxter Corporation | 870420 | |
Midazolam 50 mg/10 ml | Pharmaceutical Partners of Canada Inc. | 2242905 | |
Norepinephrine 16 mg/250 mL Dextrose 5% | Baxter Corporation | N/A | |
Pantoprazole 40 mg | Sandoz Canada Inc. | 2306727 | |
Papaverine 65 mg/2 mL | Sandoz Canada Inc. | 9881 | |
Propofol 1000 mg/100 ml | Pharmascience Inc. | 2244379 | |
Saline 0.9%, 1 L | Baxter Corporation | 60208 | |
Solu-Medrol 500 mg | Pfizer Canada Inc. | 2367963 | |
Verapamil | Sandoz Canada Inc. | 2166739 | |
Xylocaine Endotracheal 10 mg/50 ml | AstraZeneca | 2003767 |