JoVE Journal > Immunology and Infection
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
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免疫与感染

All'inizio virali ingresso saggi per l'identificazione e la valutazione di composti antivirali

Published: October 29, 2015
doi:
10.3791/53124
, , , ,
1Department of Chinese Medicine,Taipei Medical University Hospital, 2Department of Obstetrics and Gynecology, School of Medicine, College of Medicine,Taipei Medical University, 3Department of Microbiology and Immunology, School of Medicine, College of Medicine,Taipei Medical University, 4Division of Hematology and Oncology, Department of Internal Medicine,Taipei Medical University Hospital, 5Department of Internal Medicine, School of Medicine, College of Medicine,Taipei Medical University, 6Graduate Institute of Medical Sciences, College of Medicine,Taipei Medical University

Summary

Here, we present a protocol that examines specific steps of the viral entry to identify and evaluate novel antiviral agents.

Abstract

Cell-based systems are useful for discovering antiviral agents. Dissecting the viral life cycle, particularly the early entry stages, allows a mechanistic approach to identify and evaluate antiviral agents that target specific steps of the viral entry. In this report, the methods of examining viral inactivation, viral attachment, and viral entry/fusion as antiviral assays for such purposes are described, using hepatitis C virus as a model. These assays should be useful for discovering novel antagonists/inhibitors to early viral entry and help expand the scope of candidate antiviral agents for further drug development.

Introduction

Viral infections are a constant threat to the public health and a significant cause of epidemic diseases, morbidity, and deaths worldwide. Specific modes of control against viral infections include vaccine development and antiviral therapies. While vaccine efforts have proven successful in immunizing against several viruses, many viral pathogens remain without a protective vaccine including dengue virus (DENV), human cytomegalovirus (HCMV), hepatitis C virus (HCV), human immunodeficiency virus (HIV), and respiratory syncytial virus (RSV)1-5. Antivirals, on the other hand, play an important role for the management of these viral infections when prophylactic vaccines are unavailable. However, to date, only few licensed and cost-effective antiviral drugs are available compared to the number of viral pathogens that threatens the public health. More importantly, due to an increase in global travel and rapid urbanization, the situation is aggravated by risks of epidemic outbreaks from emerging/re-emerging viral infections that are being introduced into non-indigenous areas6. Recent outbreaks caused by severe acute respiratory syndrome (SARS) virus, influenza viruses (H1N1, H5N1, H3N2, and H7N9), DENV, West Nile virus (WNV), measles virus (MV), Middle East Respiratory Syndrome (MERS) virus, and Ebola virus6-12 are among the examples reflecting the need for antivirals development when immunization and/or therapeutics are unavailable. In addition, there is always a potential risk of generating drug-resistant infections with currently used antivirals. Thus, the continuous development and expansion of the scope of antivirals to these emerging/re-emerging viral infections are necessary to provide better management strategies and safeguard the public health.

Most antiviral therapies consist of direct acting antivirals (DAAs) which target a specific viral protein or cofactor that mediates important steps in the viral life cycle. For example, the nucleoside analogue Acyclovir inhibits herpesvirus DNA polymerase, protease inhibitors Boceprevir and Telaprevir antagonize the HCV NS3, and Oseltamivir and Zanamivir are neuraminidase inhibitors that block the release of influenza virus particles from infected cells13-15. There are however very few licensed viral entry inhibitors including Enfuvirtide, which targets HIV gp41 to prevent fusion, and Maraviroc, which blocks the HIV co-receptor CCR5, thereby preventing viral entry16. Exploring novel antagonists/inhibitors to viral entry could help provide additional therapeutics for prophylactic or therapeutic use, such as in combination with other antivirals with a different mechanism of action to better manage viral infections17-19.

Identification of antivirals can involve structure-guided drug design and candidate drug screening-based strategy. Methods for assessing antiviral activity of test agents include biochemical assays of enzymatic activity and evaluation by cell-based systems20-23. In cell-based systems, the viral life cycle can be dissected into distinct stages of infection, such as entry events (attachment, fusion, uncoating), the replication phase (viral genome replication and protein translation), and virion egress (assembly, maturation, and release). Since the assays can be adapted to investigate each specific stage using various tools and methods, this approach allows identification/examination of potential candidate antivirals with a specific mechanism of action targeting the distinct stage analyzed. For instance, to analyze drug effect specifically on the free virus particles prior to binding to the host cell, a ‘viral inactivation assay’ can be performed. In this assay, the virus is allowed to incubate with the test drug and then diluted to titrate out the drug before infecting a cell monolayer. Additional steps such as viral attachment and entry/fusion stages can also be analyzed individually, by shifting the temperature during the infection. For many enveloped viruses, viral entry/fusion at the host cell membrane is greatly facilitated at 37 °C, but is typically precluded at 4 °C which does not affect virus binding24-29. Finally, the use of reporter viruses or cell systems could facilitate these studies and permit a high-throughput analysis.

We previously employed the cell-based approach and dissected the early entry of various enveloped viruses for the examination of antiviral compounds that potentially antagonize viral entry30,31. Herein, the various methods used, including viral inactivation, viral attachment, and viral entry/fusion assays, are described.

Protocol

Nota: verificare che tutte le procedure che coinvolgono coltura cellulare e l'infezione da virus sono condotte in cappe di biosicurezza certificate che sono appropriati per il livello di biosicurezza dei campioni essere manipolati. Per lo scopo di descrivere i protocolli, Gaussia luciferasi giornalista HCV-tag è usato come modello di virus 32. Nel contesto dei risultati rappresentativi, l'acido composti chebulagic (CHLA) e punicalagin (PUG) sono utilizzati come farmaci antivirali candidati che hanno come target le interazioni glicoproteina virale con glicosaminoglicani superficie cellulare durante la ingresso del virus presto passi 31. Eparina, che è noto per interferire con l'ingresso di molti virus 30,31,33,34, viene usato come trattamento controllo positivo in questo contesto. Per informazioni generali di base sulle tecniche di virologia, la propagazione di virus, determinazione del titolo del virus, e l'espressione della dose infettante in unità formanti placca (PFU), si concentrano unità formanti (FFU), o molteplicità di infezione (MOI), il lettore è reFERRED di riferimento 35. Per esempi precedenti e condizioni ottimizzate utilizzati per virus mostrati nei risultati rappresentativi, si rimanda ai riferimenti 30-32,36-39 e dettagli elencati nella Tabella 1, Figura 1A, 2A e Figura. Cultura 1. Cella, Preparazione Compound, e Compound citotossicità Grow rispettiva linea cellulare per il sistema virus da analizzare (Tabella 1). Per HCV, far crescere le cellule Huh-7.5 in modificata mezzo di Eagle Dulbecco (DMEM) supplementato con 10% di siero fetale bovino (FBS), 200 U / ml di penicillina G, 200 mg / ml di streptomicina, e 0,5 mg / ml di amfotericina B. Preparare i composti in esame ei controlli utilizzando rispettivi solventi: per esempio, sciogliere CHLA e PUG in dimetilsolfossido (DMSO); preparare eparina in acqua bidistillata sterile. Per tutte le diluizioni successive, utilizzare terreni di coltura. Nota: Il concent finalerazione di DMSO nei trattamenti composto in esame è inferiore all'1% negli esperimenti; 1% DMSO è inclusa come trattamento controllo negativo nei saggi di confronto. Determinare la citotossicità dei composti in esame (per esempio, CHLA e PUG) sulle cellule per l'infezione virale utilizzando una vitalità cellulare determinare reagente come XTT (2,3-bis [2-metossi-4-nitro-5-solfofenil] -5-fenilammino) carbonile] idrossido -2H-tetrazolio): Per HCV, sementi Huh-7,5 cellule in un piatto da 96 pozzetti (1 × 10 4 cellule per pozzetto) e incubare a 37 ° C in un incubatore CO 2 5% O / N per ottenere un monostrato. Applicare controllo DMSO (1%) e concentrazioni crescenti dei composti di prova e CHLA PUG (es. 0, 10, 50, 100, e 500 pM) ai pozzetti di coltura in triplice copia. Incubare a 37 ° C per 72 ore, poi scarta il mezzo in piastra e lavare le cellule con 200 ml di tampone fosfato salino (PBS) due volte. Aggiungere 100 ml di assaying soluzione dal kit in vitro tossicologia basata XTT ciascun pozzetto ed incubare le piastre a 37 ° C per altri 3 ore per permettere la produzione XTT formazan. Determinare l'assorbanza con un lettore per micropiastre alla lunghezza d'onda di prova di 492 nm e una lunghezza d'onda di riferimento di 690 nm. Calcolare la percentuale di cellule sopravvissute utilizzando la seguente formula: vitalità cellulare (%) = A / As × 100%, dove 'A' e 'Come' consultare l'assorbanza dei composti in esame e il controllo solvente (ex 1% DMSO. ) trattamenti, rispettivamente. Determinare la concentrazione di citotossicità cellulare 50% (CC 50) dei composti in esame da un software di analisi come GraphPad Prism secondo il protocollo del produttore. 2. Lettura di infezione virale Nota: La lettura di infezione virale dipende dal sistema virus impiegato e può comportare metodi come saggi placca o measuring segnali giornalista da virus giornalista-tag. Il metodo per determinare l'infezione giornalista-HCV in base all'attività della luciferasi è descritto di seguito. Raccogliere i surnatanti dai pozzetti infetti e chiarire a 17.000 xg in una microcentrifuga per 5 minuti a 4 ° C. Mescolare 20 ml di surnatante di prova a 50 ml di luciferasi substrato dal kit assay luciferasi Gaussia e misurare direttamente con un luminometro secondo le istruzioni del produttore. Express HCV infettività come log 10 di unità di luce relativa (RLU) per determinare l'inibizione virale (%) e calcolare la concentrazione del 50% efficace (CE 50) dei composti in esame contro l'infezione da HCV utilizzando algoritmi da software GraphPad Prism secondo il protocollo del produttore. 3. disattivazione virale Assay Nota: esempi di periodo di incubazione e la dose virale per vari virus unri elencati nella Figura 1A. Concentrazioni più elevate del virus possono essere testati aumentando il MOI / PFU. Seme Huh-7.5 celle in una piastra a 96 pozzetti (1 × 10 4 cellule per pozzetto) e incubare a 37 ° C in un incubatore CO 2 5% O / N per ottenere un monostrato. Incubare i composti di prova o di controllo (concentrazioni finali sono: CHLA = 50 micron; PUG = 50 micron; eparina = 1,000 mg / ml; DMSO = 1%) con le particelle di HCV a 37 ° C (Figura 1A, 'a lungo termine' ) in un rapporto 1: 1. Ad esempio, per un inoculo del virus 100 ml contenente 1 x 10 4 FFU, aggiungere 100 ml di una diluizione di lavoro 100 mM CHLA; questo produce trattamento CHLA ad una concentrazione finale di 50 mM. Diluire la miscela virus-farmaco (inefficace) concentrazione "sub-terapeutica" dei composti in esame. Ad esempio, la concentrazione di CHLA inefficace e PUG contro l'HCV è a 1 pM 31; dunquequesto richiede una diluizione di 50 volte della miscela virus farmaco che può essere realizzato con 9,8 ml di mezzo basale (medium di coltura delle cellule con 2% FBS). Nota: La diluizione a concentrazione sub-terapeutica impedisce significativa interazione tra i composti di prova e la superficie della cellula ospite e consente l'esame degli effetti del trattamento sui virioni cell-free. Si noti che questa diluizione è dipendente dalla dose-risposta antivirale dei composti in esame contro la particolare infezione virale, ed è determinata prima di eseguire questo particolare test 31. Per confronto, mescolare il virus con i composti di test e immediatamente diluito (senza periodo di incubazione) alla concentrazione sub-terapeutica prima di infezione (Figura 1A, 'a breve termine'). Aggiungere 100 pl di miscela HCV-farmaco diluito sulla Huh-7.5 monostrato di cellule (la quantità di virus è ora a 1 x 10 2 FFU; finale MOI = 0.01) e incubare per 3 ore a 37 ° C per consentire viraleadsorbimento. Seguendo l'infezione, rimuovere il inoculi diluito e lavare delicatamente i pozzetti con 200 ml di PBS due volte. Nota: Eseguire le lava delicatamente per evitare di sollevare le cellule. Applicare 100 ml di terreno di base a ciascun pozzetto e incubare a 37 ° C per 72 ore. Analizzare l'infezione risultante analizzando il surnatante per l'attività luciferasi come descritto in '2. Lettura di infezione virale '. 4. Viral Allegato Assay Nota: esempi di periodo di incubazione e la dose virale per vari virus sono elencati nella Figura 2A, 'allegato'. Concentrazioni più elevate del virus possono essere testati aumentando il MOI / PFU. Seme Huh-7.5 celle in una piastra a 96 pozzetti (1 × 10 4 cellule per pozzetto) e incubare a 37 ° C in un incubatore CO 2 5% O / N per ottenere un monostrato. Pre-raffreddare i monostrati cellulari in piastre a 4 ° C for 1 ora. Co-trattare le cellule con HCV inoculo (MOI = 0.01) e composti di prova o controlli (concentrazioni finali sono: CHLA = 50 mM; PUG = 50 mM; eparina = 1,000 g / ml; DMSO = 1%) a 4 ° C per 3 ore. Ad esempio, per un inoculo del virus 90 ml contenente 1 x 10 2 FFU, aggiungere 10 ml di una diluizione di lavoro 500 mM CHLA; questo produce trattamento CHLA ad una concentrazione finale di 50 mM e un'infezione da HCV a MOI = 0.01 sul monostrato cellulare. Nota: È importante effettuare l'esperimento a 4 ° C in quanto consente per il legame del virus, ma preclude ingresso che si verifica più efficiente a 37 ° C. Effettuare l'aggiunta di composti di virus e di test su ghiaccio e la conseguente incubazione in un 4 ° C frigorifero per garantire che la temperatura è mantenuta a 4 ° C. Rimuovere il surnatante e lavare delicatamente il monostrato cellulare con 200 ml di ghiacciata PBS due volte. Nota: Eseguire le lava delicatamente per evitare di sollevare le cellule <./ li> Applicare 100 ml di terreno di base a ciascun pozzetto e incubare a 37 ° C per 72 ore. Analizzare l'infezione risultante analizzando il surnatante per l'attività luciferasi come descritto in '2. Lettura di infezione virale '. 5. Viral Entrata / Fusion Assay Nota: Esempio di periodi di incubazione e la dose virale per vari virus sono elencati nella Figura 2A 'Entry / fusione'. Concentrazioni più elevate del virus possono essere testati aumentando il MOI / PFU. Seme Huh-7.5 celle in una piastra a 96 pozzetti (1 × 10 4 cellule per pozzetto) e incubare a 37 ° C in un incubatore CO 2 5% O / N per ottenere un monostrato. Pre-raffreddare i monostrati cellulari in piastre a 4 ° C per 1 ora. Infettare le cellule con HCV (MOI = 0,01) a 4 ° C per 3 ore. Ad esempio, utilizzare un inoculo del virus 100 ml contenente 1 x 10 2 FFU. Nota: Eseguire la addizione dell'inoculo virale su ghiaccio e la conseguente incubazione in un 4 ° C frigorifero per mantenere la temperatura a 4 ° C, che permette virale entrata ma non vincolante. Rimuovere il surnatante e lavare delicatamente i monostrati cellulari con 200 ml di ghiacciata PBS due volte. Nota: Eseguire le lava delicatamente per evitare di sollevare le cellule. Trattare i pozzetti con i composti in esame o controlli (concentrazioni finali sono: CHLA = 50 mM; PUG = 50 mM; eparina = 1,000 g / ml; DMSO = 1%) e incubare a 37 ° C per 3 ore. Ad esempio, aggiungere 10 ml di una diluizione di lavoro di 500 micron CHLA a 90 ml di media, mescolare, e trattare i pozzetti; questo produce trattamento CHLA ad una concentrazione finale di 50 mM. Nota: Il passaggio da 4 ° C a 37 ° C facilita ora l'evento di ingresso / fusione virale e quindi permette la valutazione dell'effetto composti di prova 'su questo particolare punto. Aspirare il surnatante contenente droga e rimuovere non interiorizzatovirus extracellulari né dal lavaggio con 200 ml di tampone citrato (citrato di sodio 50 mM, cloruro di potassio 4 mM, pH 3,0) o PBS. Applicare 100 ml di terreno di base prima di incubazione a 37 ° C per 72 ore. Analizzare l'infezione risultante analizzando il surnatante per l'attività luciferasi come descritto in '2. Lettura di infezione virale '.

Representative Results

Nella figura 1, il 'inattivazione virale test' stata effettuata per verificare se due specifici composti CHLA naturale e PUG potrebbero inattivare i diversi virus con involucro in stato senza cellulare e prevenire l'infezione successiva. La citotossicità e antivirale dose-risposta di questi composti sono stati determinati prima di eseguire lo studio meccanicistica 31. I virus sono stati pretrattati con composti in esame e poi le miscele virus-farmaco sono stati diluiti a concentrazioni sub-terapeutiche prima dell'inoculazione sul rispettivo monostrato cellulare per ogni sistema virus. Come mostrato in Figura 1, sia CHLA e PUG sembravano interagire con i virioni cellule libere, con gravi effetti irreversibili che proteggeva il monostrato cellulare dalla successiva infezione. I due composti in esame ha realizzato un vicino di inibizione 100% contro HCMV, HCV e DENV-2, mentre un 60 – blocco 80% è stata osservata contro MV e RSV. Questi risultati Suggest che CHLA e PUG hanno un impatto diretto su queste particelle virali libere inattivando loro e neutralizzando la loro infettività. Nella figura 2, l'allegato e di ingresso / test di fusione sono stati eseguiti per esplorare l'effetto di CHLA e PUG contro questi eventi rapida entrata correlati virali da HCMV, HCV, DENV-2, MV, e RSV. Sia CHLA e PUG efficacemente impedito vincolante del virus esaminati sui rispettivi cellula ospite come mostrato dalla inibizione virale risultante (Figura 2, 'Allegato': luce barre grigie). L'effetto inibitorio sulla attaccamento virus da entrambi i composti era simile contro HCMV (Figura 2B), HCV (Figura 2C), DENV-2 (Figura 2D), e RSV (Figura 2F), che vanno da 90 – 100%. D'altra parte, PUG sembrava essere più efficace contro CHLA MV assorbente (figura 2E), con il tasso di inibizione della two composti variabili tra 50 – 80%. L'eparina trattamento di controllo, che è noto per impedire l'ingresso di molti virus, anche inibito attaccamento di HCMV, DENV-2, RSV, annuncio MV, ma era meno efficace contro HCV. La conseguente 'test di ingresso / fusione virale' esaminato se CHLA e PUG conservato la loro attività durante la fase di entrata del virus / fusione (Figura 2, 'Entry / Fusion': barre grigio scuro). Ancora una volta, sia CHLA e PUG stati osservati compromettere efficacemente l'ingresso virale passo / fusione dei virus esaminati (Figura 2B – F), ottenendo un 50 – effetto protettivo 90% corrisponde monostrato cellulare. Eparina anche potentemente inibito l'ingresso / fusione DENV-2 e infezioni da RSV, ma era meno efficace contro HCMV, HCV, e MV (<40% di inibizione in media). Virus Tipo di cella HCMV <td> HEL HCV Huh-7.5 DENV-2 Vero MV CHO-SLAM RSV HEp-2 Tabella 1:. Tipo cellula ospite per infezione virale è indicato il tipo cellulare utilizzato per ogni sistema infezione virale descritto nei risultati rappresentativi. Ulteriori dettagli riguardanti le cellule possono essere trovati in riferimento 31. Figura 1. L'inattivazione di infezioni virali da parte CHLA composti di prova e PUG diversi virus sono stati trattati con i composti di prova per un lungo periodo. (Incubate per 1,5-3 ora prima titolazione; luce barre grigie) o breve periodo (immediatamente diluita; grigio scuro bar) a 37 ° C prima di una diluizione di concentrazione sub-terapeuticizione e successiva analisi di infezione delle cellule rispettivo ospitanti. (A) Schema dell'esperimento (mostrato a sinistra) con la concentrazione di virus finale (PFU / pozzetto o MOI), il periodo di incubazione del virus farmaco-lungo termine (i), e tempo di incubazione successivo (ii) indicato per ciascun virus nella tabella a destra. Analisi per (B) HCMV, (C) HCV, (D) DENV-2, (E) MV, e (F) RSV sono indicati in ogni pannello supplementare. I risultati sono riportati contro il trattamento di controllo negativo DMSO per infezione da virus ed i dati indicati sono il mezzo ± errori standard della media (SEM) da tre esperimenti indipendenti. Questa cifra è stata modificata da riferimento 31. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 2. Valutazione delle attività antivirale del CHLA composti di prova e PUG contro virus e attaccamento entrata / fusion. (A) La procedura sperimentale, concentrazione virale (PFU / pozzetto o MOI), e il tempo di aggiunta e trattamento con i composti in esame (i, ii, iii) sono presentati per ogni virus negli schemi e le tabelle associate. Nell'analisi allegato virus (luce barre grigie), monostrati di diversi tipi cellulari sono stati pre-raffreddato a 4 ° C per 1 ora, poi co-trattati con rispettivi virus e composti di prova a 4 ° C (1.5 – 3 ore; i) prima di lavare via i monostrati e composti di prova per la successiva incubazione (37 ° C; ii) e l'esame di infezione da virus. In entrata virus / analisi fusione (barre grigio scuro), monostrati di cellule sono stati seminati pre-raffreddata a 4 ° C per 1 ora e poi sfidato con rispettivi virus a 4 ° C per 1,5 – 3 ore (i). Le cellule sono state poilavata e trattata con i composti di prova per un periodo di incubazione addizionale (ii) durante il quale la temperatura è stata spostata a 37 ° C per facilitare l'evento di ingresso / fusione virale. Al termine dell'incubazione, virus extracellulari sono stati rimossi da uno tampone citrato (pH 3,0) o lavaggi PBS e le cellule sono state ulteriormente incubate (iii) per l'analisi di virus. Risultati per (B) HCMV, (C) HCV, (D) DENV-2, (E) MV, e (F) RSV sono indicati in ogni pannello supplementare. I dati sono riportati contro il trattamento di controllo negativo DMSO di infezione da virus e sono presentati come media ± SEM di tre esperimenti indipendenti. Questa cifra è stata modificata da riferimento 31. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussion

In this report the methods to identify and evaluate antiviral compounds based on a mechanistic approach of dissecting the early viral entry events were described. Specifically, the assays allowed us to examine the effect of test compounds on free virus particles, viral attachment, and viral entry/fusion. Critical steps were implemented to distinctly evaluate the drug effect on the specific stage of early viral entry. For instance, in the ‘viral inactivation assay’, the dilution of the virus-drug mixture to sub-therapeutic concentration prevents significant interaction between the test compound and the host cell surface by ‘titrating out’ the drug. This ensures that the inhibitory effect observed on the subsequent infection of the host cell is due to a direct interaction between the test compound and the cell-free virions, rather than an effect from the test compound on host cell membrane or membrane-associated molecules, including viral receptors30. Similarly, the shift in temperature between 4 °C (which allows for virus binding but not entry) and 37 °C (which facilitates virus entry/fusion) in the ‘viral attachment assay’ and ‘viral entry/fusion assay’ are crucial to determine the test compound’s effect on each of these specific events. This is feasible due to the temperature sensitivity of enveloped viruses during these steps in the infection24-29. It is therefore important that the assays are performed at the indicated temperature to ensure the accuracy of the results; for example, by carrying out the experiment on ice to maintain at 4 °C and by placing the sample directly in a 37 °C incubator for the temperature shift. In addition, the use of negative (ex. DMSO solvent for drug preparation) and positive (ex. heparin treatment) controls also help further establish the assays’ accuracy. The utility and applicability of such methods have been demonstrated in many antiviral studies26,30,31,40,41. Note that while heparin is included as a control for all three assays in the context of the representative results, it typically blocks the initial virus binding rather than the ensuing fusion/entry step (as reflected by the data in Figure 2). Additional controls could also be used, such as neutralizing antibodies directed against the virus (for viral inactivation assay), antibodies that mask the cell surface receptors for the virus (for viral attachment assay), and membrane fusion inhibitors (for viral fusion/entry assay).

The assays described in this report, which are specific to the early stages of the viral infection, are useful in terms of application as secondary tests to characterize the mechanism of action of candidate drugs from primary screens which typically target the viral infection more broadly. Alternatively, they could also be incorporated in primary screens if one is specifically looking for inhibitors of early viral entry, including virus inactivating agents, viral attachment antagonists, and inhibitors to viral entry/fusion. In this case, their use allows a more focused and precise screen analysis for the identification of mechanism-specific antiviral candidates, which, in turn, would expedite downstream drug development.

The use of cell-based assays in identifying antiviral agents provides several important advantages compared to biochemical assays, including revealing potential off-target effects (such as cytotoxicity) and adding physiological relevance to the bioactivity of the test agents42. These issues are important considerations for deciding whether a candidate agent is of value for continuation in subsequent phases of drug development. Similarly, the early viral entry-specific assays described in this report allow examination of the drug effect on the distinct viral entry stage at the cellular level, and more specifically in the context of an authentic viral infection in vitro. The results obtained from such assays would therefore help better predict the antiviral efficacy of the test compounds and also identify potentially unwanted off-target effects against the host cell. One potential limitation though, is that an in vitro cell-based assay may not completely reflect the actual in vivo entry step in the context of a natural viral infection. Nonetheless, the assays presented in this protocol do serve as an analytical platform for mechanism-based identification and evaluation of novel antiviral agents.

The development of reporter viruses or reporter cell systems to quantitate the amount of viral infection has greatly facilitated cell-based screening and evaluation of antiviral compounds. Examples include the use of recombinant viruses carrying a reporter gene or by means of recombinant human cell lines containing a reporter gene driven by the specific virus promoter31,43. In this report, the infection from luciferase-tagged HCV can be easily monitored by quantitating the reporter signal, thus facilitating data analysis. By incorporating these useful reporter-based tools, the early viral entry assays described here can essentially be adapted into high-throughput format for mechanism-based screening of small molecule libraries.

In conclusion, a protocol was described for assays dissecting the early viral entry as a means of identifying and evaluating mechanism-specific antiviral compounds. Such assays would be useful for discovering novel antagonists/inhibitors to viral entry and help expand the scope of antiviral agents for development as prophylactic and/or therapeutic treatments.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This study is supported by funding from Taipei Medical University Hospital (102TMU-TMUH-19) and the Ministry of Science and Technology of Taiwan (MOST103-2320-B-038-031-MY3).

Materials

DMEM GIBCO 11995-040
FBS GIBCO 26140-079
Penicillin-Streptomycin GIBCO 15070-063
Amphotericin B GIBCO 15290-018
DMSO Sigma D5879
In vitro toxicology assay kit, XTT-based Sigma TOX2
PBS pH 7.4  GIBCO 10010023
Microplate reader Bio-Tek Instrument, Inc. ELx800 
Microcentrifuge Thermo Scientific 75002420
BioLux Gaussia luciferase assay kit New England Biolabs E3300L   
Luminometer Promega GloMax-20/20
Sodium citrate, dihydrate Sigma 71402
Potassium chloride Sigma P5405
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Munier, C. M., Andersen, C. R., Kelleher, A. D. HIV vaccines: progress to date. Drugs. 71, 387-414 (2011).
  2. Rothman, A. L. Immunity to dengue virus: a tale of original antigenic sin and tropical cytokine storms. Nat Rev Immunol. 11, 532-543 (2011).
  3. Sung, H., Schleiss, M. R. Update on the current status of cytomegalovirus vaccines. Expert Rev Vaccines. 9, 1303-1314 (2010).
  4. Torresi, J., Johnson, D., Wedemeyer, H. Progress in the development of preventive and therapeutic vaccines for hepatitis C virus. J Hepatol. 54, 1273-1285 (2011).
  5. Wright, M., Piedimonte, G. Respiratory syncytial virus prevention and therapy: past, present, and future. Pediatr Pulmonol. 46, 324-347 (2011).
  6. Christou, L. The global burden of bacterial and viral zoonotic infections. Clin Microbiol Infect. 17, 326-330 (2011).
  7. Cascio, A., Bosilkovski, M., Rodriguez-Morales, A. J., Pappas, G. The socio-ecology of zoonotic infections. Clin Microbiol Infect. 17, 336-342 (2011).
  8. Grais, R. F. Measles vaccination in humanitarian emergencies: a review of recent practice. Confl Health. 5, 21 (2011).
  9. Gautret, P. Emerging viral respiratory tract infections-environmental risk factors and transmission. Lancet Infect Dis. 14, 1113-1122 (2014).
  10. Sampathkumar, P. Middle East respiratory syndrome: what clinicians need to know. Mayo Clin Proc. 89, 1153-1158 (2014).
  11. Burd, E. M. Ebola Virus: a Clear and Present Danger. J Clin Microbiol. 53, 4-8 (2015).
  12. Bishop, B. M. Potential and Emerging Treatment Options for Ebola Virus Disease. Ann Pharmacother. , (2014).
  13. Arduino, P. G., Porter, S. R. Oral and perioral herpes simplex virus type 1 (HSV-1) infection: review of its management. Oral Dis. 12, 254-270 (2006).
  14. Mitrasinovic, P. M. Advances in the structure-based design of the influenza A neuraminidase inhibitors. Curr Drug Targets. 11, 315-326 (2010).
  15. Soriano, V. Directly acting antivirals against hepatitis C virus. J Antimicrob Chemother. 66, 1673-1686 (2011).
  16. Haqqani, A. A., Tilton, J. C. Entry inhibitors and their use in the treatment of HIV-1 infection. Antiviral Res. 98, 158-170 (2013).
  17. Melby, T., Westby, M. Inhibitors of viral entry. Handb Exp Pharmacol. , 177-202 (2009).
  18. Vanderlinden, E., Naesens, L. Emerging antiviral strategies to interfere with influenza virus entry. Med Res Rev. 34, 301-339 (2014).
  19. Antoine, T. E., Park, P. J., Shukla, D. Glycoprotein targeted therapeutics: a new era of anti-herpes simplex virus-1 therapeutics. Rev Med Virol. 23, 194-208 (2013).
  20. Pawlotsky, J. M., Chevaliez, S., McHutchison, J. G. The hepatitis C virus life cycle as a target for new antiviral therapies. Gastroenterology. 132, 1979-1998 (2007).
  21. Beyleveld, G., White, K. M., Ayllon, J., Shaw, M. L. New-generation screening assays for the detection of anti-influenza compounds targeting viral and host functions. Antiviral Res. 100, 120-132 (2013).
  22. Kilianski, A., Baker, S. C. Cell-based antiviral screening against coronaviruses: developing virus-specific and broad-spectrum inhibitors. Antiviral Res. 101, 105-112 (2014).
  23. Caillet-Saguy, C., Lim, S. P., Shi, P. Y., Lescar, J., Bressanelli, S. Polymerases of hepatitis C viruses and flaviviruses: structural and mechanistic insights and drug development. Antiviral Res. 105, 8-16 (2014).
  24. Frey, S. Temperature dependence of cell-cell fusion induced by the envelope glycoprotein of human immunodeficiency virus type 1. J Virol. 69, 1462-1472 (1995).
  25. Tscherne, D. M. Time- and temperature-dependent activation of hepatitis C virus for low-pH-triggered entry. J Virol. 80, 1734-1741 (2006).
  26. Madan, R. P. Molecular umbrellas: a novel class of candidate topical microbicides to prevent human immunodeficiency virus and herpes simplex virus infections. J Virol. 81, 7636-7646 (2007).
  27. Haywood, A. M., Boyer, B. P. Time and temperature dependence of influenza virus membrane fusion at neutral pH. J Gen Virol. 67 (Pt 12), 2813-2817 (1986).
  28. Haywood, A. M., Boyer, B. P. Sendai virus membrane fusion: time course and effect of temperature, pH, calcium, and receptor concentration). 生物化学. 21, 6041-6046 (1982).
  29. Wang, G., Hernandez, R., Weninger, K., Brown, D. T. Infection of cells by Sindbis virus at low temperature. Virology. 362, 461-467 (2007).
  30. Lin, L. T. Hydrolyzable tannins (chebulagic acid and punicalagin) target viral glycoprotein-glycosaminoglycan interactions to inhibit herpes simplex virus 1 entry and cell-to-cell spread. J Virol. 85, 4386-4398 (2011).
  31. Lin, L. T. Broad-spectrum antiviral activity of chebulagic acid and punicalagin against viruses that use glycosaminoglycans for entry. BMC Microbiol. 13, 187 (2013).
  32. Marukian, S. Cell culture-produced hepatitis C virus does not infect peripheral blood mononuclear cells. Hepatology. 48, 1843-1850 (2008).
  33. Baba, M., Snoeck, R., Pauwels, R., de Clercq, E. Sulfated polysaccharides are potent and selective inhibitors of various enveloped viruses, including herpes simplex virus, cytomegalovirus, vesicular stomatitis virus, and human immunodeficiency virus. Antimicrob Agents ChemotheR. 32, 1742-1745 (1988).
  34. Barth, H. Cellular binding of hepatitis C virus envelope glycoprotein E2 requires cell surface heparan sulfate. J Biol CheM. 278, 41003-41012 (2003).
  35. Flint, S. J., Enquist, L. W., Racaniello, V. R., Skalka, A. M. . Principles of Virology. , (2008).
  36. Brown, M. G. Dramatic caspase-dependent apoptosis in antibody-enhanced dengue virus infection of human mast cells. J Leukoc Biol. 85, 71-80 (2009).
  37. Huang, Y., Cyr, S. L., Burt, D. S., Anderson, R. Murine host responses to respiratory syncytial virus (RSV) following intranasal administration of a Protollin-adjuvanted, epitope-enhanced recombinant G protein vaccine. J Clin Virol. 44, 287-291 (2009).
  38. Isaacson, M. K., Compton, T. Human cytomegalovirus glycoprotein B is required for virus entry and cell-to-cell spread but not for virion attachment, assembly, or egress. J Virol. 83, 3891-3903 (2009).
  39. Leonard, V. H., et al. Measles virus blind to its epithelial cell receptor remains virulent in rhesus monkeys but cannot cross the airway epithelium and is not shed. J Clin Invest. 118, 2448-2458 (2009).
  40. Ciesek, S. The green tea polyphenol, epigallocatechin-3-gallate, inhibits hepatitis C virus entry. Hepatology. 54, 1947-1955 (2011).
  41. Lin, L. T. Saikosaponin b2 is a naturally occurring terpenoid that efficiently inhibits hepatitis C virus entry. J Hepatol. 62, 541-548 (2015).
  42. Atkins, C., Evans, C. W., White, E. L., Noah, J. W. Screening methods for influenza antiviral drug discovery. Expert Opin Drug Discov. 7, 429-438 (2012).
  43. Zhang, J. Identification of novel virus inhibitors by influenza A virus specific reporter cell based screening. Antiviral Res. 93, 48-54 (2012).

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Key Words:- Viral Entry Assays- Antiviral Compounds- Cell-based Systems- Viral Life Cycle- Viral Entry Stages- Viral Inactivation- Viral Attachment- Viral Entry/fusion- Hepatitis C Virus- Antiviral Assays- Antagonists- Inhibitors- Early Viral Entry- Drug Development

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Tai, C., Li, C., Tai, C., Wang, C., Lin, L. Early Viral Entry Assays for the Identification and Evaluation of Antiviral Compounds. J. Vis. Exp. (104), e53124, doi:10.3791/53124 (2015).
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