Summary

Die swimmeret System der Crayfish: Ein praktischer Leitfaden für die Dissektion der Nervenstrang und extrazellulären Recordings der Motor Pattern

Published: November 25, 2014
doi:

Summary

Here we describe the dissection of the crayfish abdominal nerve cord. We also demonstrate an electrophysiological technique to record fictive locomotion from swimmeret motor neurons.

Abstract

Hier zeigen wir die Dissektion der Krebse Bauchnervenstrang. Die Herstellung umfasst den letzten zwei Thoracalganglien (T4, T5) und die Kette der Abdominalganglien (A1 bis A6). Diese Kette von Ganglien umfasst den Teil des zentralen Nervensystems (ZNS), die koordinierte Bewegungs der Pleopoden (swimmerets) treibt: der swimmeret System. Es ist für mehr als fünf Jahrzehnten, die in Flusskrebse jeweils swimmeret wird durch eine eigene, unabhängige Mustererzeugungs Kernel, der rhythmischen Wechselaktivität 1-3 erzeugt angetrieben bekannt. Die Motoneuronen innervieren die Muskulatur jeder swimmeret anatomisch und funktionell unterschiedliche Populationen 4 umfassen zwei. Einer ist für den Rückzug (Arbeitstakt, PS) des swimmeret verantwortlich. Die andere treibt die Verschleppung (Rücklauf, RS) des swimmeret. Motoneuronen des swimmeret Systems sind in der Lage, spontan eine fiktive Motor Muster, welches identisch mit dem in vivo aufgezeichnete Muster ist </em> 1.

Das Ziel dieses Berichts ist es, eine interessante und bequeme Modellsystem zur Untersuchung Rhythmus erzeugenden Netzwerke und Koordination von unabhängigen Mikroschaltungen aus praktischen Laborkurse Schüler einzuführen. Die zur Verfügung gestellten Protokoll enthält Schritt-für-Schritt-Anleitung für die Präparation der Bauchnervenstrang der Krebse ist, Pinning der isoliert Kette von Ganglien, desheathing die Ganglien und die Aufzeichnung der swimmerets fiktiven Motor Muster extrazellulär aus dem isolierten Nervensystem.

Darüber hinaus können wir die Aktivität von Neuronen swimmeret intrazellulär von Dendriten, aufgezeichnet. Hier beschreiben wir kurz auch diese Techniken und stellen einige Beispiele. Weiterhin kann die Morphologie swimmeret Neuronen mit Färbetechniken beurteilen. Hier stellen wir Beispiele für intrazelluläre (durch Iontophorese) Farbstoff gefüllt Neuronen und Hinterfüllungen von Pools von swimmeret Motoneuronen. In unserem Laborwir diese Vorbereitung auf die Grundfunktionen des fiktiven Fortbewegung, die Wirkung der sensorischen Rückmeldung über die Aktivität des ZNS, und die Koordinierung zwischen Mikroschaltungen auf zellulärer Ebene zu untersuchen.

Introduction

Die swimmerets von Krebsen dienen eine Funktion in Lageregelung und schlugen rhythmisch, wenn die Tiere schwimmen freuen, lüften ihre Höhlen oder Weibchen ihre Eier belüften 5, 6. Die swimmerets der Signalkrebs, Pacifastacus leniusculus treten paarweise vom zweiten bis zum fünften Abdominalsegment, mit einem Schenkel auf jeder Seite des Bauches 7. Das Zentralnervensystem produziert eigener rhythmischen Motor Rüttler, der die swimmeret Bewegung in intakten Tier als auch in der isolierten Nervenstrang Herstellung antreibt. Wenn es keine sensorische Rückmeldung oder absteige gegenwärtigen Eingangs die erzeugte rhythmische Motormuster heißt fiktive Lokomotion 1, 2. Im swimmeret System dieser Motor Muster nicht in jedem Parameter aus der Aktivität der swimmerets im intakten Tier gemessen abweichen.

Die Bewegung jedes swimmeret wird durch eine Mikroschaltung, die in sich und mit einem c beschränkt angetriebenhenden hemiganglion. 1 – 3 In jedem Mikro es eine Mustererzeugungs Kernel, der fünf identifizierten nicht Spiking Inter umfasst. Sie können funktionell als charakterisiert werden entweder Inhibitor of Power Stroke (IPS) oder Inhibitor of Return Stroke (IRS) 8. Diese IPS und IRS Inter nicht endogene Oszillatoren, sondern ihre Wechselaktivität wird durch reziproke Hemmung 9 angetrieben. Da diese Inter direkt hemmen die swimmeret Motoneurone wird die Wechsel PS-RS Bewegung erzeugt 10. Locomotion jedoch erfordert nicht nur die Erzeugung der Aktivität, sondern auch die Koordination der verschiedenen unabhängigen Mikroschaltungen. Im swimmeret System wird von der koordinierenden Mikroschaltung, die gewährleistet, dass Gliedmaßen richtigen Zeiten aktiv sind, eine solche Koordinierung etabliert. Diese Mikroschaltung wird von drei identifizierten Neuronen in jedem Segment 11 bis 15 aufgebaut.

Dieses Protokoll sieht the erstmals ein Schritt-für-Schritt-Dissektion Führung, um die Kette der Ganglien (T4 bis A6, 1) zu isolieren. Wir zeigen, wie man den Stift isoliert Bauchnervenstrang und desheathe jedes Ganglion. In diesem isoliert Nervensystem Vorbereitung sind die Neuronen für swimmeret Bewegung verantwortlich bereit für den Einsatz in elektrophysiologischen und morphologischen Experimente. Der zweite Teil dieses Protokolls zeigt die Hauptmerkmale des Motor swimmeret Muster. Dies beinhaltet eine Schritt-für-Schritt-Anleitung zum extrazellulär Rekord die Aktivität swimmeret Motoneuronen. Axone RS Motorneuronen projizieren durch den vorderen Ast von Nerven N1, während Axone PS Motorneuronen projizieren durch den hinteren Ast desselben Nerven (Abbildung 1) 4. Daher kann ihre Tätigkeit den folgenden Buchhandlungen mit Differenzstiftelektroden aufgezeichnet werden.

Figur 1<br/> 1: Getrenntes Nervensystems aus Brustganglion 4 (T4) zu Abdominalganglion 6 (A6) und ein schematisches Diagramm davon T4. Brustganglion 4; T5: thorakalen Ganglion 5; A1, A2 … A6 Abdominalganglion 1, Abdominalganglion 2 … Abdominalganglion 6; N1: Nerven N1; N2: Nerven N2; N3: Nerven N3; PS: Macht-Takt; RS: Rücktakt. Directional Abkürzungen: A = Front; P = posterior.

Diese Dissektion Verfahren und die elektrophysiologische Technik gezeigt, sind geeignet für Studenten und Schüler können Praktika in der Physiologie zu ergänzen. Die isolierte Kettenganglien wurde in einer Reihe von Versuchen verwendet worden, um Funktion des Nervensystems, Koordination oder Modulation swimmeret Mikro 6 sowie neuronalen Steuerung der adaptiven Verhaltens der Lokomotion 16, 17 untersucht werden. Das Krebs swimmeret System stellt somit einen enormen von interessanten Unterricht oder tregnet Möglichkeiten, die alle beginnen mit der Präparation der Bauchmark von Flusskrebsen und extrazelluläre Aufnahme der fiktiven Motor Muster.

Protocol

Diese Dissektion Verfahren ist gemäß der Europäischen Gemeinschaften Richtlinie des Rates vom 22. nd September 2010 (2010/63 / EU). 1. Vorbereitung Erhalten Krebse, Pacifastacus leniusculus (Dana), beider Geschlechter ≥8 cm groß. Stellen Sie sicher, dass die Tiere sind von entscheidender Bedeutung und den Bauch und Bauch Gliedmaßen intakt sind. Achten Sie darauf, um den Panzer zu untersuchen und dass diese Schuppenschicht ist hart und steif. Vo…

Representative Results

Mit der gleichzeitigen extrazelluläre Ableitungen von RS und PS, Motorneuronen von einem Ganglion, das Wechselaktivität dieser Motorneuronenpools, kann überwacht werden (Abbildung 18), die die fiktive Fortbewegungsmuster. Abbildung 18: Schematische Darstellung einer Ganglien und Platzierung der Differenzstiftelektrode extrazellulären Aufzeichnung von RS Motorneuronen (obere Kurve) …

Discussion

Die Anatomie der Krebse und ihre Bauchganglien zuvor 5, 18, ​​19, 20 beschrieben, und es wird empfohlen, vor der Dissektion, um Schneiden von wichtigen Nerven zu vermeiden mit ihnen vertraut machen.

Es ist entscheidend, um die Vorbereitung bei Temperaturen unter 23 ° C zu halten, um den Abbau des isolierten Nervenstrang zu vermeiden. Dies kann einfach durch Austausch der Badlösung alle 20-30 min mit kaltem Krebse Salz erreicht werden. Unter diesen Umständen ist die Ke…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Wir bedanken uns bei Jos Burgert für die Hilfe bei einigen der Figuren. Wir danken Ingo Selbach (und der Gruppe "Edelkrebsprojekt NRW") für seine Bemühungen um das Labor mit Versuchstieren zu versorgen. Wir danken Anna C. Schneider für das Korrekturlesen ersten Versionen des Manuskripts. Diese Arbeit wurde durch ein Emmy Noether-Stipendium der DFG SM 206 / 3-1 und dem Start Gewährung der Universität zu Köln für weibliche Dozenten unterstützt.

Materials

Name of Material/ Equipment Type Company Catalog Number Comments/   Description
4-channel extracellular amplifier: MA 102  Amplifier Elektroniklabor, Zoologie, Universität zu Köln, Germany for extracellular recording
air-table Technical Manufacturing Corporation
(TMC) a unit of AMETEK Ultra Precision Technologies, Peabody, MA, USA
63-534 for intracellular recording
Axon Digidata 1440A Digitizer Axon Instruments, Molecular Devices Design, Union City, CA DD1440A digitizes recorded signals 
big bucket  filled with ice
Clampex & Clampfit pClamp 10, recording and analysis software Molecular Devices Design, Union City, CA pClamps 10 Standard for extracellular recording
cold lamp source with flexible light guide (fiber optic bundle)  Euromex microscopes holland, Arnhem, BD LE.5211 & LE.5235
computer and monitor equipped with recording software for extracellular recording
container and pipette for liquid waste 
crayfish saline  contains (in mM): 5.4 KCl, 2.6 MgCl2, 13.5 CaCl2, and 195 NaCl, buffered with 10mM Tris base and 4.7mM maleic acid; aerated for 3 hours. Adjust at pH of 7.4.  always keep at temperatures ~ 4° C
dextran, Texas Red (3000MW, lysine fixable) fluorescent dye, lysine fixable Life Technologies GmbH, Darmstadt, Germany D3328 for intracellular dyefill of neurons
differential pin electrodes made from stainless steel ɸ 0.2 mm for extracellular recording
dissection dish  (l x w x h) 15x7x5 cm; linned with black silicone used in the gross disection
faraday cage for extracellular recording
fixing pins for pinning the specimen
forceps (biology, Dumont #5) Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX Fine Science Tools (FST), Germany 11252-20 fine forceps: used to pick nerves
forceps (biology, Dumont #55) Forceps: Biology, tip 0.05 x 0.02 mm, length 11cm, INOX Fine Science Tools (FST), Germany 11255-20 extra fine forceps: used for desheathing
forceps (electronic, Dumont #5) Forceps: Standard, tip 0.1 x 0.06 mm, length 11cm, INOX Fine Science Tools (FST), Germany 11251-20 coarse forceps:                          used to grab specimen and pins
intracellular electrode Borosilicate glass capillaries (outer/inner diameter: 1mm/0.5mm), with filament Sutter Instruments, Novato, CA BF100-50-10 for intracellular recording and dyefill of neurons
Leica S8 Apo StereoZoom Dissection Microscope                       Zoom 1x – 8x Leica, Germany 10446298 for extracellular recording
microscope table for extracellular recording
mirror to illuminate preparation from below for extracellular recording
modeling clay for extracellular recording
Olympus SZ61 Dissection Microscope                       Zoom 0.67x – 4.5x Olympus, Germany for the dissection
petri dish  94 x 16 mm; lined with clear silicone Greiner bio-one, Germany 633180 used to pin the isolated chain of ganglia
ring scissors ThoughCut, cutting edge: sharp/blunt, straight: 13cm Fine Science Tools (FST), Germany 14054-13 for gross dissection                    (steps 2.1 – 2.11)
saline dispenser  with a 16 gauge needle (outer ɸ 1.6mm) attached via a flexible tube. Volume ~ 60ml, used for exsanguination
spring scissors or alternative: Vannas spring scissors cutting edge: 8 mm, tip diameter: 0.2mm, straight: 10cm or cutting edge 2.5 mm, tip diameter 0.075 mm, straight: 8cm Fine Science Tools (FST), Germany 15024-10 or          15000-08 for desheathing 
stainless steel wire ɸ 0.125 mm  to cut pins of 4-7 mm length Goodfellow GmbH, Bad Nauheim, Germany for pinning of the nerve cord
student Vannas  spring scissors or alternative:  Moria Spring Scissors cutting edge: 5mm, tip diameter: 0.35mm, straight: 9cm or cutting edge: 5mm, tip diameter 0,1 mm, straight: 8 cm Fine Science Tools (FST), Germany 91500-09 or           15396-00 for gross and fine disection        (steps 2.11 – 3.14)
sylgard 184 Silicone Elastomer Base and Curing Agent; for black sylgard add activated carbon Dow Corning, Midland, MI, USA
syringe filled with petroleum jelly and equipped with a 20 gauche needle with rounded tip for extracellular recording

References

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check_url/cn/52109?article_type=t

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Cite This Article
Seichter, H. A., Blumenthal, F., Smarandache-Wellmann, C. R. The Swimmeret System of Crayfish: A Practical Guide for the Dissection of the Nerve Cord and Extracellular Recordings of the Motor Pattern. J. Vis. Exp. (93), e52109, doi:10.3791/52109 (2014).

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