We present a method for the electroretinographic (ERG) analysis of zebrafish larvae utilizing micromanipulation and electroretinography techniques. This is a simple and straightforward method for assaying visual function of zebrafish larvae in vivo.
De electroretinogram (ERG) is een niet-invasieve elektrofysiologische methode voor het bepalen van retinale functie. Door het plaatsen van een elektrode op het oppervlak van de cornea, elektrische activiteit gegenereerd in reactie op licht kan worden gemeten en gebruikt om de activiteit van retinale cellen in vivo te evalueren. Dit manuscript beschrijft het gebruik van de ERG om de visuele functie te meten in de zebravis. Zebravis zijn al lange tijd gebruikt als een model voor gewervelde ontwikkeling als gevolg van het gemak van het gen onderdrukking door morfolino- oligonucleotiden en farmacologische manipulatie. 5-10 dpf, alleen kegels zijn functioneel in de larvale retina. Daarom is de zebravis, in tegenstelling tot andere dieren, is een krachtig model voor de studie van kegel visuele functie in vivo. Dit protocol maakt gebruik van standaard anesthesie, micromanipulatie en stereomicroscopie protocollen die gangbaar zijn in de laboratoria die de zebravis onderzoek uit te voeren. De geschetste methoden maken gebruik van standaard elektrofysiologie equipment en een weinig licht camera om de plaatsing van de opname micro-elektrode te begeleiden op de larvale hoornvlies. Tenslotte tonen we hoe een commercieel verkrijgbaar ERG stimulator / recorder oorspronkelijk ontworpen voor gebruik met muizen gemakkelijk worden aangepast voor gebruik bij zebravis. ERG van larvale zebravis biedt een uitstekende methode voor het bepalen van kegel visuele functie bij dieren die zijn gewijzigd door morfolino- oligonucleotide injectie, alsook nieuwere genoom engineering-technieken zoals Zinc Finger Nucleasen (ZFNs), transcriptie Activator-Like Effectorcellen Nucleasen (Talens), en Regelmatig Gegroepeerde afgewisseld met korte Palindromic Repeats (CRISPR) / Cas9, die allemaal sterk verhoogde de efficiëntie en effectiviteit van gen targeting in zebravis. Bovendien benutten we het vermogen van farmacologische middelen aan zebravis larven de moleculaire componenten die bijdragen aan de photoresponse evalueren dringen. Dit protocol beschrijft een opstelling die kan worden gemodificeerd en gebruikt door onderzoekersmet diverse experimentele doelen.
De elektroretinogram (ERG) is een niet-invasieve elektrofysiologische werkwijze die uitgebreid is gebruikt in de kliniek voor de bepaling van de functie van de retina bij de mens. De elektrische activiteit in reactie op een stimulus licht wordt gemeten door opname elektroden op het buitenoppervlak van de cornea. De kenmerken van de stimulus paradigma en de respons golfvorm hier de retinale neuronen bijdragen aan de respons. Deze werkwijze is aangepast voor gebruik met een aantal diermodellen zoals muizen en zebravissen. De typische gewervelde ERG response vier hoofdcomponenten: de a-golf, een cornea-negatieve potentiaal afkomstig van fotoreceptorcellen celactiviteit; de b-golf, een hoornvlies-positieve potentiële afgeleid van de ON bipolaire cellen; de d-golf, een cornea-positieve potentiaal geïnterpreteerd als de activiteit van de UIT bipolaire cellen; en de C-golf, die enkele seconden plaatsvindt na de B-golf weerspiegelt activiteit Müller glia en retinal pigment epitheel 1-4. Extra referenties voor het begrijpen van de geschiedenis en beginselen van ERG analyse bij de mens en het model dieren zijn de online leerboek, WebVision, van de Universiteit van Utah en teksten zoals de Principles and Practice of Clinical Electrofysiologie van Vision 4, 5.
Danio rerio (zebravis) is al lang favoriet als een model voor gewervelde ontwikkeling, vanwege de snelle rijping en transparantie, die het mogelijk maakt voor niet-invasieve morfologische analyse van orgaansystemen, gedrags-assays en zowel vooruit als achteruit genetische screens (voor een overzicht, zie Fadool en Dowling 6). Zebravis larven zijn zeer vatbaar voor genetische en farmacologische manipulatie, die, in combinatie met hun hoge vruchtbaarheid, maken ze een uitstekend diermodel voor high-throughput biologische analyses. De hogere verhouding kegels te staven larvale zebravis – ongeveer 1: 1 in vergelijking met muizen (~ 3% cones) – hen bijzonder bruikbaar voor de studie van conus functie 7-9.
In de gewervelde netvlies, kegeltjes ontwikkelen voordat staven 10. Interessant, zebravis kegels zijn werkzaam zo vroeg als 4 dpf, waardoor voor selectieve elektrofysiologische analyse van kegels in die fase 6, 11,12. Daarentegen ERG reacties in staven staan tussen 11 en 21 dpf 13. Daarom zebravis larven op 4-7 dpf dienen functioneel als een all-conus netvlies. Echter, de inheemse photopic ERG reactie van 4-7 DPF larven gedomineerd door de b-golf. Toepassing van farmacologische middelen, zoals L – (+) – 2-amino-4-fosfono-boterzuur (L-AP4), een agonist voor de metabotrope glutamaat (mGluR6) receptor door expressie ON bipolaire cellen blokkeert effectief de generatie van de b-golf en onthult de geïsoleerde kegel massa receptor potential, (de "a-wave") 14-17.
Hier beschrijven we een eenvoudige en reliable werkwijze voor ERG analyse met behulp van commercieel verkrijgbaar ERG materiaal bestemd voor gebruik met muizen die zijn aangepast voor gebruik met zebravis larven. Dit systeem kan worden gebruikt op zebravis larven van verschillende genetische achtergronden, evenals die behandeld met farmacologische middelen, onderzoekers helpen bij de identificatie van signaalroutes die bijdragen aan de visuele gevoeligheid en lichte aanpassing 16. De experimentele procedures die in dit protocol onderzoekers begeleiden bij het gebruik van ERG analyse van verschillende biologische vragen over visie beantwoorden, en tonen de constructie van een flexibele ERG setup.
In dit protocol een eenvoudige procedure voor ERG opnames van larvale zebravis is gedetailleerd. Deze procedure zorgt voor een snelle en uitgebreide analyse van de visuele function.There zijn verschillende kritische stappen tijdens de hele procedure die moet in gedachten worden gehouden. De zebravis larven moeten gezond zijn voor het experiment te overlijden tijdens potentiële behandelingen met medicijnen te voorkomen en te zorgen voor langdurige levensonderhoud tijdens de ERG opnames. Bovendien is het belangrijk dat d…
The authors have nothing to disclose.
We thank members of the UNC Zebrafish Aquaculture facility for maintenance of the zebrafish. We would also like to thank Diagnosys, LLC for assistance with the setup of the ERG apparatus. Additional thanks go to Dr. Portia McCoy and the laboratory of Dr. Ben Philpot for assistance with electrophysiological methods. We also wish to thank Lizzy Griffiths for her illustration of a larval zebrafish. This work was supported by National Institutes of Health awards F32 EY022279 (to J.D.C) and R21 EY019758 (to E.R.W).
Name of the Material/Equipment | Company | Catalog Number | Comments/ Description (optional) |
Faraday cage | 80/20 Inc | custom | Custom designed aluminum "Industrial Erector Set" for Cage framework |
PVA sponge | Amazon | B000ZOWG1C | Provides a soft, moist platform for placement of zebrafish larvae |
150 ml Sterile Filter systems | Corning | 431154 | Filtering solutions to prevent small articulates from blocking micropipettes |
Espion E2 | Diagnosys, LLC | contact | Modular electrophysiology system capable of generating visual stimuli for any stimulator and digital recording and analysis of responses using propietary software, more information at http://www.diagnosysllc.com |
Colordome | Diagnosys, LLC | contact | Light stimulator with RGB LED and Xenon light sources for Ganzfeld ERG, more information at http://www.diagnosysllc.com |
Micromanipulator | Drummond | 3-000-024-R | Holding and positioning the recording microelectrode |
Magnetic ring stand | Drummond | 3-000-025-MB | Holding and positioning of the camera and refrence electrode |
Lead extensions | Grass Technologies | F-LX | Spare female to male 1.5 mm lead cables for connecting electrodes |
Male Pin to Female SAFELEAD Adaptor | Grass Technologies | DF-215/10 | Connecting 2 mm pins to 1.5 headboard pins |
Window screen frame (metal) and spline | Lowes or Home Depot | various | For attaching copper mesh to Faraday cage framework |
Steriflip 50 ml filters | Millipore | SCGP00525 | Filtering solutions to prevent small articulates from blocking micropipettes |
BNC adaptor | Monoprice | 4127 | Connecting camera to BNC cable |
BNC cable | Monoprice | 626 | Connecting camera to video adaptor |
Camera lens | Navitar | 1582232 | Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea |
Camera coupler | Navitar | 1501149 | Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea |
Luna BNC to VGA + HDMI Converter | Sewell | SW-29297-PRO | BNC to VGA adaptor allowing camera image to project on computer monitor |
APB | Sigma | A1910 | mGluR6 agonist, blocks b-wave allowing analysis of the isolated cone mass receptor potential |
Borosilicate glass | Sutter | BF-150-86-10 | Fire- polished borosilicate glass (metling temperature = 821°C) with filament and dimensions of 1.5mm x 0.86 mm (outer diameter by inner diameter) |
P97 Flaming/Brown puller | Sutter | P97 | For pulling glass micropipettes |
Sorbothane sheet | Thorlabs | SB12A | Synthetic viscoelastic urethane polymer, placed under Passive Isolation Mounts and ERG platform to absorb shock and prevent slipping, can be cut to size |
Breadboard | Thorlabs | B2436F | Vibration isolation platfrom for ERG stimulator and zebrafish specimen |
Passive Isolation Mounts | Thorlabs | PWA074 | Provides vibration isolation to breadboard |
Copper mesh | TWP | 022X022C0150W36T | To line Faraday Cage |
Pipette pump | VWR | 53502-233 | Used with Pasteur pipettes to carefully transfer zebrafish larvae |
Pasteur pipettes | VWR | 14672-608 | Used with Pipette pump to carefully transfer zebrafish larvae |
Camera | Watec | WAT-902B | Visualizing the positioning of the recording microelectrode onto the larval cornea |
Tricaine (MS-222) | Western Chemical | Tricaine-S | Pharmaceutical-grade anesthetic, |
Micro-fil | WPI | MF28G-5 | Filling microelectrode holder and microelectrode glass |
Microelectrode holder | WPI | MEH2SW15 | Holds glass microelectrode, connects to ERG equipment |
Reference Electrode | WPI | DRIREF-5SH | Carefully break off last centimeter of casing to drain electrolyte and expose sintered Ag/AgCl pellet electrode |
Reference Electrode (alternative) | WPI | EP1 | Alternative to DRIREF-5SH. Ag/AgCl electrode that must be wired/soldered to connecting lead |
Low-noise cable for Microelectrode holder | WPI | 13620 | Connecting recording microelctrode holder to adaptor/headboard |