النهج ماوس جولة نافذة للالسامة وكيل التسليم: A السريع وتقنيات موثوقة لإحداث قوقعة تحلل الخلية
Summary
Various methods exist for introducing ototoxic agents to the cochleae of animal models. Presented is a surgical protocol for delivery of ototoxic agents to the round window niche. The procedure is reliable, creates targeted intra-cochlear lesions, and avoids mechanical damage to the microarchitecture. Examination of cochlear self-repair/regeneration is possible.
Abstract
Investigators have utilized a wide array of animal models and investigative techniques to study the mammalian auditory system. Much of the basic research involving the cochlea and its associated neural pathways entails exposure of model cochleae to a variety of ototoxic agents. This allows investigators to study the effects of targeted damage to cochlear structures, and in some cases, the self-repair or regeneration of those structures. Various techniques exist for delivery of ototoxic agents to the cochlea. When selecting a particular technique, investigators must consider a number of factors, including the induction of inadvertent systemic toxicity, the amount of cochlear damage produced by the surgical procedure itself, the type of lesion desired, animal survivability, and reproducibility/reliability of results. Currently established techniques include parenteral injection, intra-peritoneal injection, trans-tympanic injection, endolymphatic sac injection, and cochleostomy with perilymphatic perfusion. Each of these methods has been successfully utilized and is well described in the literature; yet, each has various shortcomings. Here, we present a technique for topical application of ototoxic agents directly to the round window niche. This technique is non-invasive to inner ear structures, produces rapid onset of reliably targeted lesions, avoids systemic toxicity, and allows for an intra-animal control (the contra-lateral ear). Results stemming from this approach have helped deeper understanding of auditory pathophysiology, cochlear cell degeneration, and regenerative capacity in response to an acute injury. Future investigations may use this method to conduct interventional studies involving gene therapy and stem cell transplantation to combat hearing loss.
Introduction
وقد استخدم الباحثون مجموعة واسعة من نماذج حيوانية لدراسة وظيفة طبيعية من النظام السمعي فضلا عن الفيزيولوجيا المرضية لفقدان السمع. هذه النماذج هي أيضا مفيدة للغاية لإجراء دراسات تدخل ضد العمليات المرضية المختلفة وتكون بمثابة الأساس لتطبيقات متعدية في البشر. بالنسبة لمعظم البحوث التي القوقعة السمعية والمسارات المرتبطة بها، يجب وضع حد للأضرار أو تعطل النظام. في كثير من الأحيان، ويهدف الضرر عمدا لخلق آفة معينة، مما يسمح للمحققين لدراسة تأثير تلك الآفة على وظيفة عادية، وكذلك القدرة قوقعة للتعافي من ذلك. عند اختيار نموذج معين الحيوان و / أو تقنية (الصورة) لإدخال الضرر، يجب النظر في عدد من العوامل لتحقيق أفضل النتائج الممكنة. نماذج حيوانية مختلفة قد تستجيب لمختلف التدخلات، في حين أن الآثار المباشرة وغير المباشرة لتقنية قد تكونضارة تماما إلى النتيجة المرجوة. في معظم الحالات، سوف الداخلي بروتوكول ضرر الأذن المثالي تجنب سمية جهازية، بسرعة وبشكل موثوق ينتج الضرر، وخلق الآفة دقيقة ومتناسقة، وتكون النجاة للسماح للمزيد من الدراسة للتغييرات وظيفية، الخلوية والجزيئية. من الناحية المثالية، فإن هذه الأساليب أيضا الحفاظ على المعمارية المصغرة والكهروكيميائية التدرجات الحساسة من القوقعة إلى أقصى حد ممكن.
حتى الآن، نجح الباحثون في إنشاء عدد من التقنيات للحث على إصابة الأذن الداخلية. معظم هذه تنطوي على فضح القوقعة إلى وكيل السامة إما بشكل منتظم أو عن طريق النهج الجراحية. وتشمل تقنيات الحقن الحقن، حقن داخل الصفاق، حقن العابر للطبلي، حقن الكيس اللمفي الباطن، وفغر القوقعة مع نضح اللمف المحيطي. وقد استخدمت هذه التقنيات لتقديم مجموعة متنوعة من العوامل السامة، مثل فوروسيميد، جنتاميسين، ابائين، وheptanol 1-5بينما نجحت في خلق الآفات قوقعة محددة، والتقنيات المذكورة أعلاه أيضا واعترف القيود. يمكن حقن النظامية تكون سامة للغاية للحيوان وقد يترافق مع الشتائم قوقعة غير المقصودة والنتائج غير متناسقة. كما تم المرتبطة العيب الأخير مع الحقن عبر الطبلي. تقنيات مثل فغر القوقعة ونضح اللمف المحيطي، في حين قادرة على إحداث تقرحات سريعة وموثوق بها للغاية، والغازية مباشرة إلى بنية الأذن الداخلية وظيفة. ترتبط العديد من الطرق الجراحية أيضا مع وجود درجة عالية من الصعوبة التقنية وقد تتطلب ترك أجسام غريبة في الحيوانات، مثل التحلل MICROPUMP. 2-4،6-8 لا تقنية واحدة خالية من العيوب، ويجب أن المحققين اختيار طرق بعناية لتناسب احتياجاتهم التجريبية. هنا، نحن تصف بالتفصيل، النافذة المستديرة المتخصصة (RWN) تقنية طلب تسليم موضعي وكلاء السامة في فئران بالغة.
فايوصف RST من قبل HUSMANN وآخرون في عام 1998 عندما كان يدرس تأثير الجنتاميسين على الحسي انحطاط خلية الشعر في نموذج الطيور، تم العثور على هذه التقنية لتكون قادرة على إنتاج الآفات بشكل ملحوظ أكثر موثوقية من تطبيق الجنتاميسين النظامية، مع تجنب السميات المصاحبة. 9 منذ ذلك الحين، وقد استخدمت عدد من المحققين الآخرين، بما في ذلك المختبر لدينا، هذه التقنية نجاحا كبيرا. في عام 2004، Heydt وآخرون. تكييفه مع نموذج الفأر وصفها تعزيز القدرة على التحكم في حجم الآفة عن طريق ملء RWN مع الإسفنج الجيلاتين امتصاص غارقة في تركيزات الجنتاميسين متفاوتة. 10 Palmgren آخرون، في عام 2010، ودرس الآثار السامة من بيتا بنغاروتوكسين، وهي قوية عنصر في السم من التايوانيين النطاقات قفص، من خلال تطبيق نموذج مائي منه إلى RWN الجرذان الكبار. 11 وبالإضافة إلى ذلك، فإن عددا من الدراسات السابقة من مختبرنا وقد استخدمت النهج نافذة مستديرة لدراسة الآثار السامة من furosemidه، وابائين، وheptanol. 5،6،12-15 نتائج هذه الدراسات أثبتت أهمية السوائل القوقعة والأيونات التوازن على السمع، اكتشفت خلية القدرة التكاثري في العقدة الحلزونية والجدار الجانبي قوقعة، وتعزز فهمنا لل المرتبطة بالعمر فقدان السمع.
ينطوي على النهج التالي في الوصول جراحيا في الأذن الوسطى عن طريق شق خلف صيوان الأذن وunroofing جزئية من طبلي الفقاعة العظمية. وهذا يسمح للتعرض الممتاز للRWN والغشاء الذي وكيل السامة ومن الممكن أن تطبق مباشرة. وكيل السائل ثم برك في الغور مثل كوب من RWN (أو ببطء تستنزف من امتصاص الناقل الإسفنج الجيلاتين المشبعة معبأة في RWN) وينتشر من خلال النافذة غشاء جولة في الفضاء اللمف المحيطي من الدهليز القوقعة. ولم يرصد أي فغر القوقعة مباشرة في هذا النهج. وتشمل مزايا هذا الأسلوب الحفاظ على الأذن الداخلية المعمارية المصغرة، وتجنبالسمية الجهازية، وبدل من عنصر تحكم الأذن داخل الحيوان، بداية العاجل من التأثير، انحطاط انتقائية في بعض أنواع الخلايا قوقعة (على سبيل المثال، النوع الأول دوامة الخلايا العصبية العقدية مع التعرض ابائين ونوع القوقعة II الخلايا الليفية الناجم عن علاج heptanol)، والنتائج استنساخه / موثوقة. هذه التقنية يمكن تطبيقها مع بعض التعديلات بين أنواع القوارض الأخرى، بما في ذلك الفئران والخنازير الغينية، والجربوع. وتشمل النواحي منحنى التعلم التقني حاد والحد النسبي من إهانة السامة التي مقيدة إلى نقطة واحدة في الوقت المناسب.
Protocol
Representative Results
Discussion
تم الحصول على نتائج البروتوكول والتمثيلية المذكورة أعلاه في نموذج الفأر CBA / CAJ بما في ذلك كلا الجنسين. تم تأسيس هذه السلالة الفطرية كذلك معيار "الاستماع الجيد" و "الشيخوخة الطبيعية" نموذج في البحث السمع. 16-23 وصف استخدام هذا البروتوكول في نماذج الثدييات الأخرى خارج نطاق هذا النص. القارئ ينبغي أن نلاحظ، مع ذلك، أن تقنية التطبيق RWN تقدم العديد من المزايا لدراسة الأذن الداخلية الثدييات. من هذه، وأبرزها هو أنه يتجنب انقطاع المباشر من التركيب التشريحي الدقيق والتدرجات الكيميائية الحيوية التي توجد داخل جدران الكبسولة أذني. إجراءات مثل فغر القوقعة وزرع مضخات حقن لديها الميل إلى تنتهك مباشرة الهياكل الأذن الداخلية مما يؤدي إلى تحولات عتبة الدائمة؛ وهذه حقيقة يجب أن تؤخذ بعين الاعتبار عند تحليل النتائج. اختلال الهياكل الجدار الجانبي القوقعة التي كتبها metho الغازيةقد DS أيضا الحد من استخدام وكلاء السامة مثل فوروسيميد أو heptanol، الذين محدد المنطقة من تأثير يقتصر على هذا الموقع. 15،24 النهج غير الغازية البديلة مثل الحقن عبر الطبلي والحقن الوريدية قد تعاني من نتائج لا يمكن الاعتماد عليها و / أو سمية جهازية إلى نموذج حيواني. وقد أثبتت هذه الطريقة تطبيق لتجنب كل من هذه العيوب، وتحقيق مستوى من الاتساق يقترب ذلك من أساليب أكثر الغازية التي نوقشت أعلاه.
وتشمل المزايا الأخرى لهذه التقنية يتم تطبيقها على نطاق واسع لعدد من النماذج الحيوانية وجدوى لتدرج في بنية تحتية المختبرات القائمة. بخصوص هذا الأخير، ليس هناك حاجة لالكواشف الكيميائية المتخصصة أو جانبا من اختيار السامة وكلاء، والتخدير، والمسكنات. وتستخدم وكلاء السامة عادة بتركيز ثابت ومختلطة في حجم كبير بما فيه الكفاية من حل (5 مل) إلى آخر فترات طويلة من الزمن النظرجي كل تطبيق يستخدم حوالي 10 ميكرولتر (في الفئران). وهكذا، وبعد الشراء الأولي من اللوازم والأدوات والمحققين أحرار نسبيا من مضيعة للوقت إعداد الحل أو الاستبدال المتكرر للمواد. كما يوفر هذا الأسلوب تخفيضات في الوقت المنطوق، والتي قد تكون كبيرة بالمقارنة مع الإجراءات التي تنطوي على زرع مضخات حقن المحيط باللمف أو cochleostomies. عند بلوغ مستوى من الكفاءة الفنية، وكان لدينا متوسط وقت الانتهاء من شق الأولي لإغلاق عادة 20 دقيقة إلى 1.5 ساعة اعتمادا على طول التعرض المطلوب للعامل السامة. قد بسهولة أن تكتمل ثلاث أو أربع عمليات جراحية في يوم واحد، مما يتيح لزيادة الكفاءة وزيادة إمكانية الحصول على نتائج ناجحة. كما هو موضح أعلاه، هذه التقنية يمكن أيضا تطبيقها بسهولة إلى مجموعة متنوعة من نماذج القوارض بما في ذلك الفئران والجرذان والخنازير الغينية والجربوع.
وتتركز القيود المفروضة على هذا الأسلوب علىمتوسطة منحنى التعلم حاد بحاجة إلى السيطرة عليه وانخفض النتائج المتوقعة حتى يتم التوصل إلى الكفاءة الفنية. كما ستتم مناقشته بمزيد من التفصيل أدناه، سوف الأخطاء الصغيرة خلال النهج الجراحية أو التصور الكافي للالجراحي الميداني تؤدي دائما تقريبا إلى نتائج سيئة. النتائج الدقيقة التي قد تفشل مبتدئ الاعتراف، مثل سميك فقاعة الهواء لمنعها من الوصول دون ملليمتر من وكيل إلى إطار غشاء مستديرة أو السائل الخلالي تمييع وكيل، يستغرق وقتا طويلا لنقدر وتطوير المهارات الحركية اللازمة لتصحيحها. ومع ذلك، مع الأداء المتكرر لإجراء هذه العقبات والتغلب عليه بسهولة، وتشكل تحديا تقنيا أقل ترويعا للمحققين من بعض الأساليب الغازية المذكورة آنفا. وأخيرا، ويرتبط هذا الأسلوب مع الحد النسبي الذي الإصابة قوقعة لا يمكن إلا أن يتسبب في نقطة واحدة في الوقت المناسب أثناء التعرض للعمليات الجراحية. هذا يمكن التغلب عليها لدرجة معينة، عن طريق ملء RWN مع الإسفنج الجيلاتين امتصاص غارقة في عامل كما وصفت من قبل Heydt وآخرون. 10 والجيلاتين الإسفنج امتصاص ممتص مع مرور الوقت، ولكن قد تسمح للفترة تعرض أطول مما هو تحقيقه من خلال تطبيق محلول مائي وحدها.
من أجل محقق لتحقيق المزايا الكاملة لهذا الأسلوب وتجنب أي عثرات، فمن الأهمية بمكان أن ندرك اثنين من العناصر الحاسمة لهذه التقنية: 1) الحفاظ على التصور للفضاء الأذن الوسطى وRWN باستمرار. و2) القدرة على الحفاظ على الجراحي الميداني خالية من السائل الخلالي و / أو الدم. في تحقيق سابق من هذه، وأهمية رأس صاحب السليم لا يمكن المبالغة في التأكيد عليها. تثبيت آمن للرأس الحيوان يضمن رأي مستقر تحت المجهر. أهمية التي تصبح واضحة بسهولة عندما أجهزة خفية يتغير بشكل جذري وضعية الهياكل تحت التكبير. A ح جيدةحامل EAD التي يمكن أن تدور حول محور منقاري-الذيلية الحيوان يسهل أيضا تغييرات ديناميكية مهمة في خط المحقق من الموقع. في كثير من الأحيان، يمكن أن بضعة ملليمترات الدوران حول هذا المحور يعني الفرق بين التصور من RWN والتصور فقط الكبسولة العظام أذني. القدرة على تغيير باستمرار نظرا أيضا قصوى لضمان السائل الخلالي وإزالتها بشكل صحيح من أعماق المتخصصة وأيضا أن وكيل السامة تتم إزالة تماما بين التطبيقات على النحو المبين في الجزء 5. في تجربتنا، والدم، والتكثيف، أو السائل الخلالي الذي يدخل حيز الأذن الوسطى لديه القدرة على التدخل مع التجربة برمتها. وهذا ليس مستغربا، حيث أن كمية ضئيلة من وكيل السامة تطبيقها على نافذة مستديرة (~ 10 ميكرولتر) يمكن بسهولة أن تضعف من قبل ملامسة حتى كميات صغيرة من السوائل دخيلة. لهذا السبب، تشريح جراحي دقيق، uncapping الجزئية من الفقاعة الطبلية وpreservat دقيقأيون الشريان الركابي هي بمثابة النتائج التجريبية الناجحة.
إذا لوحظ وما زالت لم تحقق النتائج المتوقعة الخطوات الحاسمة المذكورة أعلاه، يجب أن تبدأ استكشاف الأخطاء وإصلاحها. في تجربتنا، وغالبا ما يكون من المفيد أن تؤدي الاختلافات محاكمة اثنين من العناصر الإجرائية. الأول هو تعديل التردد الذي يتم تجديدها وكيل السامة في إطار الجولة. اعتمادا على وكيل المستخدمة، ومجموع وقت التعرض ما بين 30 دقيقة و 1 ساعة، مع فتل كامل واستبدال لاحق للعامل كل 10 دقيقة. إذا تعرض لفترات أقصر، وزيادة التعرض الإجمالي قد تسمح للعامل مزيد من الوقت لنزع فتيل عبر نافذة غشاء المستديرة. تعرض إضافي وتجديد قد يساعد أيضا على تجنب تخفيف غير المرغوب فيها من وكيل السامة عن طريق الدم، والتكثيف، أو فراغي على النحو المذكور أعلاه. ينبغي الحفاظ الحذر عند استخدام هذا النهج، ومع ذلك، لأنه يميل إلى زيادة خطر غير مقصودلاي اصابة الشريان الركابي و / أو إدخال السائل الخلالي إلى RWN.
هذه التقنية هي كبيرة في ما تقدم أن التحقيقات في علم وظائف الأعضاء القوقعة والفيزيولوجيا المرضية. تسمح هذه التقنية التنظيرية دراسة مفصلة عن العمليات الكيميائية الحيوية الحساسة، وكان بمثابة في تعزيز أبحاثنا التي تهدف إلى تقييم إمكانات التجدد القوقعة. 12،24 هذا النهج الجراحية والتعرض ويرد أيضا عبر مجموعة متنوعة من التقنيات فرع الأخرى، ونتائج ناجحة باستخدام هذه تم الإبلاغ عن طريقة في دراسات قوقعة زرع الخلايا الجذعية. ولا يزال 14 هناك قدر كبير معروف عن القوقعة، ولكن هذا الأسلوب، جنبا إلى جنب مع عتاد أوسع متاح للمحققين، سوف تساعد في تضييق هذه الفجوة المعرفية.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
This work was supported by National Institutes of Health (NIH) Grant number: NIH P50DC00422 (H.L.); NIH R01DC12058 (H.L.). This work also benefitted from the South Carolina Clinical and Translational Research Institution (SCTR) Clinical and Translational Science Award (NIH/NCRR UL1RR029882). The funders had no role in study design, data collection, and/or analysis. The authors would like to thank Lonnie E. Brown Jr. for his artistic and graphic contributions.
Materials
| 1-Heptanol 98% | Sigma-Aldrich | H2805 | PubChem Substance ID 24895536 |
| 250ML | |||
| Ketaset Injectable | Patterson Veterinary | 07-803-6637 | Concentrate 100mg/ml |
| (Ketamine HCl) | 10ml | Schedule CIII controlled substance | |
| Anased Injectable | Lloyd Laboratories | NADA# 139-236 | Concentrate 20mg/ml |
| (Xylazine) | |||
| Buprenex Injectable | Patterson Veterinary | 07-850-2280 | Concentrate 0.3mg/ml |
| (Buprenorphine HCl) | 5 ampules per box | Schedule CIII controlled substance | |
| Betadine Skin Prep Solution | Medline | MDS093941 | 1 Quart screw top bottle |
| (Povidone-Iodine) | |||
| 0.9% Sterile Saline | Variable | N/A | For mixing solutions and injections |
| Table of Equipment, Surgical Instruments, and Specific Techniques | |||
| Material Name | Company | Catalogue Number | Comments (optional) |
| Operating Microscope | Carl Zeiss | 32192 | |
| Controlled Acoustics Environment Sound Booth | Industrial Acoustics Company | N/A | |
| Surgical Head Holder | Custom Made – | Please see Figure 3 | |
| Medical University of South Carolina | |||
| Neck Soft-Tissue Retractor (Wire Speculum, Titanium) 1.75inch | World Precision Instruments | 555801L | Maximum spread 20mm |
| Embedded in disposable putty to affix dynamically to head holder | |||
| 90N Dental Belt Driven Hand Drill | Emesco | N/A (Vintage Item) | |
| Scalpel Handle Size6 | Bard-Parker | MEDC-011990 | |
| #15c Stainless Steel Surgical Scalpel Blade | Bard-Parker | SKU: 097-7215 | 50 Blades/Box |
| Via ACE Surgical Supply Code | |||
| Straight Tip Jewelers Forceps | Bernell | MIL17304 | |
| Iris Scissors Curved | Medline | DYND04026 | |
| Iris Scissors Straight | Medline | DYND04025 | |
| Stevens Tenotomy Scissors Straight | Medline | MDG3222111 | |
| Rosen Ear Needle Straight Shaft, Lightly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.00 | Figure 1 demonstrates angled shaft picks. This was later substituted for the Rosen picks |
| Rosen Ear Needle Straight Shaft, Strongly Curved Tip | MytaMed | Item# 6.56.01 | |
| Kimwipes Delicate Task Wipers | Kimtech Science | CODE 34155 | White, Size 4.4×8.4 Inch. Cut to triangles and rolled into fine tip wicks. |
| House Ear Curette, 6” shaft, light angle | Medline | MDG0396486 | |
| Gelfoam (absorbable gelatin sponge) Size 100 | Medline | IIS34201 | Substitutions may be made |
| Cotton pellets #3 4mm | Richmond | Manufacturer Code 100108 | |
| ElectroSurgical Unit 100 E M/M | Elmed | List No. 52-5770 | Bipolar and Monopolar Capable |
| 1cc U-100 Insulin Syringe 28G, 0.5” length needle | BD | Product Number: 329410 | Optional for delivery of Ototoxic agent |
| 23G, blunt tip, 1” length needle | Kendall | Product Code 8881202397 | For controlled delivery of Ototoxic agent with less risk of damaging stapedial artery |
| Surgical Mask | U-line | S-10478 | |
| Exam Grade Nitrile Surgical Gloves | U-line | S-12549 | |
| Precision Hair Clippers | Wahl | N/A | Multiple models may be substituted |
| 5-0 Nylon black monofilament suture on PC-1 13mm 3/8 circle needle | Ethilon | 1855G | Substitutions may be made. |
| Instant Sealing Sterilization Pouch | Fisher | 01-812054 | |
| Dry Sterilizer | ROBOZ | Germinator TM 500 | |
References
- Kimura, R. S., Iverson, N. A., Southard, R. E. Selective lesions of the vestibular labyrinth. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 97, 577-584 (1988).
- Dodson, H. C. Loss and survival of spiral ganglion neurons in the guinea pig after intracochlear perfusion with aminoglycosides. Journal of neurocytology. 26, 541-556 (1997).
- Wanamaker, H. H., Gruenwald, L., Damm, K. J., Ogata, Y., Slepecky, N. Dose-related vestibular and cochlear effects of transtympanic gentamicin. The American journal of otology. 19, 170-179 (1998).
- Lee, K. S., Kimura, R. S. Effect of ototoxic drug administration to the endolymphatic sac. The Annals of otology, rhinology, and laryngology. 100, 355-360 (1991).
- Schmiedt, R. A., Okamura, H. O., Lang, H., Schulte, B. A. Ouabain application to the round window of the gerbil cochlea: a model of auditory neuropathy and apoptosis. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 3, 223-233 (2002).
- Schmiedt, R. A., Lang, H., Okamura, H. O., Schulte, B. A. Effects of furosemide applied chronically to the round window: a model of metabolic presbyacusis. The Journal of neuroscience : the official journal of the Society for Neuroscience. 22, 9643-9650 (2002).
- Suzuki, M., Kikuchi, T., Ikeda, K. Endocochlear potential and endolymphatic K+ changes induced by gap junction blockers. Acta oto-laryngologica. 124, 902-906 (2004).
- Chen, Z., Mikulec, A. A., McKenna, M. J., Sewell, W. F., Kujawa, S. G. A method for intracochlear drug delivery in the mouse. Journal of neuroscience methods. 150, 67-73 (2006).
- Husmann, K. R., Morgan, A. S., Girod, D. A., Durham, D. Round window administration of gentamicin: a new method for the study of ototoxicity of cochlear hair cells. Hearing research. 125, 109-119 (1998).
- Heydt, J. L., Cunningham, L. L., Rubel, E. W., Coltrera, M. D. Round window gentamicin application: an inner ear hair cell damage protocol for the mouse. Hearing research. 162, 65-74 (2004).
- Palmgren, B., Jin, Z., Ma, H., Jiao, Y., Olivius, P. beta-Bungarotoxin application to the round window: an in vivo deafferentation model of the inner ear. Hearing research. 265, 70-76 (2010).
- Lang, H., Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Effects of chronic furosemide treatment and age on cell division in the adult gerbil inner ear. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 4, 164-175 (2003).
- Lang, H., Schulte, B. A., Schmiedt, R. A. Ouabain induces apoptotic cell death in type I spiral ganglion neurons, but not type II neurons. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 6, 63-74 (2005).
- Lang, H., et al. Transplantation of mouse embryonic stem cells into the cochlea of an auditory-neuropathy animal model: effects of timing after injury. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 9, 225-240 (2008).
- Stevens, S. M., et al. Heptanol application to the mouse round window: a model for studying cochlear lateral wall regeneration. Otolaryngology–head and neck surgery : official journal of American Academy of Otolaryngology-Head and Neck Surgery. 150, 659-665 (2014).
- Zheng, Q. Y., Johnson, K. R., Erway, L. C. Assessment of hearing in 80 inbred strains of mice by ABR threshold analyses. Hearing research. 130, 94-107 (1999).
- Hequembourg, S., Liberman, M. C. Spiral ligament pathology: a major aspect of age-related cochlear degeneration in C57BL/6 mice. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 2, 118-129 (2001).
- Ohlemiller, K. K., Gagnon, P. M. Apical-to-basal gradients in age-related cochlear degeneration and their relationship to ‘primary’ loss of cochlear neurons. The Journal of comparative neurology. 479, 103-116 (2004).
- Tadros, S. F., D’Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Apoptosis-related genes change their expression with age and hearing loss in the mouse cochlea. Apoptosis : an international journal on programmed cell death. 13, 1303-1321 (2008).
- Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Novel approach to select genes from RMA normalized microarray data using functional hearing tests in aging mice. Journal of neuroscience. 171, 279-287 (2008).
- Tang, X., et al. Age-related hearing loss: GABA, nicotinic acetylcholine and NMDA receptor expression changes in spiral ganglion neurons of the mouse. 神经科学. 259, 184-193 (2014).
- Borkholder, D. A., Zhu, X., Frisina, R. D. Round window membrane intracochlear drug delivery enhanced by induced advection. Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society. 174, 171-176 (2014).
- Tadros, S. F., D’Souza, M., Zhu, X., Frisina, R. D. Gene expression changes for antioxidants pathways in the mouse cochlea: relations to age-related hearing deficits. PloS one. 9, e90279 (2014).
- Lang, H., et al. Sox2 up-regulation and glial cell proliferation following degeneration of spiral ganglion neurons in the adult mouse inner ear. Journal of the Association for Research in Otolaryngology : JARO. 12, 151-171 (2011).
