Various methods exist for introducing ototoxic agents to the cochleae of animal models. Presented is a surgical protocol for delivery of ototoxic agents to the round window niche. The procedure is reliable, creates targeted intra-cochlear lesions, and avoids mechanical damage to the microarchitecture. Examination of cochlear self-repair/regeneration is possible.
Investigators have utilized a wide array of animal models and investigative techniques to study the mammalian auditory system. Much of the basic research involving the cochlea and its associated neural pathways entails exposure of model cochleae to a variety of ototoxic agents. This allows investigators to study the effects of targeted damage to cochlear structures, and in some cases, the self-repair or regeneration of those structures. Various techniques exist for delivery of ototoxic agents to the cochlea. When selecting a particular technique, investigators must consider a number of factors, including the induction of inadvertent systemic toxicity, the amount of cochlear damage produced by the surgical procedure itself, the type of lesion desired, animal survivability, and reproducibility/reliability of results. Currently established techniques include parenteral injection, intra-peritoneal injection, trans-tympanic injection, endolymphatic sac injection, and cochleostomy with perilymphatic perfusion. Each of these methods has been successfully utilized and is well described in the literature; yet, each has various shortcomings. Here, we present a technique for topical application of ototoxic agents directly to the round window niche. This technique is non-invasive to inner ear structures, produces rapid onset of reliably targeted lesions, avoids systemic toxicity, and allows for an intra-animal control (the contra-lateral ear). Results stemming from this approach have helped deeper understanding of auditory pathophysiology, cochlear cell degeneration, and regenerative capacity in response to an acute injury. Future investigations may use this method to conduct interventional studies involving gene therapy and stem cell transplantation to combat hearing loss.
研究者已使用动物模型的各种各样的研究听觉系统的正常功能,以及听力损失的病理生理学。这些模型也可用于进行抗各种病理过程的干预研究非常有用,并作为用于人受试者平移应用程序的基础。对于大多数的研究涉及耳蜗和其相关联的听觉通路,某种程度的损伤或破坏,必须引入到系统中。通常,损伤是故意旨在创建特定病变,允许调查研究这一病变在正常功能,以及从中恢复耳蜗能力的效果。当选择一个特定的动物模型和/或技术(多个)用于引入损害,一些必须考虑的因素,以达到最佳的可能结果。各种动物模型可以有不同的反应,以干预,而技术的直接和间接影响可能是完全有害的所期望的结果。在大多数情况下,提供了理想内耳损伤协议将避免全身性毒性,迅速且可靠地产生损伤,建立精确的和一致的病变,并生存能力,以允许功能,细胞和分子变化进一步研究。理想情况下,这些方法也将保持耳蜗的微妙微架构和电化学梯度,以尽最大可能。
迄今为止,研究人员已经成功地建立了许多技术以诱导内耳损伤。大多数这些意味着暴露耳蜗耳毒性剂全身或通过外科手术的方法。技术包括肠胃外注射,腹膜内注射,反式鼓室注射,内淋巴囊注射和内耳开窗与外淋巴灌注。这些技术已被用于引入各种耳毒性剂,如呋塞米,庆大霉素,哇巴因,和庚1-5虽然成功地创建特定的耳蜗病变,上述技术也已经承认局限性。全身注射可以给动物剧毒,并且可以与意外的耳蜗损伤和不一致的结果相关联。后者的缺点也与反式鼓室注射相关联。技术如内耳开窗和外淋巴灌注,而能够诱导快速和高可靠的病变,是直接侵入到内耳结构和功能。被许多的手术方法也与技术难度高的关联度,并可能需要留在动物异物,如一个微型泵输液。2-4,6-8没有单一的技术是免费的缺点,和调查人员必须选择方法仔细,以满足他们的实验需要。这里,我们描述,详细地说,圆窗龛(RWN),用于在成年小鼠局部递送的耳毒性剂的应用技术。
网络连接由Husmann等人于1998年在研究在禽类模型上感觉毛细胞变性庆大霉素的效果首先描述的,这种技术被认为是能够产生显著更可靠病变不是全身庆大霉素的应用,同时避免关联的毒性。9此后,一其他一些研究人员,包括我们的实验室,已经利用该技术取得了巨大成功。 2004年,Heydt等。适应它的小鼠模型和描述的填充吸收性明胶海绵浸泡在不同庆大霉素浓度RWN控制损伤尺寸的增强能力。10 Palmgren等人,在2010年,研究了β-内银环蛇毒素的耳毒性作用,一种强效在台湾的毒液元件带状板条箱,通过应用它的一个含水形式到成年大鼠RWN 11此外,一些本实验室以前的研究已经利用圆窗方法来研究呋塞米的耳毒性作用即,哇巴因,和庚醇。这些研究的结果5,6,12-15已经证明耳蜗流体和听力正常离子平衡的重要性,发现在螺旋神经节和耳蜗侧壁细胞增殖能力,和进一步推动我们的理解与年龄相关的听力损失。
下面的方法包括通过耳后切口及骨鼓泡部分去顶术手术访问中耳。这允许RWN和膜向其中一个选择的耳毒性剂可以直接施加的优良的曝光。液剂然后在RWN的杯状中空池(或缓慢排出从包装到RWN饱和吸收性明胶海绵载体),并通过圆窗膜进入耳蜗前庭的外淋巴空间扩散。没有直接的内耳是在这种方法。这种技术的优点包括保护内耳微架构,避免全身毒性的内部动物控制耳,津贴,迅速 起效,在某些耳蜗细胞类型的选择性变性(例如,I型螺旋神经节细胞哇巴因曝光和耳蜗型诱导庚治疗II纤维细胞)和可重复性/可靠的结果。这种技术可以与其他啮齿类动物,包括大鼠,豚鼠,沙鼠和之间变化很少被应用。缺点包括一个陡峭的技术学习曲线和耳毒性侮辱被限制在单个时间点的相对限制。
上述协议和有代表性的结果在CBA / CAJ小鼠模型,包括男女获得。这近交系被确立为一种“听觉”的标准和“正常衰老”的模式审理研究。16-23说明使用该协议在其他哺乳动物模型的讨论已经超出了本文的范围。读者必须留意的是,RWN应用技术提供了多种优势,研究哺乳动物的内耳。这些中,最显着的是,它避免了细腻的解剖结构的直接破坏和听囊的壁中存在的生化梯度。程序如内耳开窗和输液泵植入有倾向直接违反内耳结构导致永久性阈移;必须分析的结果时,应考虑到一个事实。耳蜗侧壁结构,通过侵入其实现方法具破坏DS还可以限制使用耳毒性药物如速尿或庚,其效果特定区域仅限于该位置。15,24替代的非侵入性的方法,例如跨鼓室注射液和注射针剂也一直困扰着不可靠的成果, /或全身毒性的动物模型。这种应用方法已经证明,以避免这两个缺点,实现一致性接近于上面讨论的更侵入性的方法的水平。
这种技术的其它优点包括其被广泛的适用性的若干动物模型和可行性的掺入到现有的基础设施的实验室。关于后者,没有专门的试剂或化学品被从选择的耳毒性剂,麻醉剂,止痛剂和所需的一边。耳毒性剂通常使用在固定的浓度,并混合在足够大体积的溶液(5毫升)要持续很长一段时间考虑荷兰国际集团每一个应用程序使用约10微升(小鼠)。因此,用品和仪器的初始采购后,调查人员从耗时的溶液的制备或频繁更换材料的相对自由。该技术还提供了减少手术时间,相对于涉及外淋巴输液泵或cochleostomies植入程序,这可以是显著。一旦达到的技术熟练程度的电平,从最初的切口闭合我们的平均完成时间为通常20分钟至1.5小时,这取决于曝光所需的耳毒性剂的长度。三四个手术可以很容易地在一天内完成,从而提高效率并获得成功的结果增加了可能性。如上所述,这种技术也可以容易地应用于各种啮齿动物模型,包括小鼠,大鼠,豚鼠和沙鼠。
该方法的局限性是集中在适度陡峭的学习曲线需要掌握它,并减少预期的结果,直到技术熟练为止。如将在下面更详细讨论的,在外科手术方法或手术区域的不足可视小的错误将几乎总是导致预后较差。微妙的发现,一个新手可能无法识别,如剂的亚毫米厚的气泡阻止访问圆窗膜或间质液稀释药剂,需要时间去欣赏和发展需要纠正他们的动作技能。然而,与这些障碍物容易克服并构成那么令人畏惧的技术挑战向调查比前面提到的一些侵入性方法的步骤的重复性能。最后,该技术是与相对的限制,即耳蜗损伤只能在单个点中的手术暴露诱导时间相关联。这是可以克服的,以一定程度的,通过填充RWN与吸收性明胶海绵作为由Heydt等人所述浸泡在代理10的吸收性明胶海绵会再吸收随着时间的推移,但可以允许更长的曝光周期比是可以实现的,通过应用的单独的水溶液。
为了使研究者实现这一技术的全部优点,避免任何缺陷,重要的是认识到该技术的两个关键因素:1)始终保持中耳空间和RWN的可视化;和2)的能力,以保持手术区域自由组织液和/或血液的。在实现前者的这些,适当的头架的重要性不能被过分强调。动物的头的安全固定,确保在显微镜下稳定的图。它的重要性是十分明显的时候微妙的仪器仪表彻底的改变结构的放大倍率下的定位。一个好的^ hEAD保持器能够绕动物的延髓 – 尾轴还便于在现场研究者的线路重要动态变化。通常,旋转绕该轴线几毫米可能意味着RWN的可视化和仅听囊骨可视化之间的差别。不断地改变视图的能力也是极为重要的确保间隙液体正确地从适当位置和深处除去也是耳毒性剂充分应用之间除去在第5部分。根据我们的经验,血液,缩合,或间质液中讨论进入中耳空间具有干扰整个实验的能力。这并不奇怪,因为耳毒性剂的少量施加于圆窗(〜10微升)可以容易地通过在接触甚至少量的外来流体的稀释。出于这个原因,细致的手术剥离时,鼓泡,精心preservat零散脱帽在镫骨动脉离子都无异于一次成功的实验结果。
如果上面的关键步骤,观察和预期结果仍然没有实现,排除故障应开始。根据我们的经验,它往往是有帮助的执行两个程序要素审判的变化。第一种方法是修改与该耳毒性剂补充在圆窗的频率。根据剂被使用,总曝光时间为30分钟和1小时之间,拥有完整的排汗及随后的更换代理每10分钟的。如果暴露于较短的持续时间,提高了整体曝光可以允许代理更多时间来穿过圆窗膜扩散。附加暴露和补充也可能有助于避免不想要的稀释耳毒性剂的由血液,冷凝,或间质如以上所讨论。应使用这种方法时,可以保持谨慎,但是,因为它趋向于增加的无意的风险LY打伤镫骨动脉和/或引入间质液到RWN。
这种技术是在它所提供耳蜗生理和病理生理的调查显著。这种微创技术可以让娇嫩的生化过程的详细研究,并已经等于是在推进我们的研究旨在评估耳蜗再生潜能。12,24这种手术方式和曝光也转载在各种其他分支技术,并成功的结果使用本方法已报道耳蜗干细胞移植的研究。14还有大量未知有关耳蜗,但是,这种技术,以及提供给调查人员更广泛的医疗设备,将在缩小这一知识差距援助。
The authors have nothing to disclose.
This work was supported by National Institutes of Health (NIH) Grant number: NIH P50DC00422 (H.L.); NIH R01DC12058 (H.L.). This work also benefitted from the South Carolina Clinical and Translational Research Institution (SCTR) Clinical and Translational Science Award (NIH/NCRR UL1RR029882). The funders had no role in study design, data collection, and/or analysis. The authors would like to thank Lonnie E. Brown Jr. for his artistic and graphic contributions.
1-Heptanol 98% | Sigma-Aldrich | H2805 | PubChem Substance ID 24895536 |
250ML | |||
Ketaset Injectable | Patterson Veterinary | 07-803-6637 | Concentrate 100mg/ml |
(Ketamine HCl) | 10ml | Schedule CIII controlled substance | |
Anased Injectable | Lloyd Laboratories | NADA# 139-236 | Concentrate 20mg/ml |
(Xylazine) | |||
Buprenex Injectable | Patterson Veterinary | 07-850-2280 | Concentrate 0.3mg/ml |
(Buprenorphine HCl) | 5 ampules per box | Schedule CIII controlled substance | |
Betadine Skin Prep Solution | Medline | MDS093941 | 1 Quart screw top bottle |
(Povidone-Iodine) | |||
0.9% Sterile Saline | Variable | N/A | For mixing solutions and injections |
Table of Equipment, Surgical Instruments, and Specific Techniques | |||
Material Name | Company | Catalogue Number | Comments (optional) |
Operating Microscope | Carl Zeiss | 32192 | |
Controlled Acoustics Environment Sound Booth | Industrial Acoustics Company | N/A | |
Surgical Head Holder | Custom Made – | Please see Figure 3 | |
Medical University of South Carolina | |||
Neck Soft-Tissue Retractor (Wire Speculum, Titanium) 1.75inch | World Precision Instruments | 555801L | Maximum spread 20mm |
Embedded in disposable putty to affix dynamically to head holder | |||
90N Dental Belt Driven Hand Drill | Emesco | N/A (Vintage Item) | |
Scalpel Handle Size6 | Bard-Parker | MEDC-011990 | |
#15c Stainless Steel Surgical Scalpel Blade | Bard-Parker | SKU: 097-7215 | 50 Blades/Box |
Via ACE Surgical Supply Code | |||
Straight Tip Jewelers Forceps | Bernell | MIL17304 | |
Iris Scissors Curved | Medline | DYND04026 | |
Iris Scissors Straight | Medline | DYND04025 | |
Stevens Tenotomy Scissors Straight | Medline | MDG3222111 | |
Rosen Ear Needle Straight Shaft, Lightly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.00 | Figure 1 demonstrates angled shaft picks. This was later substituted for the Rosen picks |
Rosen Ear Needle Straight Shaft, Strongly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.01 | |
Kimwipes Delicate Task Wipers | Kimtech Science | CODE 34155 | White, Size 4.4×8.4 Inch. Cut to triangles and rolled into fine tip wicks. |
House Ear Curette, 6” shaft, light angle | Medline | MDG0396486 | |
Gelfoam (absorbable gelatin sponge) Size 100 | Medline | IIS34201 | Substitutions may be made |
Cotton pellets #3 4mm | Richmond | Manufacturer Code 100108 | |
ElectroSurgical Unit 100 E M/M | Elmed | List No. 52-5770 | Bipolar and Monopolar Capable |
1cc U-100 Insulin Syringe 28G, 0.5” length needle | BD | Product Number: 329410 | Optional for delivery of Ototoxic agent |
23G, blunt tip, 1” length needle | Kendall | Product Code 8881202397 | For controlled delivery of Ototoxic agent with less risk of damaging stapedial artery |
Surgical Mask | U-line | S-10478 | |
Exam Grade Nitrile Surgical Gloves | U-line | S-12549 | |
Precision Hair Clippers | Wahl | N/A | Multiple models may be substituted |
5-0 Nylon black monofilament suture on PC-1 13mm 3/8 circle needle | Ethilon | 1855G | Substitutions may be made. |
Instant Sealing Sterilization Pouch | Fisher | 01-812054 | |
Dry Sterilizer | ROBOZ | Germinator TM 500 | |