גישת העכבר עגול החלון לototoxic סוכן משלוח: מהיר וטכניקה אמינה גרימת ניוון תא שבלול
Summary
Various methods exist for introducing ototoxic agents to the cochleae of animal models. Presented is a surgical protocol for delivery of ototoxic agents to the round window niche. The procedure is reliable, creates targeted intra-cochlear lesions, and avoids mechanical damage to the microarchitecture. Examination of cochlear self-repair/regeneration is possible.
Abstract
Investigators have utilized a wide array of animal models and investigative techniques to study the mammalian auditory system. Much of the basic research involving the cochlea and its associated neural pathways entails exposure of model cochleae to a variety of ototoxic agents. This allows investigators to study the effects of targeted damage to cochlear structures, and in some cases, the self-repair or regeneration of those structures. Various techniques exist for delivery of ototoxic agents to the cochlea. When selecting a particular technique, investigators must consider a number of factors, including the induction of inadvertent systemic toxicity, the amount of cochlear damage produced by the surgical procedure itself, the type of lesion desired, animal survivability, and reproducibility/reliability of results. Currently established techniques include parenteral injection, intra-peritoneal injection, trans-tympanic injection, endolymphatic sac injection, and cochleostomy with perilymphatic perfusion. Each of these methods has been successfully utilized and is well described in the literature; yet, each has various shortcomings. Here, we present a technique for topical application of ototoxic agents directly to the round window niche. This technique is non-invasive to inner ear structures, produces rapid onset of reliably targeted lesions, avoids systemic toxicity, and allows for an intra-animal control (the contra-lateral ear). Results stemming from this approach have helped deeper understanding of auditory pathophysiology, cochlear cell degeneration, and regenerative capacity in response to an acute injury. Future investigations may use this method to conduct interventional studies involving gene therapy and stem cell transplantation to combat hearing loss.
Introduction
חוקרים השתמשו במגוון רחב של מודלים של בעלי חיים כדי ללמוד את התפקוד התקין של מערכת השמיעה, כמו גם את הפתופיזיולוגיה של אובדן שמיעה. מודלים אלה הם גם מאוד שימושיים לביצוע מחקרי התערבות נגד תהליכים פתולוגיים שונים ומשמשים כבסיס ליישומי translational בבני אדם. עבור רוב המחקר מעורב השבלול והמסלולים השמיעתיים הקשורים אליו, במידה מסוימת של נזק או שיבוש חייבת להיות הציגה את המערכת. לעתים קרובות, הנזק מכוון בכוונה כדי ליצור נגע ספציפי, המאפשר לחוקרים לבחון את ההשפעה של נגע שעל תפקוד תקין, כמו גם את יכולת השבלול להתאושש מזה. בעת בחירת דגם מסוים של בעלי חיים ו / או טכניקה (ים) להחדרת נזק, מספר גורמים יש לקחת בחשבון על מנת להשיג את התוצאות הטובות ביותר האפשרית. מודלים של בעלי חיים שונים עשויים להגיב באופן שונה להתערבויות, ואילו השפעות הישירות ועקיפות של טכניקה יכולות להיותלחלוטין מזיק לתוצאה הרצויה. ברוב המקרים, פרוטוקול הנזק באוזן הפנימי האידיאלי יהיה למנוע רעילות מערכתית, במהירות ובאופן אמין לייצר נזק, ליצור נגע מדויק ועקבי, ולהיות לשרוד כדי לאפשר מחקר נוסף של שינויים תפקודיים, תאיים ומולקולריים. באופן אידיאלי, שיטות אלה היו גם לשמר את שיפועי מייקרו-ארכיטקטורה ואלקטרוכימיים העדינים של השבלול למידה המרבית האפשרית.
עד כה, חוקרים הצליחו בהקמת מספר הטכניקות כדי לגרום לפגיעה באוזן פנימית. רוב אלה כרוכים חושפים את השבלול לסוכן ototoxic או מערכתי או באמצעות גישה ניתוחית. טכניקות כוללות הזרקת parenteral, הזרקה תוך הצפק, הזרקת טרנס-התוף, הזרקת שק endolymphatic, וcochleostomy עם זלוף perilymphatic. טכניקות אלה היו בשימוש כדי להציג מגוון רחב של סוכני ototoxic, כגון פורוסמיד, גנטמיצין, ouabain, וheptanol. 1-5בעוד מוצלח ביצירת נגעי שבלול ספציפיים, הטכניקות לעיל גם הכירו את מגבלות. זריקות מערכתיות יכולות להיות רעילות מאוד לבעלי החיים ועשויות להיות קשורה עם עלבונות שבלול לא מכוון ותוצאות לא עקביות. החסרון האחרון גם נקשר עם זריקות טרנס-התוף. טכניקות כגון cochleostomy וזלוף perilymphatic, בעוד מסוגל גרימת נגעים מהירים ואמינים ביותר, הן באופן ישיר פולשנית למבנה אוזן פנימי ותפקוד. רבים מהגישות הכירורגיות קשורים גם עם רמה גבוהה של קושי טכני ועשויים לדרוש עוזבים חפצים זרים בבעלי החיים, כגון infuser micropump. 2-4,6-8 אין טכניקה אחת היא ללא חסרונות, וחוקרים צריכים לבחור שיטות בזהירות כדי שיתאימו לצרכימים הניסיוניים שלהם. כאן אנו מתארים, בפירוט, טכניקת יישום חלון הנישה העגולה (RWN) למסירה אקטואלית של סוכני ototoxic בעכברים בוגרים.
אינטרנט אלחוטיתיארו ראשון על ידי אח הוזמן אל בשנת 1998 בזמן לימודי ההשפעה של גנטמיצין על ניוון תא שיער חושי במודל עופות, טכניקה זו נמצאה מסוגלת לייצר נגעים באופן משמעותי יותר אמין יותר מאשר יישום גנטמיצין מערכתי, תוך הימנעות הרעילויות כרוכות בכך. 9 מאז, מספר חוקרים אחרים, כוללים המעבדה שלנו, ניצל את הטכניקה הזו להצלחה גדולה. בשנת 2004, Heydt et al. התאים אותו למודל של עכברים ותיארו יכולת משופרת לשלוט בגודל נגע על ידי מילוי RWN עם ספוג ג'לטין נספג ספוג בריכוזים שונים של גנטמיצין. 10 Palmgren et al., בשנת 2010, חקרו את השפעות ototoxic של בטא-bungarotoxin, חזק אלמנט בארס של הטיוואנית התאגדו ארגז, על ידי יישום צורה מימית שלו לRWN של חולדות מבוגרות. 11 בנוסף, מספר המחקרים קודמים מהמעבדה שלנו ניצל את גישת חלון העגולה כדי לחקור את ההשפעות של ototoxic furosemidדואר, ouabain, וheptanol. 5,6,12-15 תוצאות של מחקרים אלה הוכיחו את החשיבות של נוזל שבלול והומאוסטזיס יון בשמיעה נורמלית, גילה יכולת שגשוג תאים בגנגליון הספירלה וקיר לרוחב שבלול, וקדם את ההבנה שלנו הקשורות לגיל אובדן שמיעה.
הגישה הבאה כרוכה בניתוח בגישה לאוזן התיכונה דרך חתך postauricular וunroofing החלקי של הבולה התוף הגרמית. זה מאפשר לחשיפה מצוינת של RWN והקרום שסוכן ototoxic נבחר ניתן להחיל באופן ישיר. הסוכן הנוזלי אז בריכות בחלולות כמו הכוס-של RWN (או לאט מנקז מנישא ספוג ג'לטין רווי נספג ארוז בתוך RWN) ומפזר דרך הממברנה החלון העגולה לתוך חלל perilymphatic של פרוזדור השבלול. אין cochleostomy הישיר נעשה בגישה זו. יתרונות של שיטה זו כוללים שימור של אוזן הפנימית מייקרו-ארכיטקטורה, הימנעותרעילות מערכתית, קצבה של אוזן שליטת הפנים-חיה, הופעה מהירה של השפעה, ניוון סלקטיבית בסוגים מסוימים של תאי שבלול (למשל., סוג אני ספירלה נוירונים גנגליון עם חשיפת ouabain וסוג השבלול השני fibrocytes הנגרם על ידי הטיפול בheptanol), ותוצאות לשחזור / אמינות. טכניקה זו יכולה להיות מיושמת עם כמה שינויים בין מיני מכרסמים אחרים, כוללים חולדות, חזירי ים, וגרבילים. חסרונות כוללים עקומה תלולה טכנית למידה וההגבלה היחסית של עלבון ototoxic שמוגבלת לנקודה אחת בזמן.
Protocol
Representative Results
Discussion
תוצאות הפרוטוקול והנציג שתוארו לעיל התקבלו במודל של עכברי CBA / CaJ כולל שני המינים. זן טהור זה מבוסס היטב כסטנדרט "שמיעה טובה" ומודל "הזדקנות נורמלית" בשמיעת מחקר. 16-23 תיאור של שימוש בפרוטוקול זה במודלים של יונקים אחרים הוא מעבר להיקף של הטקסט הזה. הקורא צריך לציין, עם זאת, כי יישום טכניקת RWN מציעה מספר יתרונות ללימוד האוזן הפנימית היונקים. מבין אלה, הבולטים ביותר הוא שזה ימנע שיבוש ישיר של המבנה האנטומי העדין והדרגתיות ביוכימיים שקיימים בתוך הקירות של הקפסולה otic. יש נהלים כגון cochleostomy וההשתלה של משאבות עירוי הנטייה להפר ישירות מבני אוזן פנימיים מובילים למשמרות סף קבועות; עובדה שיש לקחת בחשבון בעת ניתוח תוצאות. שיבוש של מבני קיר לרוחב שבלול ידי metho פולשניתDS יכול גם להגביל את השימוש בסוכני ototoxic כגון פורוסמיד או heptanol, שספציפי אזור של השפעה מוגבלת למיקום זה. 15,24 גישות לא פולשנית אלטרנטיביות כגון הזרקת טרנס-התוף והזרקת parenteral כבר סובלים מתוצאות ולא אמינות / או רעילות מערכתית למודל החיה. שיטת יישום זה הוכיחה את עצמו להימנע משני חסרונות אלה, להשגת רמה של עקביות מתקרבת לזה של השיטות פולשניות יותר שנדונו לעיל.
יתרונות נוספים של שיטה זו כוללים היא התחולה רחבה שלה למספר מודלים של בעלי חיים וההיתכנות לשלב תשתיות מעבדה קיימות. לגבי האחרון, אין חומרים כימיים או כימיקלים מיוחדים נדרשים מלבד הסוכנים, ההרדמה ומשככי כאבי ototoxic בחרו. סוכני ototoxic מנוצלים בדרך כלל בריכוז קבוע ומעורבים במספיק נפח גדול של פתרון (5 מיליליטר) ליימשכו זמן רב לשקולing כל יישום משתמש כ -10 μl (בעכברים). לפיכך, לאחר הרכש הראשוני של ציוד ומכשירים, חוקרים חופשיים יחסית מהכנת פתרון זמן רב או החלפה תכופה של חומרים. טכניקה זו מציעה גם הפחתה בזמן ניתוח, אשר עשוי להיות משמעותיים בהשוואה להליכים הכרוכים בהשתלה של משאבות עירוי perilymphatic או cochleostomies. עם הגיע לרמה של מיומנות טכנית, זמן הסיום הממוצע שלנו מחתך ראשוני לסגירה היה בדרך כלל 20 דקות לשעה 1.5 תלוי באורך של החשיפה הרצויה לסוכן ototoxic. שלושה או ארבעה ניתוחים עשויים בקלות להסתיים ביום אחד, ומאפשרים להתייעלות ופוטנציאל גבוה להשגת תוצאות מוצלחות. כפי שתואר לעיל, טכניקה זו יכולה גם להיות מיושמת בקלות למגוון רחב של מודלים של מכרסמים הכוללים עכברים, חולדות, חזירי ים וגרבילים.
מגבלות של שיטה זו מרוכזות עלבינוני עקומה למידה תלולה דרושה כדי לשלוט בה וירידה בתוצאות הצפויות עד למיומנות טכנית. כפי שנדונו ביתר פירוט בהמשך, טעויות קטנות בגישה הניתוחית או ההדמיה מספקת של התחום כירורגית כמעט תמיד יובילו לתוצאה גרועה. ממצאים עדינים שטירון עלול להיכשל להכיר, כגון גישה תת מילימטר עבה בועת אוויר חסימה של סוכן הקרום העגול חלון או נוזל ביניים דילול הסוכן, לקחת את הזמן כדי להעריך ולפתח את כישורי פסיכו נדרשו לתקן אותם. עם זאת, עם ביצועים חוזרים ונשנים של ההליך המכשולים הללו בקלות להתגבר ומהווים אתגר טכני פחות מרתיע לחוקרים מחלק מהשיטות חודרניות האמורות. לבסוף, טכניקה זו קשורה למגבלה ביחס שפציעת שבלול יכולה להיגרם רק בנקודה אחת בזמן במהלך החשיפה כירורגית. זה ניתן להתגבר במידה מסוימת, על ידי מילוי RWN עם ספוג ג'לטין נספג ספוג בסוכן כפי שתואר על ידי Heydt et al. 10 ספוג ג'לטין נספג יהיה ממחזר לאורך זמן, אך יכול לאפשר לתקופה ארוכה יותר מהחשיפה הוא בר השגה באמצעות יישום של תמיסה מימית לבד.
על מנת לממש את חוקר היתרונות מלאים של טכניקה זו ולהימנע מכל מלכודות, זה קריטי להכיר את שני אלמנטים קריטיים של טכניקה זו: 1) לשמור על ההדמיה של חלל האוזן התיכון וRWN באופן עקבי; ו 2) יכולת לשמור תחום כירורגית חופשי של נוזל ו / או דם ביניים. בהשגת לשעבר של אלה, חשיבותו של ראש-בעל נכון לא יכולה להיות הדגישה-על. קיבעון מאובטח של הראש של החיה מבטיח נוף יציב מתחת למיקרוסקופ; החשיבות שהופכת להיות ברורה בקלות כאשר מכשור עדין בצורה קיצונית משנה את מיקומם של מבנים בהגדלה. שעות טובותבעל EAD שניתן לסובב על הציר מקורי, הזנב של החיה גם מאפשר שינויים דינמיים חשובים בקו של החוקר של אתר. לעתים קרובות, כמה מילימטרים של סיבוב על ציר זה יכול להיות ההבדל בין ההדמיה של RWN ויזואליזציה של רק עצם כמוסת otic. היכולת לשנות את התצוגה כל הזמן היא גם בעל חשיבות עליונה להבטחת נוזל ביניים הוסר כראוי ממעמקי הנישה וגם כי סוכן ototoxic הוסר באופן מלא בין יישומים כפי שנדון בחלק 5. בניסיון, הדם, ההתעבות, או נוזל ביניים שלנו שנכנס לחלל האוזן התיכון היכולת להתערב בניסוי כולו. הדבר אינו מפתיע, שכן הכמות הקטנה של סוכן ototoxic להחיל חלון העגול (~ 10 μl) בקלות יכולה להיות מדוללת על ידי באים במגע עם אף כמויות קטנות של נוזל זר. מסיבה זו, לנתיחה כירורגית מוקפדת, פתיחה וכלת טיפין טיפין של הבולה התוף וpreservat זהירהיון של עורק stapedial הוא בבחינת תוצאות ניסוי מוצלחות.
אם השלבים הקריטיים מעל הם נצפו ותוצאות צפויות עדיין לא הושגו, פתרון בעיות צריכה להתחיל. מניסיוננו, הוא לעתים קרובות מועיל לבצע וריאציות משפטם של שני אלמנטים פרוצדורליים. הראשון הוא לשנות את התדירות שבה סוכן ototoxic מתחדש בחלון העגול. בהתאם לסוכן בשימוש, הכולל זמן חשיפה הוא בין 30 דקות ושעה 1, עם הפתילה מלאה והחלפה הבאה של הסוכן כל 10 דקות. אם חשיפה לתקופות קצרות יותר, להגדיל את החשיפה כוללת עשוי לאפשר הסוכן יותר זמן כדי לפזר על פני חלון הקרום העגול. חשיפה וreplenishing נוספים עשויות גם לעזור כדי למנוע דילול רצוי של סוכן ototoxic על ידי דם, התעבות, או ביניים כפי שפורטו לעיל. זהירות יש לשמור בעת שימוש בגישה זו, עם זאת, כפי שהוא נוטה להגדיל את הסיכון של היסח דעתly נפגע עורק stapedial ו / או החדרת נוזל ביניים לRWN.
טכניקה זו היא משמעותית במה שהיא מציעה לחקירות של פיזיולוגיה ופתופיזיולוגיה שבלול. טכניקה זעיר פולשנית מאפשרת מחקר מפורט של תהליכים ביוכימיים עדינים והייתה בבחינת בקידום המחקר שלנו במטרה להעריך פוטנציאל התחדשות שבלול. 12,24 גישה ניתוחית זו וחשיפה גם הוא לשחזר פני מגוון רחב של טכניקות שלוחה אחרות, ותוצאות מוצלחות באמצעות זה שיטה דווחו במחקרים של השתלת תאי גזע שבלול. 14 רבים נותר עלומה על השבלול, עם זאת, טכניקה זו, יחד עם הארסנל הרחב יותר זמין לחוקרים, תסייע בצמצום פער הידע הזה.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work was supported by National Institutes of Health (NIH) Grant number: NIH P50DC00422 (H.L.); NIH R01DC12058 (H.L.). This work also benefitted from the South Carolina Clinical and Translational Research Institution (SCTR) Clinical and Translational Science Award (NIH/NCRR UL1RR029882). The funders had no role in study design, data collection, and/or analysis. The authors would like to thank Lonnie E. Brown Jr. for his artistic and graphic contributions.
Materials
| 1-Heptanol 98% | Sigma-Aldrich | H2805 | PubChem Substance ID 24895536 |
| 250ML | |||
| Ketaset Injectable | Patterson Veterinary | 07-803-6637 | Concentrate 100mg/ml |
| (Ketamine HCl) | 10ml | Schedule CIII controlled substance | |
| Anased Injectable | Lloyd Laboratories | NADA# 139-236 | Concentrate 20mg/ml |
| (Xylazine) | |||
| Buprenex Injectable | Patterson Veterinary | 07-850-2280 | Concentrate 0.3mg/ml |
| (Buprenorphine HCl) | 5 ampules per box | Schedule CIII controlled substance | |
| Betadine Skin Prep Solution | Medline | MDS093941 | 1 Quart screw top bottle |
| (Povidone-Iodine) | |||
| 0.9% Sterile Saline | Variable | N/A | For mixing solutions and injections |
| Table of Equipment, Surgical Instruments, and Specific Techniques | |||
| Material Name | Company | Catalogue Number | Comments (optional) |
| Operating Microscope | Carl Zeiss | 32192 | |
| Controlled Acoustics Environment Sound Booth | Industrial Acoustics Company | N/A | |
| Surgical Head Holder | Custom Made – | Please see Figure 3 | |
| Medical University of South Carolina | |||
| Neck Soft-Tissue Retractor (Wire Speculum, Titanium) 1.75inch | World Precision Instruments | 555801L | Maximum spread 20mm |
| Embedded in disposable putty to affix dynamically to head holder | |||
| 90N Dental Belt Driven Hand Drill | Emesco | N/A (Vintage Item) | |
| Scalpel Handle Size6 | Bard-Parker | MEDC-011990 | |
| #15c Stainless Steel Surgical Scalpel Blade | Bard-Parker | SKU: 097-7215 | 50 Blades/Box |
| Via ACE Surgical Supply Code | |||
| Straight Tip Jewelers Forceps | Bernell | MIL17304 | |
| Iris Scissors Curved | Medline | DYND04026 | |
| Iris Scissors Straight | Medline | DYND04025 | |
| Stevens Tenotomy Scissors Straight | Medline | MDG3222111 | |
| Rosen Ear Needle Straight Shaft, Lightly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.00 | Figure 1 demonstrates angled shaft picks. This was later substituted for the Rosen picks |
| Rosen Ear Needle Straight Shaft, Strongly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.01 | |
| Kimwipes Delicate Task Wipers | Kimtech Science | CODE 34155 | White, Size 4.4×8.4 Inch. Cut to triangles and rolled into fine tip wicks. |
| House Ear Curette, 6” shaft, light angle | Medline | MDG0396486 | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge) Size 100 | Medline | IIS34201 | Substitutions may be made |
| Cotton pellets #3 4mm | Richmond | Manufacturer Code 100108 | |
| ElectroSurgical Unit 100 E M/M | Elmed | List No. 52-5770 | Bipolar and Monopolar Capable |
| 1cc U-100 Insulin Syringe 28G, 0.5” length needle | BD | Product Number: 329410 | Optional for delivery of Ototoxic agent |
| 23G, blunt tip, 1” length needle | Kendall | Product Code 8881202397 | For controlled delivery of Ototoxic agent with less risk of damaging stapedial artery |
| Surgical Mask | U-line | S-10478 | |
| Exam Grade Nitrile Surgical Gloves | U-line | S-12549 | |
| Precision Hair Clippers | Wahl | N/A | Multiple models may be substituted |
| 5-0 Nylon black monofilament suture on PC-1 13mm 3/8 circle needle | Ethilon | 1855G | Substitutions may be made. |
| Instant Sealing Sterilization Pouch | Fisher | 01-812054 | |
| Dry Sterilizer | ROBOZ | Germinator TM 500 | |
References
- Kimura, R. S., Iverson, N. A., Southard, R. E. Selective lesions of the vestibular labyrinth. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 97, 577-584 (1988).
- Dodson, H. C. Loss and survival of spiral ganglion neurons in the guinea pig after intracochlear perfusion with aminoglycosides. Journal of neurocytology. 26, 541-556 (1997).
- Wanamaker, H. H., Gruenwald, L., Damm, K. J., Ogata, Y., Slepecky, N. Dose-related vestibular and cochlear effects of transtympanic gentamicin. The American journal of otology. 19, 170-179 (1998).
- Lee, K. S., Kimura, R. S. Effect of ototoxic drug administration to the endolymphatic sac. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 100, 355-360 (1991).
- Schmiedt, R. A., Okamura, H. O., Lang, H., Schulte, B. A. Ouabain application to the round window of the gerbil cochlea: a model of auditory neuropathy and apoptosis. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 3, 223-233 (2002).
- Schmiedt, R. A., Lang, H., Okamura, H. O., Schulte, B. A. Effects of furosemide applied chronically to the round window: a model of metabolic presbyacusis. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 9643-9650 (2002).
- Suzuki, M., Kikuchi, T., Ikeda, K. Endocochlear potential and endolymphatic K+ changes induced by gap junction blockers. Acta oto-laryngologica. 124, 902-906 (2004).
- Chen, Z., Mikulec, A. A., McKenna, M. J., Sewell, W. F., Kujawa, S. G. A method for intracochlear drug delivery in the mouse. Journal of neuroscience methods. 150, 67-73 (2006).
- Husmann, K. R., Morgan, A. S., Girod, D. A., Durham, D. Round window administration of gentamicin: a new method for the study of ototoxicity of cochlear hair cells. Hearing research. 125, 109-119 (1998).
- Heydt, J. L., Cunningham, L. L., Rubel, E. W., Coltrera, M. D. Round window gentamicin application: an inner ear hair cell damage protocol for the mouse. Hearing research. 162, 65-74 (2004).
- Palmgren, B., Jin, Z., Ma, H., Jiao, Y., Olivius, P. beta-Bungarotoxin application to the round window: an in vivo deafferentation model of the inner ear. Hearing research. 265, 70-76 (2010).
- Lang, H., Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Effects of chronic furosemide treatment and age on cell division in the adult gerbil inner ear. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 4, 164-175 (2003).
- Lang, H., Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Ouabain induces apoptotic cell death in type I spiral ganglion neurons, but not type II neurons. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 6, 63-74 (2005).
- Lang, H., et al. Transplantation of mouse embryonic stem cells into the cochlea of an auditory-neuropathy animal model: effects of timing after injury. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 9, 225-240 (2008).
- Stevens, S. M., et al. Heptanol application to the mouse round window: a model for studying cochlear lateral wall regeneration. Otolaryngology–head and neck surgery : official journal of American Academy of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 150, 659-665 (2014).
- Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing research. 130, 94-107 (1999).
- Hequembourg, S., Liberman, M. C. Spiral ligament pathology: a major aspect of age-related cochlear degeneration in C57BL/6 mice. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 2, 118-129 (2001).
- Ohlemiller, K. K., Gagnon, P. M. Apical-to-basal gradients in age-related cochlear degeneration and their relationship to ‘primary’ loss of cochlear neurons. The Journal of comparative neurology. 479, 103-116 (2004).
- Tadros, S. F., D’Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Apoptosis-related genes change their expression with age and hearing loss in the mouse cochlea. Apoptosis : an international journal on programmed cell death. 13, 1303-1321 (2008).
- Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Novel approach to select genes from RMA normalized microarray data using functional hearing tests in aging mice. Journal of neuroscience. 171, 279-287 (2008).
- Tang, X., et al. Age-related hearing loss: GABA, nicotinic acetylcholine and NMDA receptor expression changes in spiral ganglion neurons of the mouse. 神经科学. 259, 184-193 (2014).
- Borkholder, D. A., Zhu, X., Frisina, R. D. Round window membrane intracochlear drug delivery enhanced by induced advection. Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society. 174, 171-176 (2014).
- Tadros, S. F., D’Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Gene expression changes for antioxidants pathways in the mouse cochlea: relations to age-related hearing deficits. PloS one. 9, e90279 (2014).
- Lang, H., et al. Sox2 up-regulation and glial cell proliferation following degeneration of spiral ganglion neurons in the adult mouse inner ear. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 12, 151-171 (2011).
