Ein allgemeines Verfahren zur Bewertung der Tiefe Hirnstimulation Auswirkungen auf intravenöse Methamphetamine Selbstverwaltung

Alle Verfahren werden durch die LSUHSC Institutional Animal Care und Verwenden Committee genehmigt und wurden in Übereinstimmung mit den NIH durchgeführt "Grundlagen der Labortierhaltung." 1. Nagetier Akklimatisierung und Lebensmittel Restriction Verwenden erwachsenen Wistar-Ratten, die 3 Monate alt zu Beginn des Experiments sind. Haus Ratten einzeln in Käfigen mit einem Laminar-Flow-Einheit und Luftfilter auf einem umgekehrten 12-Stunden-Licht / Dunkel-Zyklus ausgestattet in einer temperatur- und feuchtigkeitskontrollierten, AAALAC akkreditierte Tierstation (Licht aus um 0600 h). Geben Sie Wasser und Standard-Nagetierfutter frei, bis die Körpergewichte sind ungefähr 380 bis 400 g. Anschließend Nahrungs beschränken Ratten und bei 85 bis 90% ihrer freien Zuführen Körpergewichten beizubehalten während der experimentellen Sitzungen zum Erwerb und Wartung der Reaktion von Methamphetamin zu erleichtern. Griff Nager im Käfig Raum täglich von der Ankunft in der gesamten VersuchsSitzungen, um das Körpergewicht zu erfassen und einzustellen täglichen Nahrungsmittelallokation. Sobald Zielgewichte erreicht werden, bereiten chirurgisch zu implantieren jeder Ratte mit einer chronischen innewohn Jugularkatheter und intrakranielle Stimulationselektroden. 2. Vena jugularis Katheterisierung Kathetervorbereitung Bereiten Sie eine 13-cm-Länge von Silasticschlauch mit einem Innendurchmesser von 0,012 x 0,025 ", erstellen Sie eine Silikon-Ball 4 cm von einem Ende des Schlauchs mit zusätzlichen Silikonschlauch und Elektrokauter und an der Luft trocknen. Tauchen das andere Ende des Schlauches in einer Limonen basierende Lösungsmittel aus Zitrus für ein paar Minuten, abgeleitet und erlauben, zu erweitern. Verbinden den aufgeweiteten Schlauchs an einer Stahlführungskanüle gebogen Edelstahl in einem rechten Winkel. Verankerung des gebogenen Basis der Edelstahlführungskanüle in eine 1 "quadratische biokompatibler Mesh mit Zahnacrylzement. Spülen Sie den Katheter von innen und außen mit Ethanol und destilliertem water. Injizieren Luft durch den Schlauch, um restliche Flüssigkeitstropfen zu vermeiden. Lassen Sie die O / N trocknen. Sterile Technik Führen Sie alle Operationen in einem eigenen Tieroperationssaal unter aseptischen Operationstechniken. Sterilisieren Instrumente und Implantate unter Verwendung eines Autoklaven und bereiten eine sterile Umgebung, indem wasserfestem Papier auf dem OP-Tisch mit einem sterilen Tuch (en) abgedeckt. Tragen sterile Handschuhe und halten Sie alle Instrumente, Implantate und chirurgische Gaze auf dem sterilen Bereich während des Verfahrens. Wischen Sie jedes Instrument mit einem Alkoholtupfer, gefolgt von 20 sec in einer Perle Sterilisator zwischen Verfahren, wenn mehrere Operationen durchgeführt werden. Anästhesie Vorzubehandeln Ratten mit Atropin (Sulfat) (0,04 mg / kg, sq) gefolgt von Pentobarbital (20 bis 50 mg / kg, ip) Anästhesie zu erzielen. Injizieren Tiere mit steriler Procain Penicillin G Suspension (75.000 Einheiten, im) und ein Analgetikum (Carprofen, 5-10 mg / kg, sc oder ketoprofen, 2-5 mg / kg, sc) unmittelbar vor der Operation an perioperative Infektionen und Schmerzen zu verringern sind. Überprüfen Sie für eine adäquate Anästhesie durch die Bereitstellung einer moderaten toe Prise an das Tier und, wenn keine Antwort kommt, dann gehen. Bewerben Augen Schmiermittel auf beiden Augen. Chirurgische Standortvorbereitung Shave a 2 x 2 cm Rückenpatch hinten der Ratte nur um eine Linie, die die Schulterblätter posterior. Rasur eine 1 x 1 cm ventralen Fleck in der rechten Halsbereich zwischen dem Kieferknochen und dem Brustbein. Wischen Sie die rasierten Flächen mit Alkoholtupfer, gefolgt von Betadin-Lösung. Zeigen Ratte auf einem sterilen Tuch und lassen Sie das betadine, bevor Sie fortfahren zu trocknen. Katheter Implantation Einen Einschnitt parallel zu einer Verbindungslinie zwischen den Schulterblättern im midscapular Region auf der Rückseite mit einem 10-Blatt-Messer. Verwenden Sie eine Gefäßklemme, um die Haut von dem darunterliegenden Bindegewebe zu trennen, um eine Ebene für das erstellenNetzkatheterbasis. Spülen Sie den Bereich mit steriler Kochsalzlösung und decken mit steriler Gaze vor dem Einschalten die Ratte auf den Rücken. Einen Diagonalschnitt zwischen dem rechten Kieferknochen und das Brustbein mit einem 10-Blatt-Messer. Verwenden Sie eine Gefäßklemme, um die Haut von dem darunterliegenden Bindegewebe zu trennen, um die Halsschlagader zu lokalisieren. Hinweis: Die Halsschlagader erscheint weiß / silber und glänzend und ist bei männlichen Ratten größer als bei Frauen. Legen Sie einen Spatel unterhalb der Vene, binden ein 4-0 Seidennaht sanft um die Spitze (proximale Teil) des freigelegten Ader und drücken Sie die Vene wieder in den Hals. Trennen Sie die Bindegewebe, um eine oberflächliche Tasche unter dem inferolateralen Halshaut, aber über dem Muskel zu schaffen. Schieben Sie eine sterilisierte Trokar vom Hals Einschnitt in die midscapular Einschnitt durch Tunneln wieder hinter dem Arm und nach oben. Führen Sie den Katheter von der Rückseite des Halses, indem Sie einen steifen Führungsdraht bis durch den Trokar aus dem Halsende und in den distalen Katheter. Zieh denFührungsdraht wieder mit dem Halsschnitt und der beigefügten distalen Katheter werden folgen. Isolieren Sie die rechte Jugularvene über einem Spatel durch Hochziehen an der zuvor platzierten proximalen Naht. Verwenden Sie eine Schere Ball, um eine kleine Teilschnitt auf der Oberseite der Vene zu machen. Legen Sie eine gebogene Pinzette in die Vene Einschnitt um es zu öffnen. Halten Sie die Zange auseinander, sondern an Ort und Stelle, vorbei an der Katheterspitze in zwischen den Zangenspitzen und in die Vene ca. 2 – 3 cm, wo sie außerhalb des rechten Vorhof zu kündigen. Sichern Sie den Katheter durch das Binden einer 4-0 Seidennaht um das distale Vene. Binden Sie die proximalen und distalen Nahtmaterial zusammen in einer "Box" Knoten, um zusätzliche Stabilität hinzuzufügen. Flush-Katheter mit heparinisierter steriler Kochsalzlösung und ziehen wieder Blut in eine erfolgreiche Implantation zu bestätigen. Schneiden Sie die Fäden 1-2 mm über den Knoten und stecken die verbleibende proximale Katheter unter der Haut am Hals. schließen mit einem geeigneten Naht / Methode Ihrer Wahl. Wenn nicht absorbable Nähten oder Klammern verwendet werden, müssen sie in 10-14 Tage unter Vollnarkose entfernt werden. Decken Schnitt mit antibiotischen Salbe mit einem sterilen Wattestäbchen. Verankerung des distalen Katheter / Führungskanüle / Gitteranordnung zur Verwendung von resorbierbaren Fäden Unterhautgewebe wieder an zwei der einander gegenüberliegenden Ecken der Unterfederung. Schließen Sie die hintere Schnitt um den Führungskanüle mit unterbrochen, nicht invertierten resorbierbaren Fäden. Decken Schnitt mit antibiotischen Salbe mit einem sterilen Wattestäbchen. Postoperative Behandlung Spülen Sie den Katheter mit heparinisierter 0,9% steriler Kochsalzlösung unter Verwendung einer 3-ml-Spritze und setzen Sie einen Obturator in die Führungskanüle, um ein Verstopfen zu verhindern. Spülen Katheters jede Ratte täglich, um die Durchgängigkeit aufrechtzuerhalten. Unmittelbar im Anschluss an das Verfahren, legen Sie die Ratte in seinem eigenen Käfig über ein Heizkissen in der OP-Bereich und beobachten Sie, bis das Bewusstsein und spontane Bewegung Rückkehr. Schicken Sie das zurückgewonnen Ratte in die Kolonie Raum und ermöglichen fünf bis sieben Tage vor intrakraniellen Operationen übergeben. Wiegen, zu behandeln und zu beurteilen, täglich ihren Allgemeinzustand, einschließlich der Überprüfung für die Infektion und Auswertung Tierisches Verhalten, Aussehen und Aktivität. Wenden Sie sich an Tierwesen Tierarzt, wenn Sie sich bei Problemen und befolgen Sie die empfohlenen Behandlungsregime. Injizieren Tieren mit einem Analgetikum (Carprofen, 5-10 mg / kg, sc oder Ketoprofen, 2-5 mg / kg, sc), um die perioperative Behandlung von Schmerzen, wie gebraucht. 3. Intracranial Elektrodenplatzierung Die operative Vorbereitung Führen Sie alle Operationen unter sterilen Bedingungen, wie in Abschnitt 2.2 beschrieben. Anästhesie Platzieren Tier in einer Narkose Kammer und liefern isoflurance Gasstrom in die Kammer bei 1.000 – 2.000 ml / min mit dem Zerstäuber auf 5% festgesetzt. Sobald Tier liegenden, von der Kammer a entfernennd Platz im Nasenkegel auf gepolsterten stereoBetriebsPlattform. Schalten Gasströmung von Kammer zu Bugnase und führen Gas mit Verdampfer auf 2 gesetzt – 3%. Passen Verdampfer wie notwendig, um stabile Atmung und keine Reaktion auf die Stimulation während der Operation zu erhalten. Injizieren Ratte mit sterilem Procain Penicillin G Suspension (75.000 Einheiten, im) und Analgetika (Buprenorphin 0,05 bis 0,5 mg / kg sc) unmittelbar vor der Operation, um die perioperative Infektionen und Schmerzen zu verringern sind. Überprüfen Sie für eine adäquate Anästhesie durch die Bereitstellung einer moderaten toe Prise an das Tier und, wenn keine Antwort kommt, dann gehen. Bewerben Augen Schmiermittel auf beiden Augen. Chirurgische Standortvorbereitung Rasieren Sie die Oberseite des Kopfes der Ratte und legen Sie die Ratte im Ohr Bars, den Kopf unbeweglich während des Verfahrens zu halten. Wischen Sie die rasierte Fläche mit Alkohol Pads, gefolgt von Betadin-Lösung. Lassen Sie den betadine, bevor Sie fortfahren zu trocknen. Elektrodenimplantation Fassen Sie die Kopfhaut zwischen und in den Ohren leicht anterioren mit einer Pinzette und mit einer Schere über der Basis abgeschnitten. Diese manuveur eine 1,5 x 1 cm Bereich der Haut über der Mitte des Schädels zu entfernen. Verwenden Sie eine 10-Klinge, um einen umlaufenden Einschnitt durch die Pericranium bis auf den Schädel und einer gebogenen Pinzette abkratzen und entfernen Sie die Pericranium zu machen. Spülen Sie den Bereich mit steriler Kochsalzlösung, tupfen Sie überschüssiges Blut und Kochsalzlösung mit Gaze, und lassen Sie den Schädel vollständig, so dass die Knochen Sehenswürdigkeiten wie dem Bregma zu trocknen, ist deutlich zu erkennen. Für bilaterale Chirurgie, montieren zwei bipolare Platin-Iridium-Elektroden, eine in jede Elektrodenhalter auf beiden Seiten des stereotaktischen Betriebsplattform. Bewegen Sie die erste Elektrode in Stellung ~ 1 mm über dem Bregma und notieren Sie die stereotaktischen Koordinaten für die anterior-posterior (AP) und medial-lateralen (ML) Positionen, die auf der Digitalanzeige angezeigt wird. Nicht wirklich berühren Sie die Elektrodenspitze mit dem skull da die Elektrode nicht mehr funktionieren. Wiederholen Sie diesen Vorgang für die andere Elektrode. Berechnen Sie die endgültige AP und ML-Koordinaten auf der Zielstruktur von Interesse basiert. Bewegen Sie die Elektrode in diese Position mit der Spitze knapp über den Schädel, um die anfängliche dorsoventral (DV) zu erhalten Koordinate auf der Digitalanzeige. Berechnen des endgültigen DV Tiefe auf der Grundlage der Zielstruktur von Interesse. Hinweis: Der Nucleus accumbens Schale wurde in diesem Beispiel gezielt aufgrund seiner bekannten Einbindung in drogen consummatory Verhalten 8, mit dem folgenden stereotaktischen Koordinaten relativ zum Bregma: AP Eintrag Koordinate = [digital angezeigt Koordinate am Bregma] + 1,6 ML Eintrag Koordinate = [digital angezeigt Koordinate am Bregma] ± 2.4 für rechts / links DV Tiefe = [digital angezeigt Koordinate, an Schädeloberfläche bei AP / ML Eintrag] – 8.5 Markieren Sie den Eintrag projizierten Position jeder Elektrode auf der Oberfläche des Schädels mit einem permanenten marker. Stößt, oder berühren Spitze der Elektrode bei diesem Manöver. Verwenden Sie eine runde Kugel Diamant beschichteten Grat, ein 1,4 mm Loch an jeder Markierung bohren. Achten Sie darauf, durch den Schädel in den intrakraniellen Gewölbe mit dem High-Speed-Bohrer zu stürzen. Verwenden einer gebogenen Pinzette, um die Dura durchstechen, wenn der Schädel wurde entfernt gebohrt. Verwenden Sie eine runde Kugel Diamant beschichteten Grat bis 0,7 mm Löcher in weiteren vier Positionen hinter den Elektroden Einträge für die Platzierung der Schädelschrauben bohren. Verwenden Sie einen manuellen Schraubenzieher zu vier 0,8 (Durchmesser) x 3,2 (Länge) mm Edelstahlschrauben in den Schädel, zwei auf jeder Seite der Mittellinie zu platzieren. Dich sichern Sie diese Schrauben bis zu etwa der Hälfte ihrer Länge in den Schädel, weil sie die Hauptinfrastruktur, die die Schädelkappe im Ort für die kommenden Wochen und Monaten halten wird. Die erste Elektrode vorsichtig durch seine burrhole in das Gehirn auf die berechnete DV Tiefe einfügen durch manuelles Drehen des Knopfes, der die verwaltet Z-Koordinateder Elektrodenhalter. Drehen Sie den Regler mit einer Geschwindigkeit etwa gleich 1/2 Umdrehung pro Sekunde, um unnötige Schäden an der Spitze der Elektrode zu verhindern. Sicherstellen, dass die Elektrodenspitze nicht berühren Sie den knöchernen Rand des burrhole beim Betreten des Gehirns. Sichern Sie die erste Elektrode mit Sekundenkleber auf das burrhole und die hinteren Schrauben geschichtet, gefolgt von Zahnzement. Sobald dieses Konstrukt vollständig getrocknet ist, entfernen Sie die Elektrode aus der Halterung. Wiederholen Sie das Einsetzen und Zementieren Prozess für die zweite Elektrode. Bewerben Zahnzement bis hin zum Hautrand, aber nicht mit der Haut überschneiden, da dies löst die Schädelkappe Zement langfristig. Postoperative Behandlung Legen Sie zwei Staubschutzkappen über den Elektrodensockel, um ein Verstopfen zu verhindern. Unmittelbar im Anschluss an das Verfahren, legen Sie die Ratte in seinem eigenen Käfig über ein Heizkissen in der OP-Bereich und beobachten Sie, bis das Bewusstsein und spontane Bewegung Rückkehr. Schicken Sie das zurückgewonnen Ratte zu the Kolonie Raum und ermöglichen fünf Tage vor dem Start des Experiments übergeben. Wiegen, zu behandeln und zu beurteilen, Tages allgemeinen Zustand der Ratten, einschließlich der Überprüfung für die Infektion und Auswertung Tierisches Verhalten, Aussehen und Aktivität. Wenden Sie sich an Tierwesen Tierarzt, wenn Sie sich bei Problemen und befolgen Sie die empfohlenen Behandlungsregime. Injizieren Tiere mit Analgetika (Buprenorphin 0,05 bis 1 mg / kg sc), um die perioperative Behandlung von Schmerzen nach Bedarf. (- 10 mg / kg, sc oder Ketoprofen, 2 – Carprofen, 5 5 mg / kg, sc) intrakranielle Blutung kann häufiger bei der Verwendung von nicht-steroidale Schmerzmittel sein, so verwenden Buprenorphin perioperativ für intrakranielle Chirurgie. 4. Operante Vorrichtung Verwenden Sie Kunststoff und Edelstahl operante Konditionierung Kammern innerhalb schalldämpfenden Gehäuse enthalten ist, um die Verhaltensexperimente ausgeführt. Statten Sie jedes Gehäuse mit einem Abluftventilator zur Belüftung und weißen noi liefernse auf fremde Geräusche maskieren. Verwenden Sie einen Personalcomputer und eine Verhaltens Software-Interface-System, um die Verfahren zu programmieren und sammeln die experimentellen Daten. Allgemeine Set-Up Auszustatten jeden Experimentierkammer mit zwei Antwort Hebel an einer Wand der Kammer mit einem Stimulations-Licht über jedem Hebels montiert ist. Bestimmen Sie einen der Hebel die "aktive" Hebel so, dass es zu einer programmierten Folge, wenn sie gedrückt. Programmieren Sie einen Stimulus Licht direkt über dem aktiven Reaktionshebel befindet, um während jeder Sitzung operante leuchtet auf und zeigt die Verfügbarkeit der Droge. Haben Sie eine Antwort auf die aktive Hebel Ergebnis in einer Infusions Lieferung von Methamphetamin (0,05 mg / kg / Infusion in 100 & mgr; l 0,9% NaCl) über 2,8 sec begleitet von dem Haus Licht auf die gegenüberliegende Wand los für 5 Sekunden und der Reiz Licht gehen OFF für einen 30-Sekunden-Zeitlimit. Zählen Sie die Antworten an die aktive Hebel, aber sie sollten nicht geplant conse habenFolgen während der 30-Sekunden Zeitlimit. Zur Vervollständigung sollte Rekord Reaktionen auf der inaktiven Hebel aber sie haben keine geplanten Folgen. 5. Die intravenöse (IV) Methamphetamine Selbstverwaltung Vorgehensweise Allgemeine Vorbereitungen Last Ratten in die operante Kammern so schnell und so ruhig wie möglich Verhaltens Artefakte zu minimieren. Befestigen Sie eine Edelstahlfeder der Leine an die Führungskanüle auf den Rücken des Nager und zu einem dicht Fluid Schwenk über der operante Kammer suspendiert. Gewährleistet die Integrität der Verbindungsschlauch vom schwenken, um das 20-ml-Spritze in den Medikamenten einer motorgetriebenen Pumpe außerhalb des schalldämpfenden Gehäuses. Um dies zu tun, drücken Sie den Kunststoffschlauch-Verbindung mindestens ¼ Zoll auf die Metalldrehspitze und dem Drogenspritzennadelspitze, bis es nicht abrutschen mit mäßiger ziehen. Gegengewicht die Lenk- und Leinenanordnung relativ ungebremst m erlaubenovement des Tieres. Zuführen operante Sitzungen in etwa zur gleichen Zeit jeden Tag von Montag bis Freitag. Erwerb Um eine schnelle Übernahme von IV Methamphetamin Selbstverwaltung, laufen Ratten täglich 6-Stunden-Sitzungen für vier bis fünf aufeinander folgenden Tagen zu erleichtern. Leiten diese Sitzungen auf einem festen Verhältnis FR-1 + 30 sec Zeitplan reinforcementduring die Ratten erhalten eine Infusion von IV Methamphetamin für jede Presse auf dem Wirkhebel, gefolgt von einem 30 Sekunden Zeitlimit (zB kein Cue oder belohnen Folgen treten bei Drücken einer der beiden Hebel). Hinweis: Diese erste verlängerte und "easy" Zugang wird in der Mehrheit von Nagetieren Erwerb erheblichen Drogenkonsum Verhalten in weniger als oder gleich zu einer Woche (3) führen. Instandhaltung In der zweiten Woche der Ausbildung, laufen Ratten täglich 2-Stunden-Sitzungen von Montag bis Freitag zu warten und zu verfeinern IV methamphetamine Selbstverwaltung. Conduct Sitzungen auf einem festen Verhältnis FR-1 + 30 s Timeout Verstärkungsplan. Dokumentieren stabile, intensiv reagieren, wenn die Gesamtzahl der Methamphetamin-Präsentationen für jede Sitzung um weniger als 10% für drei aufeinanderfolgende Sitzungen (Figur 4) und die kumulative Anzahl der Infusionen über den ersten 30 min größer als die kumulative Anzahl der Infusionen während des zweiten 30-Minuten (Abbildung 5). Anmerkung: Dieses Kriterium wird sichergestellt, dass die Ratten entwickeln eine drogenLadeMuster zu Beginn der Sitzung, die Suchtverhalten 19 und nicht nur gelegentlichen Gebrauch zeigt. Post-Session Am Ende jeder Sitzung, trennen Sie die Leine vom Rücken des Nagers. Spülen Katheter mit 0,1 ml 0,9% Kochsalzlösung, enthaltend 800 IE Streptokinase zur Verhinderung von Blutgerinnseln. Legen Sie einen Obturator in jede Führungskanüle, um ein Verstopfen, bevor Sie das r zu verhindernats auf die Käfige. Testen der Durchgängigkeit des Katheters unmittelbar nach dem Ende jeder experimentellen Sitzung mittwochs gesamten Verlauf des Experiments. Bereiten Sie eine 3-ml-Spritze mit einer 22 G-Nadel, enthält heparinisiert bakteriostatische Kochsalzlösung, um Katheter Durchgängigkeit testen. Ein Ende eines 4-6 Zoll langes Stück Kunststoffschlauch mit der Nadel und dem anderen Ende mit dem Metallpfosten des Katheters-Kanülenanordnung auf dem Rücken des Tieres. Infuse 0,1 bis 0,2 ml Kochsalzlösung, um eine klare Fluss zu gewährleisten und zeichnen Sie dann den Spritzenkolben zurück. Wenn der Katheter Patent, sollte es sowohl bündig einfach und zurückziehen Blut, das in den Schlauch sichtbar sein wird. Lassen Sie den Kolben und ziehen lassen weitere 0,2 ml, um das gesamte Blut wieder durch den Katheter zu spülen. Wenn Blut kann nicht zurückgenommen werden, entfernen Sie dann die 3-ml-Spritze und Schlauch aus dem Metallpfosten. Bereiten Sie eine 1-ml-Spritze mit einer 22 G-Nadel, enthält Methohexital Natrium, ein schnell wirkendesNarkose, um weitere Testkatheterdurchgängigkeit. Ein Ende eines 4-6 Zoll langes Stück Kunststoffschlauch mit der Nadel und dem anderen Ende mit dem Metallpfosten des Katheters-Kanülenanordnung auf dem Rücken des Tieres. Die Infusion von 1,5 mg und schnell zu entfernen, die 1-ml-Spritze und Schlauch aus dem Metallpfosten auf dem Rücken des Tieres. Schließen Sie das 3-ml-Spritze mit heparinisierter bakteriostatische Kochsalzlösung gefüllt und Infusion von 0,1 bis 0,2 ml. Wenn das Tier verliert Muskeltonus innerhalb von 3 Sekunden, dann der Katheter Patent und funktional. Siehe die Supplemental File "Häufige Probleme" für einen Fallstricke Abschnitt, der Nebenwirkungen von Methamphetamin, das Versagen der Methamphetamin Selbstverwaltung zu erwerben, und Ratten-Extraktion Schwierigkeiten befasst. 6. Hirnstimulation Vorrichtung Verwenden Sie 10 bis 12 Plexiglasboxen (12 x 18 x 18 in) (BxHxT), um die DBS-Experimente laufen. Auf jedes Feld auf der Außenseite mit steifen undurchsichtigPapier, das die Rückseite und die Seiten der Box, um die Ratten zu sehen oder miteinander interagieren zu verhindern abdeckt. Lassen Sie die klare Frontplatte freigelegt, so dass die Prüfer können die Tiere während der Stimulationssitzungen anzuzeigen. Umfassen die Oberseiten der Boxen mit einem halbdurchlässigen Bahn, welche die Ratten daran hindert, entweicht während eine Luftströmung. In dieser Anzeige können Sie die Kollektoren, die über jeder Box befinden, um die elektrische Verbindung zwischen dem Nagetier Kopfkappe und dem Stimulationssystem zu erleichtern, zu unterstützen. Verwenden Sie ein Stimulationssystem, das konstanten Strom an mehrere gleichzeitige Tierversuche für die DBS-Experimente liefern kann. Verwenden Sie ein System, das von einem Benutzer programmierbaren digitalen Signalprozessor / Kommunikationsschnittstelle besteht, ein Stimulator, ein Stimulator-Akku, ein Kanal-Verteiler, und die dazugehörige Software (siehe Materialien Sheet). Verwenden Sie benutzerdefinierte Länge Kabel, um Channel-Ports der Stimulator bis zur überlegenen elektronischen Sockel jedes commutat verbindenoder. Anmerkung: Die benötigten auf den einzelnen Labors abhängig Länge. Diese Kabel sind außerhalb des Tierbereich und müssen nicht in Edelstahlfeder abgedeckt werden. Verbinden Sie den minderwertigen elektronischen Sockel des Kollektors an die implantierte Elektrode Sockel, auf den Nager der Kopfkappe mit 16-in-Kabel mit Edelstahlfeder bedeckt. Stellen Sie sicher, dass die Kabel sind lang genug, um die Freizügigkeit zu jedem Bereich des Gehäuses ohne wesentliche Spannung auf der Kopfkappe zu ermöglichen. Hinweis: Ein Kabel, das in etwa endet dort, wo der Kopf der Ratte wäre beim Stehen auf allen vier Füßen ist in der Regel ausreichend. Brain Stimulation Programmierung Verwenden einen Computer und Programmiersoftware, die Stimulationsparameter (zB Wellenform, Frequenz, Impulsbreite, Inter-Stimulus-Verzögerung Stromamplitude) aufnehmen und die experimentellen Daten zu programmieren. Mit Hilfe einer visuellen Programmiersprache fest, welche Aufgaben jedes Gerät durchführen, um die Erfah treffenGeistes Endpunkte und welche Daten gespeichert werden und / oder für die Anzeige in Echtzeit projiziert. Die Befehle, die diese besondere Projekt auszuführen sind in Abbildung 1 gezeigt. Geben Sie die gewünschte Frequenz, Pulsbreite und Amplitude in die Bildsteuertafel (2) vor dem Beginn des Experiments. Typische Parameter für die Hochfrequenzstimulation bei Ratten sind ähnlich denen in klinischen Human tiefe Hirnstimulation verwendet: Frequenz von 130 bis 180 Hz, Impulsbreite 60 bis 90 ms und Stromamplitude von 100 bis 250 & mgr; A 4,8-10. Hinweis: Ein geringer Strom in die Nagetier aufgrund seiner reduzierten Größe im Vergleich zum Primaten verwendet. 7. Tiefe Hirnstimulation Ordnung Ratten in die Boxen zu laden, schließen Sie das Edelstahlfeder-Kabel vom Kollektor an jede Elektrode Sockel, auf der Kopfkappe. Testen der Impedanz jeder Elektrode durch Ausführen von 5 & mgr; A Strom bei einer Frequenzvon 1000 Hz für 2 sec. Wenn Impedanz gleich oder geringer als 125 kOhm, dann mit dem Versuch fortzufahren, da die Elektrode in der Lage ist, um therapeutische Stimulation zu liefern. Wenn die Impedanz größer als 125 KOhm, in Erwägung ziehen, das Tier aus dem Experiment, weil hohe Beständigkeit der Elektrode kann die aktuelle potenziell Unter therapeutischen Spiegel abschneiden. Führen Sie die Ratten durch eine oder zwei mock Sitzungen für Habituation während der sie an die Elektrodenkabel (n), aber keine aktive Therapie nicht erhalten angebracht werden. Mock Tests werden keine nicht-spezifische Verhaltenseffekte zu eliminieren. Unmittelbar nach jeder Mock-Sitzung, transportieren die Ratten auf die operante Boxen für die tägliche 2-Stunden-Sitzung IV Methamphetamin Selbstverwaltung. Gegengewicht Ratten in zwei Gruppen, eine aktive-Stimulation und eine Scheinstimulation Kohorte, so dass der Ausgangswert der Einnahme von Arzneimitteln ist nicht signifikant unterschiedlich zwischen den Gruppen. Führen Sie täglich DBS-Sitzungs auf der Nagetier-Kohorte für 5 Tage, in denen sie entweder aktiv elektrische Hirnstimulation oder keine Anregung für 3 Stunden in Abhängigkeit von ihrer Gruppenzugehörigkeit zu erhalten. Unmittelbar nach jeder DBS-Sitzung, Transport Ratten auf die operante Boxen für die tägliche 2-Stunden-Sitzung IV Methamphetamin Selbstverwaltung. Sorgfältig zumindest während eines Teils jedes DBS Sitzung Tiere zu beobachten, um sicherzustellen, dass die Stimulation nicht verursacht klare Veränderungen im Verhalten der Tiere. Wenn irgendwelche anormalen Verhaltensweisen während / nach der Stimulation auftreten, kümmern sich um diese Beobachtungen zu dokumentieren. Hinweis: Die Autoren haben bei der in diesem Artikel beschriebenen Experiment keine signifikanten Verhaltensänderungen oder Änderungen der Futter- / Wasseraufnahme bemerkt. Verändern die Länge DBS-Behandlung, die elektrischen Parameter und der Zeit zwischen dem DBS-Sitzung und der operSitzung nach Bedarf in Abhängigkeit von der Hypothese.