Summary

Électrorétinogramme Analyse de la réponse visuelle chez le poisson zèbre larves

Published: March 16, 2015
doi:

Summary

We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.

Abstract

L'électrorétinogramme (ERG) est une méthode non invasive électrophysiologique pour déterminer la fonction rétinienne. Grâce à la mise en place d'une électrode sur la surface de la cornée, l'activité électrique généré en réponse à la lumière peut être mesurée et utilisée pour évaluer l'activité des cellules rétiniennes in vivo. Ce manuscrit décrit l'utilisation de l'ERG pour mesurer la fonction visuelle chez le poisson zèbre. Poisson zèbre ont longtemps été utilisé comme un modèle pour le développement des vertébrés raison de la facilité de la suppression de gènes par des oligonucléotides morpholino et la manipulation pharmacologique. A 5-10 dpf, seuls les cônes sont fonctionnelles dans la rétine des larves. Par conséquent, le poisson zèbre, la différence d'autres animaux, est un puissant système modèle pour l'étude de la fonction visuelle cône in vivo. Ce protocole utilise l'anesthésie standard, micromanipulation et protocoles stéréomicroscopie qui sont communs dans les laboratoires qui effectuent des recherches de poisson zèbre. Les méthodes décrites font usage de l'équation d'électrophysiologie normeATION et une caméra basse lumière pour guider le placement du micro-électrodes d'enregistrement sur la cornée larvaire. Enfin, nous démontrons comment un ERG stimulateur / enregistreur disponible dans le commerce à l'origine conçu pour une utilisation avec des souris peut facilement être adapté pour une utilisation avec le poisson zèbre. ERG de poisson zèbre larves fournit une excellente méthode de dosage cône fonction visuelle chez les animaux qui ont été modifiés par injection d'oligonucléotides morpholino ainsi que des techniques d'ingénierie des génomes plus récents tels que Zinc Finger nucléases (ZFN), Transcription Activator-Like effecteur nucléases (TALENs), et cluster régulièrement espacées courtes répétitions palindromiques (CRISPR) / Cas9, qui ont tous fortement augmenté l'efficacité et l'efficacité du ciblage de gène chez le poisson zèbre. En outre, nous profitons de la capacité des agents pharmacologiques pour pénétrer larves de poisson zèbre pour évaluer les composants moléculaires qui contribuent à la photoréponse. Ce protocole décrit une configuration qui peut être modifié et utilisé par les chercheursavec différents objectifs expérimentaux.

Introduction

L'électrorétinogramme (ERG) est une méthode électrophysiologique non invasive qui a été largement utilisé en clinique pour déterminer la fonction de la rétine chez les humains. L'activité électrique en réponse à un stimulus lumineux est mesuré en plaçant des électrodes d'enregistrement sur la surface externe de la cornée. Les caractéristiques du modèle de stimulus et la forme d'onde de réponse définissent les neurones rétiniens qui contribuent à la réponse. Cette méthode a été adaptée pour une utilisation avec un certain nombre de modèles animaux, y compris les souris et le poisson zèbre. La réponse ERG vertébrés typique a quatre composantes principales: l'une d'onde, qui est un potentiel de cornée négatif provenant de l'activité des cellules photoréceptrices; la b-ondes, un potentiel de cornée positif dérivé de l'ON cellules bipolaires; le d-ondes, un potentiel de cornée positif interprété comme l'activité des cellules bipolaires OFF; et c-ondes, qui se produit quelques secondes après le b-ondes et reflète l'activité dans la glie Müller et retInal épithélium pigmentaire 1-4. Références supplémentaires pour comprendre l'histoire et les principes de l'analyse ERG chez les humains et les animaux modèles sont le manuel en ligne, WebVision, de l'Université de l'Utah et des textes tels que les Principes et pratique de électrophysiologie clinique de Vision 4, 5.

Danio rerio (poisson zèbre) a longtemps été privilégiée comme un modèle pour le développement des vertébrés, en raison de sa maturation et la transparence rapide, ce qui permet pour l'analyse morphologique non invasive de systèmes d'organes, les tests comportementaux et les deux avant et arrière écrans génétiques (pour revue, voir Fadool et Dowling 6). Larves de poisson zèbre sont prêtent très bien à la manipulation génétique et pharmacologique, qui, lorsqu'il est couplé avec leur taux de fécondité élevé, en font un modèle animal excellente pour les analyses biologiques à haut débit. Le ratio plus élevé de cônes à des tiges chez le poisson zèbre larves – environ 1: 1 par rapport à des souris (~ 3% cônes) – rendent particulièrement utile pour l'étude de la fonction de cône 7-9.

Dans la rétine de vertébrés, cônes se développent avant 10 tiges. Fait intéressant, les cônes de poisson zèbre sont opérationnels dès 4 dpf, permettant une analyse électrophysiologique sélective des cônes à ce stade 6, 11,12. En revanche, les réponses ERG en tiges apparaissent entre 11 et 21 dpf 13. Par conséquent, larves de poisson zèbre à 4-7 servir dpf fonctionnellement comme une rétine tout-cône. Cependant, la réponse ERG photopique natif de 4-7 larves de DPF est dominée par la b-ondes. Application des agents pharmacologiques, tels que la L – (+) – 2-amino-4-phosphono-butyrique (L-AP4), un agoniste de glutamate métabotropique (mGluR6) récepteur exprimé par les cellules conductrices bipolaires, bloque efficacement la génération de la b-ondes et révèle le potentiel de masse isolée de cône du récepteur, (la «une vague») 14-17.

Nous décrivons ici un simple et reliablméthode de e pour l'analyse ERG en utilisant l'équipement disponible dans le commerce ERG conçu pour une utilisation avec des souris qui ont été conçus pour être utilisés avec des larves de poisson zèbre. Ce système peut être utilisé sur des larves de poisson zèbre divers milieux génétiques, ainsi que ceux traités avec des agents pharmacologiques, pour aider les chercheurs à l'identification des voies qui contribuent à la sensibilité visuelle et adaptation à la lumière 16 signalisation. Les procédures expérimentales décrites dans ce protocole guideront les enquêteurs dans l'utilisation de l'analyse ERG pour répondre à une variété de questions biologiques relatives à la vision, et de démontrer la construction d'une configuration souple ERG.

Protocol

l'entretien des animaux et des protocoles expérimentaux ont été approuvés par les soins et l'utilisation des comités institutionnels animales de l'Université de Caroline du Nord à Chapel Hill, et répondent à toutes les exigences de l'Office NIH de laboratoire bien-être animal et de l'Association pour l'évaluation et l'accréditation des animaux de laboratoire Care International. NOTE: Pour obtenir des larves pour l'analyse ERG, publié protocoles pour l'élevage du poisson zèbre standar…

Representative Results

Typiquement, ERG sont enregistrées à partir de larves de poisson zèbre à 5 dpf, depuis un certain nombre d'études ont publié des enregistrements ERG à ce stade neuf, 16,20. Réponses larvaires ont été mesurés dans des conditions adaptés à l'obscurité sans éclairage de fond en utilisant un stimulus 20 msec de lumière LED blanche. Nous avons utilisé un système ERG disponible dans le commerce constitué d'un stimulateur de lumière Ganzfeld et l'ordinateur contrôleur / enregistr…

Discussion

Dans ce protocole, une procédure simple pour les enregistrements ERG de poisson zèbre larvaire est détaillé. Cette procédure permet une analyse rapide et complète de Visual function.There sont plusieurs étapes critiques tout au long de la procédure qui doit être gardé à l'esprit. Les larves de poisson zèbre doit être en bonne santé avant l'expérience pour éviter la mort au cours des traitements potentiels de la drogue et de se assurer des moyens de subsistance prolongée pendant les enregistremen…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank members of the UNC Zebrafish Aquaculture facility for maintenance of the zebrafish. We would also like to thank Diagnosys, LLC for assistance with the setup of the ERG apparatus. Additional thanks go to Dr. Portia McCoy and the laboratory of Dr. Ben Philpot for assistance with electrophysiological methods. We also wish to thank Lizzy Griffiths for her illustration of a larval zebrafish. This work was supported by National Institutes of Health awards F32 EY022279 (to J.D.C) and R21 EY019758 (to E.R.W).

Materials

Name of the Material/Equipment Company Catalog Number Comments/ Description (optional)
Faraday cage 80/20 Inc custom Custom designed aluminum "Industrial Erector Set" for Cage framework
PVA sponge Amazon B000ZOWG1C Provides a soft, moist platform for placement of zebrafish larvae
150 ml Sterile Filter systems Corning 431154 Filtering solutions to prevent small articulates from blocking micropipettes
Espion E2 Diagnosys, LLC contact Modular electrophysiology system capable of generating visual stimuli for any stimulator and digital recording and analysis of responses using propietary software, more information at http://www.diagnosysllc.com
Colordome Diagnosys, LLC contact Light stimulator with RGB LED and Xenon light sources for Ganzfeld ERG, more information at http://www.diagnosysllc.com
Micromanipulator Drummond 3-000-024-R Holding and positioning the recording microelectrode
Magnetic ring stand Drummond 3-000-025-MB Holding and positioning of the camera and refrence electrode
Lead extensions Grass Technologies F-LX Spare female to male 1.5 mm lead cables for connecting electrodes
Male Pin to Female SAFELEAD Adaptor Grass Technologies DF-215/10 Connecting 2 mm pins to 1.5 headboard pins
Window screen frame (metal) and spline Lowes or Home Depot various For attaching copper mesh to Faraday cage framework
Steriflip 50 ml filters Millipore SCGP00525 Filtering solutions to prevent small articulates from blocking micropipettes
BNC adaptor Monoprice 4127 Connecting camera to BNC cable
BNC cable Monoprice 626 Connecting camera to video adaptor
Camera lens Navitar 1582232 Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea
Camera coupler Navitar 1501149 Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea
Luna BNC to VGA + HDMI Converter Sewell SW-29297-PRO BNC to VGA adaptor allowing camera image to project on computer monitor
APB Sigma A1910 mGluR6 agonist, blocks b-wave allowing analysis of the isolated cone mass receptor potential
Borosilicate glass Sutter BF-150-86-10 Fire- polished borosilicate glass (metling temperature = 821°C) with filament and dimensions of 1.5mm x 0.86 mm (outer diameter by inner diameter) 
P97 Flaming/Brown puller Sutter P97 For pulling glass micropipettes
Sorbothane sheet Thorlabs SB12A Synthetic viscoelastic urethane polymer, placed under Passive Isolation Mounts and ERG platform to absorb shock and prevent slipping, can be cut to size
Breadboard Thorlabs B2436F Vibration isolation platfrom for ERG stimulator and zebrafish specimen
Passive Isolation Mounts Thorlabs PWA074 Provides vibration isolation to breadboard
Copper mesh TWP 022X022C0150W36T To line Faraday Cage
Pipette pump VWR 53502-233 Used with Pasteur pipettes to carefully transfer zebrafish larvae
Pasteur pipettes VWR 14672-608 Used with Pipette pump to carefully transfer zebrafish larvae
Camera Watec WAT-902B Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea
Tricaine (MS-222) Western Chemical Tricaine-S Pharmaceutical-grade anesthetic,
Micro-fil WPI MF28G-5 Filling microelectrode holder and microelectrode glass
Microelectrode holder WPI MEH2SW15 Holds glass microelectrode, connects to ERG equipment
Reference Electrode WPI DRIREF-5SH Carefully break off last centimeter of casing to drain electrolyte and expose sintered Ag/AgCl pellet electrode
Reference Electrode (alternative) WPI EP1 Alternative to DRIREF-5SH. Ag/AgCl electrode that must be wired/soldered to connecting lead
Low-noise cable for Microelectrode holder WPI 13620 Connecting recording microelctrode holder to adaptor/headboard

References

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check_url/cn/52662?article_type=t

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Cite This Article
Chrispell, J. D., Rebrik, T. I., Weiss, E. R. Electroretinogram Analysis of the Visual Response in Zebrafish Larvae. J. Vis. Exp. (97), e52662, doi:10.3791/52662 (2015).

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