Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.
Här visar vi dissektion av kräftor buken nerv sladd. Beredningen består de två sista bröstkorg ganglier (T4, T5) och kedjan av buken ganglierna (A1 till A6). Denna kedja av ganglierna innefattar den del av det centrala nervsystemet (CNS) som driver samordnad förflyttning av pleopods (swimmerets): det swimmeret systemet. Det är känt i över fem decennier som i kräftor varje swimmeret drivs av sin egen oberoende bildgenerator kärna som genererar rytmisk alternerande aktivitet 1-3. De motoriska nervceller som innerverar muskulaturen i varje swimmeret omfattar två anatomiskt och funktionellt distinkta populationer 4. En är ansvarig för upprullning (power stroke, PS) i swimmeret. Den andra driver utdragning (returslaget, RS) i swimmeret. Motor neuroner i swimmeret systemet har möjlighet att producera spontant en fiktiv motormönster, som är identiskt med det mönster registreras i vivo </em> 1.
Syftet med denna rapport är att införa ett intressant och bekvämt modellsystem för att studera rytmgenere nätverk och samordning av oberoende mikrokretsar för elevernas praktiska laboratoriekurser. Protokollet tillhandahålls innehåller steg-för-steg-instruktioner för dissekering av kräftor s buken nerv sladd, sätter den isolerade kedjan av ganglier, desheathing ganglierna och registrera swimmerets fiktiva motormönster extracellulärt från isolerade nervsystemet.
Dessutom kan vi övervaka aktiviteten hos swimmeret nervceller inspelade intracellulärt från dendriter. Här också beskriver vi kortfattat dessa tekniker och ge några exempel. Vidare kan bedömas morfologi swimmeret nervceller med hjälp av olika färgningstekniker. Här ger vi exempel på intracellulära (genom jontofores) färgämnesfyllda nervceller och återfyllning av pooler av swimmeret motoriska nervceller. I vårt labbvi använder detta preparat att studera grundfunktioner fiktiv locomotion, effekten av sensorisk återkoppling på aktiviteten i CNS, och samordningen mellan mikrokretsar på en cellulär nivå.
De swimmerets av kräftor tjäna en funktion i hållning kontrollen och slog rytmiskt när djuren simmar framåt, ventilera sina hålor eller honor lufta sina ägg 5, 6. De swimmerets av signalkräfta, Pacifastacus leniusculus, uppträder i par från den andra till den femte buken segmentet, med en lem på vardera sidan av buken 7. Det centrala nervsystemet producerar på egen rytmiska motor smattra som driver swimmeret rörelse i intakta djuret såväl som i den isolerade nerv sladd beredningen. När det inte finns någon sensorisk återkoppling eller fallande ingång närvarande den rytmiska motormönstret produceras kallas fiktiv locomotion 1, 2. I swimmeret systemet denna motor mönster skiljer sig inte i någon parameter från aktiviteten av swimmerets mäts i intakta djur.
Förflyttningen av varje swimmeret drivs av en mikrokrets som är placerad i och begränsat till en corresponding hemiganglion 1 -. 3 I varje mikrokrets finns en bildgenerator kärna som innefattar fem identifierade icke spiknings interneuronen. De kan funktionellt karakteriseras som antingen Inhibitor of Power Stroke (IPS) eller hämmare av Return Stroke (IRS) 8. Dessa IPS och IRS interneuronen inte endogena oscillatorer, snarare deras alternerande aktiviteten drivs av ömsesidig inhibition 9. Eftersom dessa interneuronen hämmar swimmeret motoriska nervceller direkt, är den alternerande PS-RS rörelse genererade 10. Locomotion dock inte bara kräva generering av verksamheten, men också samordning av olika oberoende mikrokretsar. I swimmeret systemet sådan samordning upprättas av den samordnande mikrokrets som säkerställer att lemmar är aktiva vid rätt tidpunkter. Denna mikrokrets är byggd av tre identifierade nervceller i varje segment 11-15.
Detta protokoll föreskriver the första gången en steg-för-steg-dissektion guide att isolera kedjan av ganglier (T4 till A6, figur 1). Vi visar hur till stift den isolerade buken nerv sladd och desheathe varje ganglion. I detta isolerade nervsystemet förberedelser, de nervceller som ansvarar för swimmeret rörelse är redo för användning i elektrofysiologiska och morfologiska experiment. Den andra delen av detta protokoll visar huvuddragen i den swimmeret motormönstret. Detta inkluderar en steg-för-steg-guide till extracellulärt rekord aktiviteten av swimmeret motoriska nervceller. Axoner av RS motoriska nervceller skjuta ut genom den främre grenen av nerven N1, medan axoner av PS motoriska nervceller skjuta ut genom den bakre grenen av samma nerv (fig 1) 4. Därför kan spelas in sin verksamhet från dessa grenar med differentialstiftelektroder.
<br/> Figur 1: Isolerad nervsystemet från bröstkorg ganglion 4 (T4) till buken ganglion 6 (A6) och ett schematiskt diagram av det T4:. Bröstkorg ganglion 4; T5: bröstkorg ganglion 5; A1, A2 … A6 buken ganglion 1, buken ganglion 2 … buken ganglion 6; N1: nerv N1; N2: nerv N2; N3: nerv N3; PS: power-takt; RS: retur-stroke. Riktnings förkortningar: A = anterior; P = posterior.
Denna dissektion förfarande och elektrofysiologiska tekniken demonstreras är praktiskt för studenter och kan komplettera elev praktiska kurser i fysiologi. Det isolerade kedja av ganglier har använts i ett antal experiment för att studera nervsystemets funktion, samordning, eller modulering av swimmeret mikrokretsar 6 liksom neuronal kontroll av adaptivt beteende i locomotion 16, 17. Det kräftor swimmeret Systemet tillhandahåller således en enorm mängd intressant undervisning eller tregnar möjligheter som alla börjar med dissektion av den ventrala nerv sladd av kräftor och extracellulärt inspelning av den fiktiva motormönstret.
Anatomi kräftor och deras buken ganglierna har beskrivits tidigare 5, 18, 19, 20 och det rekommenderas att bekanta sig med dem innan dissekering för att undvika kapning viktiga nerver.
Det är viktigt att hålla beredningen vid temperaturer under 23 ° C för att förhindra nedbrytning av isolerade nerv sladd. Detta kan åstadkommas enkelt genom ersättning av badlösningen varje 20-30 min med kall kräftor saltlösning. Under dessa omständigheter kedjan ganglierna …
The authors have nothing to disclose.
Vi tackar Jos Burgert för att hjälpa till med några av siffrorna. Vi är tacksamma för Ingo Selbach (och gruppen "Edelkrebsprojekt NRW") för hans ansträngningar att leverera labbet med försöksdjur. Vi tackar Anna C. Schneider för korrekturläsning första versionerna av manuskriptet. Denna forskning stöds av en Emmy Noether DFG bidrag SM 206 / 3-1 och en startbidrag vid universitetet i Köln för kvinnliga lärare.
Name of Material/ Equipment | Type | Company | Catalog Number | Comments/ Description |
4-channel extracellular amplifier: MA 102 | Amplifier | Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany | for extracellular recording | |
air-table | Technical Manufacturing Corporation (TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA |
63-534 | for intracellular recording | |
Axon Digidata 1440A | Digitizer | Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA | DD1440A | digitizes recorded signals |
big bucket | filled with ice | |||
Clampex & Clampfit | pClamp 10, recording and analysis software | Molecular Devices Design, Union City, CA | pClamps 10 Standard | for extracellular recording |
cold lamp source | with flexible light guide (fiber optic bundle) | Euromex microscopes holland, Arnhem, BD | LE.5211 & LE.5235 | |
computer and monitor | equipped with recording software | for extracellular recording | ||
container and pipette for liquid waste | ||||
crayfish saline | contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4. | always keep at temperatures ~ 4° C | ||
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) | fluorescent dye, lysine fixable | Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany | D3328 | for intracellular dyefill of neurons |
differential pin electrodes | made from stainless steel ɸ 0.2 mm | for extracellular recording | ||
dissection dish | (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone | used in the gross disection | ||
faraday cage | for extracellular recording | |||
fixing pins | for pinning the specimen | |||
forceps (biology, Dumont #5) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11252-20 | fine forceps: used to pick nerves |
forceps (biology, Dumont #55) | Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11255-20 | extra fine forceps: used for desheathing |
forceps (electronic, Dumont #5) | Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX | Fine Science Tools (FST), Germany | 11251-20 | coarse forceps: used to grab specimen and pins |
intracellular electrode | Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament | Sutter Instruments, Novato, CA | BF100-50-10 | for intracellular recording and dyefill of neurons |
Leica S8 Apo StereoZoom | Dissection Microscope Zoom 1x – 8x | Leica, Germany | 10446298 | for extracellular recording |
microscope table | for extracellular recording | |||
mirror | to illuminate preparation from below | for extracellular recording | ||
modeling clay | for extracellular recording | |||
Olympus SZ61 | Dissection Microscope Zoom 0.67x – 4.5x | Olympus, Germany | for the dissection | |
petri dish | 94 x 16 mm; lined with clear silicone | Greiner bio-one, Germany | 633180 | used to pin the isolated chain of ganglia |
ring scissors | ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 14054-13 | for gross dissection (steps 2.1 – 2.11) |
saline dispenser with a 16 gauge needle (outer ɸ 1.6mm) attached via a flexible tube. | Volume ~ 60ml, | used for exsanguination | ||
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors | cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 15024-10 or 15000-08 | for desheathing |
stainless steel wire ɸ 0.125 mm | to cut pins of 4-7 mm length | Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany | for pinning of the nerve cord | |
student Vannas spring scissors or alternative: Moria Spring Scissors | cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm | Fine Science Tools (FST), Germany | 91500-09 or 15396-00 | for gross and fine disection (steps 2.11 – 3.14) |
sylgard | 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon | Dow Corning, Midland, MI, USA | ||
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip | for extracellular recording |