JoVE Journal > Biology
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
生物学

TRAP-rc, Traduzindo Ribossomo Affinity Purificação de populações de células raras<em> Drosophila</em> Os embriões

Published: September 10, 2015
doi:
10.3791/52985
, , , ,
1University of Clermont-Ferrand, 2Memorial Sloan Kettering Cancer Center

Summary

Translating Ribosome Affinity Purification (TRAP) is able to capture cell-type-specific translation of mRNA. Here we report the first TRAP protocol dedicated to isolation of mRNA in rare cell populations of Drosophila embryos.

Abstract

Measuring levels of mRNAs in the process of translation in individual cells provides information on the proteins involved in cellular functions at a given point in time. The protocol dubbed Translating Ribosome Affinity Purification (TRAP) is able to capture this mRNA translation process in a cell-type-specific manner. Based on the affinity purification of polysomes carrying a tagged ribosomal subunit, TRAP can be applied to translatome analyses in individual cells, making it possible to compare cell types during the course of developmental processes or to track disease development progress and the impact of potential therapies at molecular level. Here we report an optimized version of the TRAP protocol, called TRAP-rc (rare cells), dedicated to identifying engaged-in-translation RNAs from rare cell populations. TRAP-rc was validated using the Gal4/UAS targeting system in a restricted population of muscle cells in Drosophila embryos. This novel protocol allows the recovery of cell-type-specific RNA in sufficient quantities for global gene expression analytics such as microarrays or RNA-seq. The robustness of the protocol and the large collections of Gal4 drivers make TRAP-rc a highly versatile approach with potential applications in cell-specific genome-wide studies.

Introduction

A compreensão de como as células adquirem propriedades específicas durante o desenvolvimento é crucial, a fim de apreciar a complexidade de órgãos e do seu potencial evolutivo em direção a condições patológicas. Há um grande esforço de investigação para decifrar as redes reguladoras de genes que underly especificação e diferenciação celular por perfis unrevealing globais de expressão do gene, o estado de ligação de pol II, factor de transcrição-ocupação em sequências reguladoras ou modificações pós-traducionais de histonas.

Para avaliar a expressão gênica em um microarrays nível mundial e abordagens RNA-seq são usados. Microarrays permitem detectar abundância mRNA, enquanto RNA-seq é melhor do que vise informar sobre os diferentes tipos de RNAs, incluindo codificação e noncoding RNAs como microRNAs, lncRNAs ou snRNAs. No entanto, estas técnicas não podem diferenciar-activamente transcritas, ARNm em estado estacionário, activa-traduzir ARNm, e o ARNm de entrar no processo de degradação. Medindo steady-stComeram níveis de ARNm é conhecida por ser uma estimativa baixa de composição proteoma 1-3. Ao contrário, identificando ativamente traduzir-mRNA dá uma imagem mais precisa da produção de proteína.

No entanto, estudos transcriptomic foram principalmente dirigida, no plano todo-organismo, comparando o ganho ou a perda de função de um factor específico para o tipo selvagem condição 4-7 ou no tecido dissecado, fazendo com que os perfis de expressão de gene de difícil interpretação. Recentes avanços em ferramentas de segmentação de células, purificação por afinidade e melhorias de sensibilidade permitem agora a realizar a nível genoma análises sobre as populações de células pequenas ou até mesmo células individuais em um organismo vivo.

Em Drosophila, grandes colecções de linhas transgénicas permitir direccionamento temporal e espacial específica de diferentes tecidos e subpopulações de células através do sistema de GAL4 / UAS 8-10 originando quantificação mais precisa dos mecanismos moleculares necessários para a função celular.

<p class = "jove_content"> Entre as abordagens desenvolvidas recentemente polissoma profiling por fraccionamento foi descrito como uma maneira de capturar ativamente traduzir-RNA 11. Este método baseado na centrifugação em gradiente de sacarose permite a selecção da fracção de polissoma e determinação de ARNm traduzido à escala genoma quando analisados ​​com microarrays ou sequenciação de profundidade. Polissoma isolamento pode ser acoplado com a digestão da nuclease para identificar pegadas ribossomais correspondentes a fragmentos de ARN protegidas pelos ribossomas durante o processo de tradução 12. Footprinting Ribosomal aumenta a precisão da quantificação do RNA e tradução resolução RNA de nível sequência e posicionamento ribossomo, torna possível medir a taxa de tradução. No entanto, até à data não tem sido aplicado para o isolamento específico de células de translatomes, principalmente devido à forte redução no rendimento de ARN obtido no final do processo de footprinting ribossoma. Dado que a seleção de tamanho de RNA pode gerar potencial falso-positives de diferentes RNP que também poderia ser protectores de ARN de um modo semelhante, são necessários novos desenvolvimentos para melhorar ribossomal footprinting e adaptá-lo às abordagens específicos de células.

Um desses métodos, o chamado Traduzindo Ribossoma A purificação por afinidade (TRAP) foi descrita em 2008 por Heiman et ai. e aplicado para isolar o translatome partir de um subconjunto de neurónios em ratos. Por epitopo de marcação de uma proteína ribossómica de uma forma específica do tipo de células-, polissomas pode ser purificado selectivamente sem o passo de dissociação de células trabalhoso e triagem. Neste caso, os ribossomal 60S da proteína L10A na superfície do ribossoma foi marcado com eGFP 13. Desde 2008, vários estudos têm utilizado este método em diferentes espécies, de ratos 14-19 a X. laevis 20,21, 22,23 e peixe-zebra Arabidopsis thaliana 24. O método TRAP também foi adaptada para o modelo de Drosophila e utilizado para purimRNAs de células neuronais e astrócitos 26 25 FY-específicos de células-tipo. O sistema de GAL4 / UAS binário versátil foi utilizado para expressar RpL10A GFP marcadas de um modo específico do tecido. Chefes de moscas adultas foram dissecados para realizar a seleção polysome a partir de células neuronais (alvo de pan-neural motorista elav-Gal4) e RNAs isolados foram sequenciados. O grande número de genes regulados positivamente correspondeu aos conhecidos a ser expresso no sistema nervoso, o que indica que a abordagem tem boa especificidade e levando-nos para adaptá-lo às populações de células raros (menos de 1% das células) presente no desenvolvimento de embriões de Drosophila .

Dentro do modelo de Drosophila, a fase embrionária é um modelo de escolha para o estudo de processos de desenvolvimento, como os actores moleculares e movimentos morfogenéticas são evolutivamente conservados. As abordagens transcriptomic apenas específicos de tecidos conduzidos até agora neste modelo foram realizados utilizando células ou então nuclearrting e só foram capazes de estudar transcriptoma de estado estacionário 27-31, criando uma necessidade de métodos dedicados ao tecido / específico de células translatome profiling no embrião da mosca. Aqui nós relatamos o primeiro protocolo TRAP dedicado a embriões de Drosophila. Com este método, envolvidos-em-tradução de mRNA numa população de células muito restrita de cerca de 100 células musculares por embrião foi isolado com sucesso com alta qualidade e especificidade. O sistema / UAS GAL4 binário é usado para conduzir a expressão de RpL10A marcadas com GFP na subpopulação de músculos sem qualquer toxicidade, há fenótipos aparentes ou atraso de desenvolvimento, como mostrado anteriormente 25. Embriões de Drosophila possuem 30 músculos por hemisegmento que darão origem à musculatura da larva. Ao utilizar uma região reguladora descoberta na proximidade do gene identidade desleixo, 6 dos 30 músculos multi-nucleadas são segmentados. Neste ensaio, os ribossomas são imobilizados sobre o ARNm utilizando o alongamento traduçãoinibidor cicloheximida. Os extractos citossólicos são então utilizados para a purificação por afinidade com esferas magnéticas revestidas com anticorpo GFP. Qualidade do RNA purificado foi validado utilizando Bioanalyzer. Quantitative PCR de transcrição inversa (RT-qPCR) foi usada para determinar a especificidade e sensibilidade de isolamento de ARNm e demonstraram que o protocolo optimizado é altamente eficiente.

Protocol

1. Fly Linha Geração Gerar duas construções diferentes. Na primeira construção, RpL10A ADNc (subunidade ribossomal proteína L10A) é clonado a jusante da GFP em UPAEP-PL-GFP-nter plasmídeo (versão modificada a partir de 32). A utilização de um promotor de linha germinal permite um uso mais polivalente da linha transgénica. NOTA: Obter a segunda construção através da clonagem da sequência reguladora conduzir a expressão específica de tecido do gene de GAL4 a montante desleixo (TF) usando pPTGAL4 plasmídeo. Injecte separadamente em plasmídeos moscas W 1118 e inserir as construções no genoma da mosca por P-elemento de inserção (de acordo com o procedimento padrão) 33. Seleccione transformantes, a fim de recuperar linhas de voar com construções em dois cromossomas diferentes. A linha de TRAP final é criado pela combinação destas duas linhas (cruzes genéticos), a fim de obter uma linha estável double-transgênico. F0: w-; Cyo, UAS EGFP :: RpL10A; MKRS / TM6Bx w-; Cyo / Scu; Slouch Gal4 / TM6B. F1: w-; Cyo, UAS EGFP :: RpL10A; Desleixo Gal4 / TM6B. Massively ampliar esta linha e coletar os embriões desejar-encenadas. Coleção 2. Embryo Prepare 8 grandes gaiolas população cilíndrico contendo cerca de 40 g de jovens moscas por gaiola (cerca de 180 mil moscas / gaiola). Prossiga com os chamados pré-Lays que permitem moscas para limpar embriões em desenvolvimento a partir de suas tubas uterinas. Para isso, coloque as moscas para 1 hr em dois pratos de petri de 11 cm de diâmetro, contendo uma mistura de suco de uva e agar solidificado e cobrir ⅓ da superfície com recém-feitos pasta de levedura. Após 3 trocas de placas de uva suco coletar os embriões reais em placas semelhantes feitas na hora. NOTA: O tempo de incubação irão variar de acordo com a janela de tempo de desenvolvimento estudado. Remover placas de gaiolas e deixá-los na mesma temperatura, durante o tempo necessário para obter estágio de desenvolvimento correto (por exemplo, 3 horas de postura de ovos + 10 hr de additional incubação dá embriões de fase 10-13 horas após colocação de ovo (AEL)). Ressuspender o conteúdo placa (embriões, levedura pasta, moscas mortas) com 50 ml de água usando um pincel. Passar por uma série de peneiras (700 mm, 355 mm, 112 mm) para separar embriões de moscas mortas e restantes partes do corpo e coletar embriões retidos na peneira de menor diâmetro, em seguida, lavar brevemente em água deionizada. Não use mais de 18 placas por coleção, pois pode entupir as peneiras. Dechorionate embriões em 4,5% de alvejante em água deionizada para 2 minutos e enxaguar abundantemente com água deionizada por 30-60 seg. Incubar os embriões em PBS 0,01% de Tween 20, 100 ug / ml de ciclo-heximida, durante 5-10 min à temperatura ambiente sob agitação. Embriões secos em folhas absorventes de celulose e transferi-los para novos microtubos. Pesar os tubos de flash e congelar os embriões por imersão em azoto líquido. Nesta fase, os embriões secos podem ser armazenados durante vários meses a -80 ° C. <pclass = "jove_title"> 3. Preparação de esferas magnéticas acopladas a GFP Anticorpo Completamente ressuspender a Proteína G esferas magnéticas no frasco de origem por agitação suave. Transferência de 90 ul de pérolas para um tubo livre de RNase e coletá-los em um ímã (30-60 seg). 90 ul de pérolas é necessária a realização de imunoprecipitação (IP) com 1 ml de lisado contendo 60-80 mg / mL de proteínas. Respeitar rácios para evitar a saturação do grânulo. Use vários tubos de acordo com a quantidade de proteína. Grânulos de lavagem com 1 × PBS 0,01% de Tween 20 (500 mL) e coletar pérolas no ímã para descartar sobrenadante. Adicionar 30 g de anticorpo GFP em 350 ul de PBS, 0,01% de Tween 20 para os grânulos e incubar com extremidade lento sobre a extremidade de mistura durante 30 min à TA. Coletar pérolas no ímã (30-60 seg), elimine o sobrenadante e enxaguar em 500 mL de tampão de extracção polysome (HEPES 10 mM, KCl 150 mM, MgCl2 5 mM, DTT 0,5 mM, Triton a 1%, Cicloheximida 100 mg / ml , Protease inibidor 1 ×, inibidor de RNase L 100). Recolhe grânulos sobre o íman e adicionar 500 ul de tampão de bloqueio (BSA a 0,1 mg / mL, ARNt de levedura a 0,1 mg / mL, glicogénio 0,1 mg / mL em tampão de extracção polissoma). Incubar durante 30 min à TA e repetir este passo uma vez com tampão de bloqueio fresco. Coletar pérolas no ímã e enxaguar em 500 mL de tampão de extracção polysome, em seguida, lembrar pérolas e proceder imediatamente à etapa imunopurificação (secção 6). 4. Preparação Lysate Antes de começar, configure o programa no multi-direcional contas de velocidade rápida moedor: 2 × 10 segundos a 5.000 rpm, 15 segundos de pausa. Transferência de embriões secos (1,5 g) para tubos de 15 ml pré-arrefecido em gelo que contém tampão de extracção em polissoma, e homogeneizar imediatamente. Homogeneizar 1,5 g de embriões em 4 ml de tampão de extracção polissoma. Espalhe homogeneizada embriões em duas pré-arrefecido 2 tubos mL e moer o EmbryOS executando o programa de homogeneizador. Transferir o lisado para tubos de microcentrífuga fresco previamente arrefecido em gelo e preparar um sobrenadante pós-nuclear por centrifugação a 4 ° C durante 10 min a 2000 g. Transferir o sobrenadante para um tubo de microcentrífuga fresco previamente arrefecido em gelo, adicionar 1/100 volume de amostra de 10% de Nonidet P-40 ao sobrenadante (concentração final = 0,1%), e misturá-lo suavemente por inversão do tubo. Pulso-centrifugar a amostra num minifuge para recolher o líquido na parte inferior do tubo, adicionar 1/9 de volume de amostra de 300 mM de 1,2-Diheptanoyl-sn-glicero-3-fosfocolina (DHPC) (concentração final = 30 mM ), misturá-lo suavemente por inversão do tubo, e incuba-se a mistura em gelo durante 5 min (mistura invertendo várias vezes durante a incubação). Prepara-se o sobrenadante pós-mitocondrial por centrifugação a 4 ° C durante 10 min a 20.000 g. Medir a concentração de proteína pelo método de Bradford: concentração no ligado deve estar entre 60-80 mg / ml. Take o sobrenadante para um novo tubo de microcentrífuga prechilled fresco e avança imediatamente para a etapa de pré-absorção (seção 5). 5. Pré-absorção Completamente ressuspender as esferas magnéticas, por agitação suave e transferir 30 ul de pérolas para um tubo de microcentrífuga à TA (30 ul de contas / 1 mL de ligado embrionária). Coletar pérolas no ímã, pipeta fora o sobrenadante e ressuspender as contas em tampão de extração polysome (500 mL). Recolhe grânulos sobre o íman, adicionar lisado embrionário, e incubar durante 1 hora a 4 ° C num rotor. Remover grânulos e manter sobrenadante em gelo durante o passo imunopurificação. Antes imunopurificação, manter 100 l de sobrenadante (entrada) para comparar amostras RNA global com a amostra de RNA coletadas após imunopurificação, RT-qPCR por, por exemplo. 6. imunopurificação Adicionar 1 ml (correspondendo a 60-80 mg / ml de proteína) depré-absorvido ligado a um tubo contendo RNase livre de 90 ul de contas bloqueadas acopladas ao anticorpo GFP. Incubar as amostras a 4 ° C durante 2 h com agitação suave a-extremidade sobre extremidade numa rotador tubo. Alternativamente, realizar a incubação O / N a 4 ° C. Após a incubação, coletar pérolas no ímã. Usar um minifuge a girar para baixo os grânulos, em seguida ressuspender-los em 500 ul de tampão de lavagem (HEPES 10 mM, KCl 350 mM, MgCl2 5 mM, Nonidet P-40 a 1%, DTT 0,5 mM, ciclo-heximida 100 ug / mL, RNase inibidor de 100 L ) e recolhê-las sobre o ímã. Repita este passo mais duas vezes. Mudar as esferas para um novo tubo livre de RNase previamente arrefecido e lavar duas vezes. Colete contas em um ímã e proceder à extração de RNA, adicionando 1 ml TRIZOL diretamente para as contas e siga as instruções do fabricante. 7. RNA Clean-up e Avaliação da Qualidade Use um Kit RNeasy Micro, conforme as instruções do fabricante. Em conclusão, elute RNA com (x) ul de água sem RNase. Quente durante 2 min a 60 ° C, e armazenar amostras snap-congelados a -80 ° C. Verifique a qualidade da RNA usando Bioanalyzer (siga as instruções do fabricante). Para testar a especificidade do Traped ARN, realizar a transcrição reversa em 3 ng de RNA purificado (de entrada e de IP) de acordo com as instruções do fabricante (sobrescritos III). Utilizar o cDNA obtido por qPCR utilizando conjuntos de iniciadores específicos para o gene.

Representative Results

O sistema muscular somática embrionária Drosophila é composta por 30 músculos por hemisegmento, e cada músculo tem um conjunto específico de propriedades: Código de genes de identidade, posição, número de eventos de fusão, locais de fixação e inervação. Identificando ARNm traduzido em um subconjunto específico do músculo dará informação sobre as proteínas necessárias para formar estas características específicos do músculo. Utilizando o método à base de TRAP, o ARN a partir de uma subpopulação de músculos que expressam o gene de desleixo identidade foi purificado (Figura 1A-B). Uma preocupação importante desta abordagem é a qualidade e especificidade do RNA isolado. O protocolo otimizado relatado aqui habilitado recuperação sistemática de RNA de alta qualidade avaliada com análise Bioanalyzer. Os perfil mostra obtidos nenhuma degradação do RNA (Figura 1C). Em outros estudos desenvolvidos em torno do método TRAP, questões foram levantadas sobre a especificidade dos dados. Aqui nós improve método para suprimir o fundo ligada para a ligação não específica de ARN para os grânulos ou os tubos e pela optimização do tampão de lavagem. De modo a avaliar o nível de fundo e a eficiência de isolamento de células que expressam desleixo, que conduziu os ensaios de RT-qPCR em 3 repetições do mesmo estágio embrionário. Dobre-enriquecimentos de 4 genes diferentes (MEF2, desleixo, prospero, soxNeuro) foram calculados em relação a entrada e normalizado contra o gene RpL32 (Figura 1D). Estes resultados demonstraram enriquecimento de 2,3 vezes de MEF2 gene pan-musculares e enriquecimento de 5,6 vezes o gene de desleixo. Em contraste, os dois genes expressos no sistema neural foram reduzidos em comparação com a entrada. Valores muito similares foram observadas mudanças de dobragem em 3 réplicas biológicas, o que demonstra que o protocolo é robusta. Com desleixo-Gal4 condutor e começando com 1,5 g, cerca de 1,5×10 ^ 6 embriões foram obtidos que contêm 100 células de GFP / embrião (total de 150 x 10 ^ 6 positivacélulas). Depois de executar o experimento TRAP, o rendimento é de cerca de 25-45 ng de RNA específico dependendo do estágio de interesse. Este material é suficiente para executar a análise de micro-arranjo ou ARN-SEQ usando um protocolo de amplificação para construir uma biblioteca de ARN-SEQ. Eficiência dependerá fortemente a força do piloto usada para expressar RpL10A-EGFP. Figura 1. Qualidade e avaliação especificidade do RNA isolado-TRAP de Slouch-GAL4> embriões UASRpL10A-EGFP. (AB) imagens confocais de uma fase de embrião-16 que mostra a expressão RpL10A-EGFP especificamente nas células musculares seis Slouch por hemisegmento (A). Co-localização de RpL10A-EGFP com o general marcador músculo Beta3tubulin é observado na foto merge (B). (C) Controle de qualidade de Traped RNA ran no Bioanalyzer mostrando perfeita integridade de rRNA 18S e 28S. Análise (D) RT-qPCR mostrando alta especificidade das experiências de mRNA isolado armadilha em 3 repetições biológicas do estágio-16 embriões. Dobre mudança é calculada em comparação com entrada e normalizado contra o gene RpL32. Transcrições Mef2 presentes em todas as linhagens musculares são 2,3 vezes enriquecido em comparação com entrada Considerando transcrições desleixo mais restritos são-5.6-fold enriquecido. Células neurais que expressam prospero e genes soxN estão esgotados 2,2 vezes e 5,5 vezes, respectivamente. As barras de erro representam o desvio padrão (n = 3). Por favor clique aqui para ver uma versão maior desta figura.

Discussion

Este artigo descreve um Traduzindo Ribossomo Affinity protocolo de purificação modificado (apelidado de "TRAP-rc") dedicada ao estudo de populações de células raras em embriões de Drosophila. A informação é fornecida sobre os passos principais para o isolamento bem sucedido de ARN específico com um rendimento adequados para análise de micro-arranjo ou ARN-SEQ, ou seja, 1) quantidade de material biológico necessário e procedimento otimizado para a lise embrião e extracção polissoma; 2) contas / anticorpo-a-imunoprecipitação de lisados ​​de rácios para óptima; 3) as etapas permitindo a redução de fundo incluindo a composição tampão de lavagem, de modo a executar experimentos TRAP-rc com alta especificidade e sensibilidade.

Este protocolo produz dados reprodutíveis tornando-se facilmente aplicado a quaisquer outros tipos de células. Esta técnica torna possível analisar a expressão diferencial de genes em nível de mRNA ativamente traduzindo-e, assim, preparar o caminho para a compreensão da expressão da proteína em uma especificação ific tipo de célula a uma janela de tempo específico. De notar contudo que a abundância da proteína vai depender da taxa de conversão e os processos de degradação. Uma das principais limitações do método TRAP é a sua incapacidade de medir o teor de proteína de uma forma exacta ou quantitativa para detectar a modificação pós-translacional. Melhorar a quantificação medindo a densidade ribossomo ao longo do corpo mRNA e, ao fazê-lo, de uma maneira específica do tipo celular pode fazer-TRAP combinado com ribossomo footprinting uma ferramenta muito poderosa. Em um recente artigo 34, esta combinação foi realizada em células embrionárias de rim 293 humanos. Os autores correu footprinting nuclease, seguido por purificação por afinidade de uma forma biotinilada indutível de RpL10A usando esferas de estreptavidina. Esta é uma prova do princípio de que é possível realizar a pegada de ribossoma em um organismo inteiro, enquanto alvo um tipo específico de célula, sendo a limitação da quantidade de material biológico necessário para a finalidade.

"> Performing experimentos TRAP em paralelo com as análises transcriptomic globais tornará possível para rastrear proporções entre recém-transcritas e actively- traduzindo RNA. Este será profundamente informativo dos potenciais mecanismos de pós-transcrição que ocorrem em contextos de desenvolvimento específicos ou populações de células específicas microRNAs -por por exemplo.

Em conclusão, a TRAP é um método altamente eficiente, sensível e específico para a identificação de RNAs ligados para activamente traduzindo-ribossomas de uma maneira especifica para a célula. Este método pode ser usado numa ampla variedade de organismos e tipos de tecidos. O novo protocolo TRAP-rc aqui descrito foi otimizado para populações de células raras (menos de 1% do número total de células) e para uma quantidade de material final suficiente para análises subsequentes a nível de todo o genoma.

Uma possível limitação deste método é a exigência de um driver forte para produzir ribossomos marcados em quantidade suficiente para compete com os não marcados endógenas do tipo de célula alvo. Num estudo recente 25, os autores estimado para 10-30% do rácio de ribossomas contra etiquetado não marcados.

Para superar este problema crescente UAS-RpL10A-EGFP número de cópias deve melhorar consideravelmente este equilíbrio. Alternativamente, a adição ao fundo genético descrito um transgene UAS-GAL4 vai amplificar a produção da proteína GAL4 e indirectamente aumentar a expressão de RpL10A-EGFP. Isso deve favorecer uma melhor ocupação dos ribossomos marcados em mRNA.

Note-se que esta abordagem já eficiente pode ser feita ainda mais poderoso, adaptando métodos complementares para trazer um aspecto mais quantitativa ou para descobrir e desvendar os mecanismos moleculares que são essenciais para o controle da expressão gênica.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank Nicolas Allegre, Maud Peyny and Jean-Philippe Da Ponte for their excellent technical assistance. This work was supported by the Agence Nationale de la Recherche (ANR-JC-CARDIAC-SPE), the INSERM starting grant, ANR ID-CELL-SPE grant, Equipe FRM and the AFM 15845 grant.

Materials

HEPES Sigma  H4034-1006
1,2-diheptanoyl-sn-glycero-3-phosphocholine  Avanti Polar Lipids 850306P
Glycogen thermo scientific  R0561
Purified BSA 100X  Biolabs B9001
Yeast tRNA  Sigma R5636
Super RNase In  Ambion AM2694
Antibody GFP clone N86/38 UC DAVIS/NIH Neuromab Faculty Antibodies Incorporated 75-132 
Nonidet P40  Roche 11754595001
Precellys 24 Lysis homogenisation  Bertin Technology
Nuclease free water  Nalgene
Dynabeads ProteinG Invitrogen 10004D
Potassium chloride (KCl) Applied Biosystem  AM96406
Magnesium Chloride (MgCl2)  Applied Biosystem  AM95306
Cellulose waddin unbleached  VWR 115-2597 
Sieves 112, 355, 710 um  Retsch
TRiZol  Invitrogen 15596-018
MagRack 6 GE HealthCare  28948964
Low binding filter tips  ClearLine
Rnase free tube 1,5 mL  ClearLine 390689DD
Tween 20  Fischer Bioreagent  BP337-500
Cycloheximide  Sigma  C1985
Protease inhibitor tablets, Mini-Complete, EDTA-free  Roche 11836170001
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Sousa Abreu, R., Penalva, L. O., Marcotte, E. M., Vogel, C. Global signatures of protein and mRNA expression levels. Molecular bioSystems. 5, 1512-1526 (2009).
  2. Maier, T., Guell, M., Serrano, L. Correlation of mRNA and protein in complex biological samples. FEBS letters. 583, 3966-3973 (2009).
  3. Schwanhausser, B., et al. Global quantification of mammalian gene expression control. Nature. 473, 337-342 (1038).
  4. Junion, G., et al. Genome-wide view of cell fate specification: ladybird acts at multiple levels during diversification of muscle and heart precursors. Genes. 21, 3163-3180 (2007).
  5. Jakobsen, J. S., et al. Temporal ChIP-on-chip reveals Biniou as a universal regulator of the visceral muscle transcriptional network. Genes. 21, 2448-2460 (2007).
  6. Cunha, P. M., et al. Combinatorial binding leads to diverse regulatory responses: Lmd is a tissue-specific modulator of Mef2 activity. PLoS genetics. 6, e1001014 (2010).
  7. Sandmann, T., et al. A core transcriptional network for early mesoderm development in Drosophila melanogaster. Genes, & development. 21, 436-449 (2007).
  8. Kvon, E. Z., et al. Genome-scale functional characterization of Drosophila developmental enhancers in vivo. Nature. 512, 91-95 (2014).
  9. Pfeiffer, B. D., et al. Tools for neuroanatomy and neurogenetics in Drosophila. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 105, 9715-9720 (2008).
  10. Gallo, S. M., et al. REDfly v3.0: toward a comprehensive database of transcriptional regulatory elements in Drosophila. Nucleic acids research. 39, D118-D123 (2011).
  11. Gandin, V., et al. Polysome fractionation and analysis of mammalian translatomes on a genome-wide scale. Journal of visualized experiments : JoVE. , (2014).
  12. Ingolia, N. T., Brar, G. A., Rouskin, S., McGeachy, A. M., Weissman, J. S. The ribosome profiling strategy for monitoring translation in vivo by deep sequencing of ribosome-protected mRNA fragments. Nature protocols. 7, 1534-1550 (2012).
  13. Heiman, M., et al. A translational profiling approach for the molecular characterization of CNS cell types. Cell. 135, 738-748 (2008).
  14. Doyle, J. P., et al. Application of a translational profiling approach for the comparative analysis of CNS cell types. Cell. 135, 749-762 (2008).
  15. Dougherty, J. D., Schmidt, E. F., Nakajima, M., Heintz, N. Analytical approaches to RNA profiling data for the identification of genes enriched in specific cells. Nucleic acids research. 38, 4218-4230 (1093).
  16. Fomchenko, E. I., et al. Recruited cells can become transformed and overtake PDGF-induced murine gliomas in vivo during tumor progression. PloS one. 6, e20605 (2011).
  17. Helmy, K., et al. Identification of global alteration of translational regulation glioma in vivo. PloS one. 7, e46965 (2012).
  18. Zhou, P., et al. Interrogating translational efficiency and lineage-specific transcriptomes using ribosome affinity purification. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 15395-15400 (2013).
  19. Drane, L., Ainsley, J. A., Mayford, M. R., Reijmers, L. G. A transgenic mouse line for collecting ribosome-bound mRNA using the tetracycline transactivator system. Frontiers in molecular neuroscience. 7, 82 (2014).
  20. Yoon, B. C., et al. Local translation of extranuclear lamin B promotes axon maintenance. Cell. 148, 752-764 (2012).
  21. Watson, F. L., et al. Cell type-specific translational profiling in the Xenopus laevis retina. Developmental dynamics : an official publication of the American Association of Anatomists. 241, 1960-1972 (2012).
  22. Fang, Y., et al. Translational profiling of cardiomyocytes identifies an early Jak1/Stat3 injury response required for zebrafish heart regeneration. Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 110, 13416-13421 (2013).
  23. Tryon, R. C., Pisat, N., Johnson, S. L., Dougherty, J. D. Development of translating ribosome affinity purification for zebrafish. Genesis. 51, 187-192 (2013).
  24. Jiao, Y., Meyerowitz, E. M. Cell-type specific analysis of translating RNAs in developing flowers reveals new levels of control. Molecular systems biology. 6, 419 (2010).
  25. Thomas, A., et al. A versatile method for cell-specific profiling of translated mRNAs in Drosophila. PloS one. 7, e40276 (2012).
  26. Huang, Y., Ng, F. S., Jackson, F. R. Comparison of Larval and Adult Drosophila Astrocytes Reveals Stage-Specific Gene Expression Profiles. G3. , (2015).
  27. Steiner, F. A., Talbert, P. B., Kasinathan, S., Deal, R. B., Henikoff, S. Cell-type-specific nuclei purification from whole animals for genome-wide expression and chromatin profiling. Genome Res. 22, 766-777 (2012).
  28. Henry, G. L., Davis, F. P., Picard, S., Eddy, S. R. Cell type-specific genomics of Drosophila neurons. Nucleic acids research. 40, 9691-9704 (2012).
  29. Dobi, K. C., Halfon, M. S., Baylies, M. K. Whole-genome analysis of muscle founder cells implicates the chromatin regulator Sin3A in muscle identity. Cell reports. 8, 858-870 (2014).
  30. Salmand, P. A., Iche-Torres, M., Perrin, L. Tissue-specific cell sorting from Drosophila embryos: application to gene expression analysis. Fly. 5, 261-265 (2011).
  31. Busser, B. W., et al. Molecular mechanism underlying the regulatory specificity of a Drosophila homeodomain protein that specifies myoblast identity. Development. 139, 1164-1174 (2012).
  32. Rorth, P. Gal4 in the Drosophila female germline. Mechanisms of development. 78, 113-118 (1998).
  33. Rubin, G. M., Spradling, A. C. Genetic transformation of Drosophila with transposable element vectors. Science. 218, 348-353 (1982).
  34. Ingolia, N. T., et al. Ribosome profiling reveals pervasive translation outside of annotated protein-coding genes. Cell reports. 8, 1365-1379 (2014).

Tags

TRAPTranslating Ribosome Affinity PurificationRare Cell PopulationsDrosophila EmbryosMRNA TranslationCell-type-specificTranslatome AnalysisPolysomesTagged Ribosomal SubunitDevelopmental ProcessesDisease ProgressionCell-specific Gene ExpressionMicroarrayRNA-seqGal4/UAS SystemMuscle Cells

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Bertin, B., Renaud, Y., Aradhya, R., Jagla, K., Junion, G. TRAP-rc, Translating Ribosome Affinity Purification from Rare Cell Populations of Drosophila Embryos. J. Vis. Exp. (103), e52985, doi:10.3791/52985 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image