JoVE Journal > Bioengineering
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
生物工程

Engineered 3D Silk-collageen-gebaseerde model van de gepolariseerde zenuwweefsel

Published: October 23, 2015
doi:
10.3791/52970
, , , , ,
1Department of Biomedical Engineering,Tufts University, 2Department of Pediatrics,University of Connecticut Health Center & Connecticut Children’s Medical Center

Summary

Insight into the complex actions of the brain requires advanced research tools. Here we demonstrate a novel silk-collagen-based 3D engineered model of neural tissue resembling brain-like architecture. The model can be used to study neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell interactions and electrical activity.

Abstract

Despite huge efforts to decipher the anatomy, composition and function of the brain, it remains the least understood organ of the human body. To gain a deeper comprehension of the neural system scientists aim to simplistically reconstruct the tissue by assembling it in vitro from basic building blocks using a tissue engineering approach. Our group developed a tissue-engineered silk and collagen-based 3D brain-like model resembling the white and gray matter of the cortex. The model consists of silk porous sponge, which is pre-seeded with rat brain-derived neurons, immersed in soft collagen matrix. Polarized neuronal outgrowth and network formation is observed with separate axonal and cell body localization. This compartmental architecture allows for the unique development of niches mimicking native neural tissue, thus enabling research on neuronal network assembly, axonal guidance, cell-cell and cell-matrix interactions and electrical functions.

Introduction

Het centrale zenuwstelsel (CNS) kan worden beïnvloed door een verscheidenheid van aandoeningen waarbij vasculaire, structurele, functionele, infectieuze of degeneratieve. Naar schatting 6,8 miljoen mensen per jaar sterven als gevolg van neurologische aandoeningen, die een groeiende sociaal-economische last vertegenwoordigt wereldwijd 1. Slechts enkele van de aandoeningen beschikbare behandelingen. Daarom is er dringend behoefte aan innovatieve therapeutische strategieën voor patiënten met neurologische aandoeningen. Helaas zijn veel CNS-gerichte therapieën falen tijdens klinische studies, voor een deel te wijten aan het gebruik van onvoldoende pre-klinisch onderzoek modellen, die niet de beoordeling van acute en chronische effecten met fysiologisch relevante functionele uitlezing toestaan.

Ondanks aanzienlijke onderzoeksinspanningen van de afgelopen decennia, is er een enorme hoeveelheid onbekend over de structuur en functie van het centrale zenuwstelsel. Om meer kennis op te doen, diermodellen vaak onsed model pathologische toestanden, zoals traumatisch hersenletsel (TBI) of dementie, vooral in preklinische studies. Echter, dieren aanzienlijk verschillen van mensen zowel anatomie van CNS, evenals in functie genexpressie en metabolisme 2-4. Anderzijds, 2D in vitro kweken zijn de gebruikte methode om celbiologie onderzoeken en worden routinematig gebruikt voor drug discovery. Echter, 2D celkweken niet de complexiteit en fysiologische relevantie ten opzichte van menselijke hersenen 5-7. Hoewel er geen vervanging voor de lage kosten en eenvoud van 2D celkweek onderzoeken of de complexiteit door diermodellen kunnen 3D weefselengineering verbeterde onderzoeksmodellen genereren om het vacuüm tussen de 2D in vitro en in vivo technieken te sluiten. 3D tissue engineering biedt meer fysiologisch relevante bereikt door 3D cel-cel interacties en extracellulaire signalen die de Biomaterialen experimentele omstandigheden. Despite de significant bewijs achter de waarde van 3D-culturen, zijn er momenteel slechts een paar 3D-CNS weefsel modellen zoals stamcellen afgeleide organoïde culturen 8-10, neurospheroids 11 en verspreid hydrogel culturen 12,13. Geavanceerde technische methoden waaronder meerlagige lithografie 14 en 3D printing 15 zijn gebruikt voor het bestuderen long-, lever- en nierweefsel. Er is echter weinig CNS 3D-modellen die het mogelijk maken gecompartimenteerde neuronale groei, zoals het nabootsen van de corticale architectuur en biologie. Gescheiden groei van neurieten van neuronale cellichamen is eerder in 2D culturen aangetoond met behulp van microfabricage 16,17 waardoor de studie van de axon darmkanaal tracing, calciuminflux, netwerkarchitectuur en activiteiten. Dit idee inspireerde ons om een 3D-gepolariseerde zenuwweefsel, waar cellichamen en axonale stukken bevinden zich in verschillende compartimenten nabootsen van de gelaagde architectuur van de hersenen 18 ontwikkelen </sup>. Onze benadering is gebaseerd op het gebruik van unieke zijde scaffold ontwerp dat een hoge dichtheid van cellen herbergt in een gesloten volume en maakt uitgroei van dichte axonale netwerk een collageengel. Hier laten we de volledige assemblage procedure van de hersenen-achtig weefsel met inbegrip van het schavot fabricage en neuronale cultuur.

Protocol

Het hersenweefsel isolatie protocol werd goedgekeurd door de Tufts University Institutional Animal Care en gebruik Comite en voldoet aan de National Institutes of Health Guide voor de Zorg en gebruik van proefdieren (Institutional Animal Care en gebruik Comite B2011-45). 1. Silk Steiger Voorbereiding Voorbereiding van zijde oplossing van Bombyx mori cocons zoals eerder beschreven 19,20. Snijd elke cocon in 8 gelijke stukken met een schaar. Gebruik ongeveer 11 cocons voor 5 g van gefragmenteerde cocons. (15 min) Bereid 2 L van 0,02 M Na 2 CO 3 oplossing en breng het aan de kook met een hete plaat. (15 min) Weeg 5 g versnipperde cocons en kook ze in Na 2 CO 3 oplossing voor 30 min. Roer het kokende zijde om de paar minuten met een spatel. Deze stap, ook wel van ontgommen, zuivert zijde fibroin van hydrofiele eiwitten, sericins. (30 min) <li> Wring de fibroin met de hand en spoel het in gedestilleerd water minstens drie keer te spoelen resterende sericine en chemicaliën. (5 minuten) Plaats de natte fibroin op een petrischaal en droog de fibroin extract in de stroomkap O / N. De volgende dag de wegen droog fibroin massa en plaats de fibroin in een glazen beker. (15 min) Om de fibroin in 9,3 M oplossing LiBr Bereken het vereiste volume (in ml) LiBr ontbinden de massa droge fibroïne vermenigvuldigen met 4. Giet langzaam LiBr oplossing via zijdefibroïne en dompel alle fibroïnevezels behulp spatel. Bedek het bekerglas om verdamping te voorkomen en plaats deze bij 60 ° C gedurende 4 uur om de vezels te lossen. (15 min) Met behulp van de spuit, het verzamelen van de fibroïne oplossing uit de beker en plaats hem in de MWCO 3500 dialyse cassettes. Presteren dialyse tegen gedestilleerd water gedurende 48 uur. Ververs het water om de paar uur. Met behulp van de spuit, het verzamelen van de fibroin oplossing vande cassettes in 50 ml conische buizen en centrifugeer bij 9000 rpm twee keer (~ 12.700 xg) bij 4 ° C gedurende 20 min. Giet de bovenstaande vloeistof in een nieuwe buis na elke centrifugeren stap en de pellet gooi. (40 min) Meet de concentratie van de fibroïne door schatting van het drooggewicht. Giet 1 ml van zijde oplossing in een weeg boot. Droog het monster in de oven bij 60 ° C gedurende 2 uur. Weeg de droge zijdefibroïne en bereken de concentratie van zijdefibroïne oplossing door vermenigvuldiging verkregen gewicht van 100. De verwachte concentratie van zijde oplossing is 6-9% (w / v). Pas de zijde concentratie 6% (w / v) door verdunning in gedestilleerd water. Stopplaats: De vloeibare zijdefibroïne kan worden opgeslagen bij 4 ° C gedurende maximaal een maand in een gesloten container. Bereiding van poreuze draagstructuren van zijde oplossing. Zeef de korrels NaCl scheiden de granules grootte 500-600 pm, die zal worden gebruikt in latere stappen. Gooi de korrels grootte beneden 500 pm en boven 600 urn. (15 min) Giet 30 ml 6% zijde oplossing in het polytetrafluoretheen (PTFE) mal (Figuur 1). Verstrooien voorzichtig 60 g gezeefde NaCl over de zijde. Tik de houder een uniforme laag zout te verkrijgen. Incubeer 48 uur bij kamertemperatuur aan de zijde polymeriseren. Plaats de scaffold PTFE schimmel in de oven bij 60 ° C gedurende 1 uur om de polymerisatie te voltooien en damp resterende vloeistof. Plaats de inhoud van de PTFE matrijs in een bekerglas met 2 liter gedestilleerd water gedurende 48 uur om uit te logen het zout. Veranderen 2-3 keer per dag het water. Verwijder de spons scaffolds uit de vorm wanneer het zout volledig uitgeloogd stoppunt. De sponsen kan worden opgeslagen ondergedompeld in water bij 4 ° C in een gesloten houder te voorkomen dat de steigers tegen uitdroging. Als u klaar bent, knip de steigers met 5 mm diameter biopsie punch. Voorgesneden de steigers tot ongeveer 2 mm in hoogte te bereiken. PuNCH ​​het midden van de steiger met 2 mm punch biopsie (figuur 2A). (1 hr) Autoclaaf de steigers ondergedompeld in water om ze te steriliseren (nat cyclus, 121 ° C, 20 min) stoppunt. De sponsen kan worden opgeslagen ondergedompeld in water bij 4 ° C in een gesloten houder te voorkomen dat de steigers tegen uitdroging. Voor de geplande cel enten dompel de steigers in steriele 0,1 mg / ml poly-D-lysine (PDL) oplossing. Incubeer gedurende 1 uur bij 37 ° C. Was de steigers 3x met fosfaatgebufferde zoutoplossing (PBS) om niet gebonden PDL verwijderen. (30 min) 2. Isolatie van Rat corticale neuronen Ontleden cortex uit embryonale dag 18 (E18) Sprague-Dawley ratten zoals eerder beschreven door Pacifici en Peruzzi 27 na goedgekeurde protocol dier wordt verkregen. (2 uur) Incubeer 10 cortex in 5 ml 0,25% trypsine met 0,3% DNase I (van bovine pancreas) gedurende 20 min bij 37 ° C. Inactivatie van het trypsine door toevoeging gelijk volume van 1 mg / ml soja-eiwit. Vermaal de cortex met 10 ml pasteurpipet op en neer te pipetteren 20 totdat een enkele celsuspensie gegenereerd. Wees voorzichtig en vermijd luchtbel vorming. (10 min) Centrifugeer de celsuspensie bij 127 xg gedurende 5 min. Resuspendeer de cel pellet in 10 ml kweekmedium (Neurobasal medium, 1x B27 supplement, 1x Glutamax, 1% penicilline / streptomycine). Tel de cellen. De verwachte concentratiecel ongeveer 2×10 7 / ml. (20 min) 3. Construct Vergadering en Cultuur Scaffold enten met cellen. Verplaats de steriele steigers en alle benodigde gebruiksvoorwerpen in een celkweek kap. Met behulp van een steriel pincet plaats de steigers in een 96-well celkweek plaat toekenning van een steiger per putje. (10 min) Dompel de steigers in celcultuur medium in evenwicht hen voorafgaand aan het zaad celing. Incubeer gedurende 1 uur bij 37 ° C. (10 min) Zuig het overtollige van het medium uit de steigers. Breng 100 pi celsuspensie / scaffold. (10 min) Incubeer de cellen bij 37 ° CO / N om celhechting aan de steiger. De volgende morgen zuigen de niet gehechte cellen en toepassen 200 pl / putje vers kweekmedium. (10 min) Steiger inbedding met collageen matrix. (2 uur) Plaats 10x PBS, water, 1 N NaOH en rat staart I collageen op ijs. Bereid een werkoplossing van collageen volgens de instructies van de fabrikant. Onderhouden op ijs totdat de cel gezaaid constructies zijn klaar (maximaal 1 uur). Verwijder de cel geplaatste zijde constructies uit de incubator en zuig het overtollige medium. Steriele tang overdracht van de steigers aan de lege putjes van de putjesplaat en dompel elke steiger in 100 gl 3 mg / ml collageenoplossing. Plaats de weefselkweek plaat terugin de incubator gedurende 30 minuten om polymerisatie van collageen toestaan. Breng 100 ul voorverwarmde celcultuur medium / putje. Cultuur constructen één week waarbij het medium elke dag vervangen slechts de helft van het volume van het medium. 4. Microscopie Analyse Levend / dood kleuring (1 uur) Bereid voorraadoplossing van propidiumjodide (PI) 1 mg / ml (1,5 mM) in gedestilleerd water. Bereid voorraadoplossing van fluoresceïne diacetaat (FDA) 2 mg / ml in aceton. Bereid werkende oplossing bevattende 10 uM en 0,15 uM PI FDA verdund in PBS. Vooraf verwarmen van de oplossing tot 37 ° C in een waterbad. Was de cellen met voorverwarmd PBS het serum esterases verwijderen. Zuig het PBS. Breng de voorverwarmde werkoplossing aan de cellen gedurende 2 minuten en wassen met PBS. Gebruik epifluorescerende microscoop het imago van de cellen (PI ex λ = 490 nm, em λ = 570 nm; FDA ex λ = 490 nm, em λ = 514 nm). De vlek blijft stabiel op 40 min. Langdurige kleuring kan leiden tot niet- specifieke kleuring gevolg van PI opname door de cellen en co-localisatie van PI / FDA in cellen. Immunokleuring Op het gewenste tijdstip van cultuur vast de cellen met 4% paraformaldehyde (PFA) gedurende 30 min bij kamertemperatuur. Vanwege de toxiciteit van de PFA dampen vaststelling stap moet in de zuurkast worden uitgevoerd. Was steigers met 3x PBS stoppunt. De PFA gefixeerd constructen kunnen worden opgeslagen in PBS bij 4 ° C gedurende enkele dagen alvorens verdere stappen. Incubeer de steigers in 0,2% Triton, 0,25% runderserumalbumine (BSA) in PBS met primair antilichaam O / N bij 4 ° C. De volgende dag kleuroplossing weggooien en was de steigers 3 x 30 min met PBS om het niet-gebonden primair antilichaam te verwijderen. Incubeer de monsters met secundair antilichaam verdund in 0,2% Triton, 0,25% BSA in PBS gedurende 2uur bij KT. Verwijder de kleuroplossing en was de steigers 3 x 30 min met PBS om het niet-gebonden secundair antilichaam te verwijderen. Afbeelding de steigers behulp van een confocale microscoop met 20x objectief neem 100 urn z-gedeelten van het monster met 1 urn stap. De dunne neurites de beeldresolutie moet van minimaal 1024 x 1024 pixels te visualiseren. RNA, DNA en eiwit isolatie Opmerking: RNA, DNA en eiwit isolatie wordt uitgevoerd met een commerciële AllPrep DNA / RNA / Protein Mini Kit volgens de instructies van de fabrikant. Met behulp van een steriel pincet overdracht van de steigers van de cultuur plaat naar een 2 ml steriele buis. Plaats een steiger per buis. Voeg 200 ul RLT-buffer aan elke buis. Verstoren het construct door fragmenteren met steriele microscissors. Om de verstoorde weefsel te homogeniseren, de overdracht van de inhoud van de buis naar de spin kolom. Spin gedurende 2 minuten op volle snelheid in een microcentrifuge.Het lysaat wordt gehomogeniseerd als het door de spin kolom passeert. Verzamel de stroom door en gebruik het onmiddellijk te isoleren RNA, DNA en eiwitten volgens de fabrikant protocol. Kwantificeren van de opbrengst van de nucleïnezuren andere compatibele methode (bijv NanoDrop). Kwantificeren eiwitrendement via BCA Protein Assay volgens de instructies van de fabrikant. Meet het resultaat van analyse met gebruik microplaatlezer bij golflengte 562 nm. Opmerking: De verwachte opbrengst van nucleïnezuren en eiwitten per construct ten opzichte van de celdichtheid wordt getoond in figuur 4.

Representative Results

Solide zijde sponzen voorgesneden naar de donut vorm vormen een uniek en simpel idee om een verzuilde architectuur lijkt op zenuwweefsel (Figuur 2A) te bereiken. De sterk poreuze structuur van het skelet met poriegrootte van ongeveer 500 urn resultaten in uitzonderlijk hoog specifiek oppervlak zodat het zaaien en groei van hoge celdichtheid in een klein volume (2×10 7 / ml) (Figuur 2B). Daarnaast is de hoge porositeit van de steiger maakt onbeperkte diffusie van voedingsstoffen en afvalstoffen resulteert in een superieure levensvatbaarheid van dichte celculturen gedurende langere tijdframes. Bij het zaaien de neuronen snel en uniform hechten aan het oppervlak van het schavot poriën. Na celhechting voltooid en cellen in evenwicht gebracht op de zijde substraat, wordt de spons schavot gevuld met zachte collageen matrix teneinde een 3D-omgeving voor axonale netwerkformatie (figuur 3 </strong>). Bij afwezigheid van de collageen matrix de compartimentering van axonen en cellichamen niet mogelijk neuronen groeien extensions alleen op het oppervlak van de poriën resulteert in gemengde netwerken gevonden 2D oppervlakken (figuur 3B). In tegenstelling, de collageengel verschaft een maaswerk die uitgebreide axonale uitgroei in 3D ondersteunt, terwijl neuronale cellichamen blijven zitten aan de zijde scaffold (figuur 3C). Groeipatroon leidt tot compartimentering van cellichamen en pure axonale netwerken (figuur 3D), waarbij de grijze en witte stof van de cortex in de hersenen lijkt. Naast microscopie, kunnen de constructen worden geëvalueerd met een verscheidenheid aan andere methoden 18, afhankelijk van de vraag achter het experiment. Zo kan de isolatie van DNA, RNA en eiwit van de constructen gemakkelijk worden uitgevoerd met gebruikmaking van commerciële kits (figuur 4). De opbrengst van nucleïnezuren en eiwitten per construct afhankelijk van het aantal cellen eerst gezaaid op de zijde steigers. Hoe meer cellen uitgezet hoe hoger het rendement van DNA, RNA en eiwitten. Figuur 1. PTFE mal gebruikt voor zijde spons schavot voorbereiding De afmetingen:.. Diameter van 10 cm, 2 cm hoogte Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2. 3D brain-achtig weefsel model. (A) poreuze zijde spons schavot. (B) live / dood kleuring van neuronen op dag 1 na het zaaien op zijde schavot voor collageen inbedden (groene-levende cellen, rode-dode cellen). Panelen aan de rechterkant tonen de magnification van het gebied dat wordt vastgelegd in het rood frames. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 3. Neuronale gecompartimenteerd uitgroei in de 3D ​​hersenen-achtig weefsel model (A) Steiger compartimenten:. Rood-cel lichaam compartiment, Blue-axonale compartiment. (B) Neuronale groeipatroon op dag 1 na het zaaien voordat collageen inbedding. (C). Neuronale uitgroei op dag 7 na het zaaien in de cel lichaam compartiment. (D) neuronale uitgroei op dag 7 na het zaaien in het axonale compartiment. Groen -. ΒIIITubulin Klik hier om een grotere versie van deze fotofiguur. Figuur 4. Verwachte opbrengst van (A) RNA en DNA, en (B) eiwit per construct in verhouding tot de hoeveelheid cellen uitgezet per steiger (± SD, n = 5). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken .

Discussion

Here we described the guidelines to assemble a compartmentalized 3D brain-like tissue model. The model is characterized by dense polarized culture of neurons resulting in the development of two morphologically different compartments: one containing densely packed cell bodies, second containing pure axonal networks. Overall, the scaffold architecture and growth pattern mimic brain cortical tissue including the six laminar layers and white matter tracts21.

The donut-shaped silk protein-based tissue model allows for modifications and tuning of mechanical properties, versatile structural forms, hydrogel fillers and cellular components. Thus, this tissue model establishes a base platform for a wide range of studies. Silk is a favorable candidate for biomaterial platforms due to its biocompatibility, aqueous-based processing, and robust mechanical and degradation properties22. The silk matrix also serves as a stable anchor to reduce collagen gel contraction over time in culture. The properties such as silk concentration and porosity of the scaffold used in this model have been previously adjusted to achieve optimal cell growth and mechanical properties resulting in brain-like tissue elasticity18,23,24. We suggest to keep these parameters constant to ensure the successful outcome and reproducibility of the experiments.

The 3D neuronal network formation was achieved by combining two types of biomaterials with different mechanical properties: a stiff scaffold to provide neuronal anchoring and a softer gel matrix to permit axon penetration and connectivity in 3D. Selective material preferences of the silk scaffold and soft hydrogel provide the underlying principle for compartmentalizing the neurons from the axonal connections. Due to the inert nature of the silk scaffold, functionalization with poly-D-lysine is required for neuronal attachment. However, other cell adhesion promoting factors can be applied such as RGD25 or fibronectin26. To achieve the 3D network formation the silk scaffold needs to be filled with hydrogel in a timely manner as soon as neurons are attached to the scaffold. Likewise, the collagen matrix filler can be replaced by other hydrogels, thus allowing the study of the influence of 3D extracellular environments on axonal network formation to serve as a platform to evaluate novel hydrogels in terms of neuronal compatibility. Additionally, apart from rat cortical neurons other neuronal sources such as hippocampal neurons or induced pluripotent cell (iPSc)-derived neurons can be utilized. Moreover, the tissue model can be used to study heterocellular interactions by including glial cells along with neurons and to build more complex brain-like tissue.

As shown previously, our model can be utilized to evaluate neuronal functionality in 3D microenvironment with a variety of assays such as cell viability, gene expression, LC-MS/MS and electrophysiology, thus demonstrating physiological relevance of the model18. Other methods, which are frequently utilized to evaluate 3D tissue-engineered constructs, such as immunostaining and microscopy8,9,11 can also be used to assess cell distribution and extent of axonal network formation. However, it has to be noted, that due to the high density of the collagen matrix, the penetration of antibodies and depth of the imaging is limited to few hundred micrometers. Moreover, the signal to noise ratio may be affected by nonspecific background fluorescence. This can be overcome by using lipophilic cell tracers and genetically expressed fluorescent proteins which diminish the need for immunostaining11. Alternatively, the imaging can be performed with 2-photon microscopy instead of usual one-photon technique, which may reduce the signal loss, photobleaching, and can be extended to several hundred micrometers of depth.

Summarizing, the silk and collagen-based brain-like tissue offers a robust platform to study neuronal networks in 3D and is a starting point for the development of more advanced models of neurological disorders in the future. Independent from the mode of evaluation, the relative simplicity of this tissue model supports its utility, success and reproducibility.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank the laboratory of Dr. Stephen Moss for providing embryonic rat brain tissues. M.D.T. designed the original protocol. This work was funded by National Institutes of Health P41 Tissue Engineering Resource Center Grant EB002520. K.C. was supported with Postdoctoral Fellowship from German Research Foundation (DFG) (CH 1400/2-1).

Materials

Na2CO3 Sigma-Aldrich 223530 –
LiBr Sigma-Aldrich 213225 –
MWCO 3500 dialysis cassettes  Thermo Fisher 66110 –
Heating plate Fisher Scientific Isotemp –
Centrifuge 5804 R Eppendorf – –
Sieve Fisher Scientific – No. 270, No. 35, No. 30
PTFE mold – – made in house (Figure 1) 10 cm diameter, 2 cm height
NaCl Sigma-Aldrich 71382 –
Biopsy Punch 5mm World Precision Instrument 501909 –
Biopsy Punch 2mm World Precision Instrument 501908 –
poly-D-lysine Sigma-Aldrich P6407-5MG final concentration 10 ug/ml, dissolved in water
PBS Sigma-Aldrich D1283-500ML –
Trypsin Sigma-Aldrich T4049-500ML –
DNase Roche 10104159001 final concentration 0.3%
Soybean protein Sigma-Aldrich T6522-100MG final concentration 1 mg/ml
Neurobasal medium Gibco 21103049 warm up to 37°C before use
B27 supplement 50x Gibco 17504-044 –
Glutamax Gibco 35050-061 –
Penicilin Streptomycin Corning 30-002-CI –
Collagen I, rat tail, 100 mg Corning 354236 final concentration 3 mg/ml
NaOH Sigma-Aldrich S2770 corrosive
Propidium Iodide Sigma-Aldrich P4170-10MG toxic
Fluorescein Diacetate Sigma-Aldrich F7378-5G –
Olympus MVX10 Olympus – –
Paraformaldehyde Sigma-Aldrich P6148 toxic, final concentration 4%
Bovine Serum Albumin Sigma-Aldrich A7906-10G –
anti-βIIITubulin antibody  Sigma-Aldrich T2200 rabbit 1:500
anti-rabbit Alexa-546 Molecular Probes A11010 goat 1:250
goat serum Sigma-Aldrich G9023-5ML –
Leica SP2 confocal microscope Leica – objective 20x
QIAshredder Qiagen 79654 –
AllPrep DNA/RNA/Protein Mini Kit Qiagen 80004 –
Ethyl alcohol, Pure Sigma-Aldrich E7023  –
2-Mercaptoethanol Sigma-Aldrich 63689
NanoDrop 2000c/2000 UV-Vis Spectrophotometer Thermo Scientific – –
BCA protein assay Thermo Scientific 23225 –
Plate reader Spectramax M2 Molecular Devices – absorbance 562 nm
Micro Scissors, Economy, Vannas-type TedPella 1346 –
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Dua, T., Janca, A., Kale, R., Montero, F., Muscetta, A., Peden, M. Chapter 1, Public health principles and neurological disorders. Neurological Disorders. , (2005).
  2. Ohtsuki, S., Hirayama, M., Ito, S., Uchida, Y., Tachikawa, M., Teresaki, T. Quantitative targeted proteomics for understanding the blood-brain barrier: towards pharmacoproteomics. Expert. Rev. Proteomic. 11 (3), 303-313 (2014).
  3. Hyder, F., Rothman, D. L., Bennett, M. R. Cortical energy demands of signaling and nonsignaling components in brain are conserved across mammalian species and activity levels. Proc Natl Acad Sci USA. 110 (9), 3549-3554 (2013).
  4. Wesseling, H., et al. A combined metabonomic and proteomic approach identifies frontal cortex changes in a chronic phencyclidine rat model in relation to human schizophrenia brain pathology. Neuropsychopharmacology. 38 (12), 2532-2544 (2013).
  5. Fawcett, J. W., Housden, E., Smith-Thomas, L., Meyer, R. L. The growth of axons in three-dimensional astrocyte cultures. Dev Biol. 135 (2), 449-458 (1989).
  6. Cullen, D. K., Simon, C. M., LaPlaca, M. C. Strain rate-dependent induction of reactive astrogliosis and cell death in three-dimensional neuronal-astrocytic co-cultures. Brain Res. 1158, 103-115 (2007).
  7. East, E., de Oliveira, D. B., Golding, J. P., Phillips, J. B. Alignment of astrocytes increases neuronal growth in three-dimensional collagen gels and is maintained following plastic compression to form a spinal cord repair conduit. Tissue Eng. Part A. 16 (10), 3173-3184 (2010).
  8. Dubois-Dauphin, M. L., Toni, N., Julien, S. D., Charvet, I., Sundstrom, L. E., Stoppini, L. The long-term survival of in vitro engineered nervous tissue derived from the specific neural differentiation of mouse embryonic stem cells. Biomaterials. 31 (27), 7032-7042 (2010).
  9. Lancaster, M. A., et al. Cerebral organoids model human brain development and microcephaly. Nature. 501 (7467), 373-379 (2013).
  10. Hogberg, H. T., et al. Toward a 3D model of human brain development for studying gene/environment interactions. Stem Cell Res Ther. 4, S4 (2013).
  11. Kato-Negishi, M., Morimoto, Y., Onoe, H., Takeuchi, S. Millimeter-sized neural building blocks for 3D heterogeneous neural network assembly. Adv Healthc Mater. 2 (12), 1564-1570 (2013).
  12. Watanabe, K., Nakamura, M., Okano, H., Toyama, Y. Establishment of three-dimensional culture of neural stem/progenitor cells in collagen type-1 gel. Restor Neurol Neurosci. 25 (2), 109-117 (2007).
  13. Aurand, E. R., Wagner, J. L., Shandas, R., Bjugstad, K. B. Hydrogel formulation determines cell fate of fetal and adult neural progenitor cells. Stem Cell Res. 12 (1), 11-23 (2014).
  14. Gurkan, U. A., et al. et al..Simple precision creation of digitally specified, spatially heterogeneous, engineered tissue architectures. Adv Mater. 25 (8), 1192-1198 (2013).
  15. Mironov, V., Boland, T., Trusk, T., Forgacs, G., Markwald, R. R. Organ printing: computer-aided jet-based 3D tissue engineering. Trends Biotechnol. 21 (4), 157-161 (2003).
  16. Taylor, A. M., Blurton-Jones, M., Rhee, S. W., Cribbs, D. H., Cotman, C. W., Jeon, N. L. A microfluidic culture platform for CNS axonal injury, regeneration and transport. Nature. 2 (8), 599-605 (2005).
  17. Tang-Schomer, M. D., Davies, P., Graziano, D., Thurber, A. E., Kaplan, D. L. Neural circuits with long-distance axon tracts for determining functional connectivity. J Neurosci Methods. 222, 82-90 (2014).
  18. Tang-Schomer, M. D., et al. Bioengineered functional brain-like cortical tissue. Proc Natl Acad Sci USA. 111 (38), 13811-13816 (2014).
  19. Rockwood, D. N., Preda, R. C., Yücel, T., Wang, X., Lovett, M. L., Kaplan, D. L. Materials fabrication from Bombyx mori silk fibroin. Nat Protoc. 6, 1612-1631 (2011).
  20. Lawrence, B. D., Pan, Z., Weber, M. D., Kaplan, D. L., Rosenblatt, M. I. Silk film culture system for in vitro analysis and biomaterial design. J. Vis. Exp. (62), e3646 (2012).
  21. Maddah, M., Grimson, W. E., Warfield, S. K., Wells, W. M. A unified framework for clustering and quantitative analysis of white matter fiber tracts. Med Image Anal. 12 (2), 191-202 (2008).
  22. Vepari, C., Kaplan, D. L. Silk as a biomaterial. Prog Polym Sci. 32 (8-9), 8-9 (2007).
  23. Yao, D., et al. Salt-leached silk scaffolds with tunable mechanical properties. Biomacromolecules. 13 (11), 3723-3729 (2012).
  24. Kim, U. J., Park, J., Kim, H. J., Wada, M., Kaplan, D. L. Three-dimensional aqueous-derived biomaterial scaffolds from silk fibroin. Biomaterials. 26 (15), 2775-2785 (2005).
  25. Gil, E. S., Mandal, B. B., Park, S. H., Marchant, J. K., Omentetto, F. G., Kaplan, D. L. Helicoidal multi-lamellar features of RGD-functionalized silk biomaterials for corneal tissue engineering. Biomaterials. 31 (34), 8953-8963 (2010).
  26. Hopkins, A. M., et al. Silk hydrogels as soft substrates for neural tissue engineering. Adv Funct Mater. 23 (41), 5140-5149 (2013).
  27. Pacifici, M., Peruzzi, F. Isolation and culture of rat embryonic neural cells: A quick protocol. Vis. Exp. (63), e3965 (2012).

Tags

Silk-collagenPolarized NeuronsBrain-derived NeuronsNeural NetworkAxonal GuidanceCell-cell InteractionCell-matrix InteractionElectrical Function

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Chwalek, K., Sood, D., Cantley, W. L., White, J. D., Tang-Schomer, M., Kaplan, D. L. Engineered 3D Silk-collagen-based Model of Polarized Neural Tissue. J. Vis. Exp. (104), e52970, doi:10.3791/52970 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image