Construcción de Matrices Microdrive para grabaciones neuronales crónicas en Awake Ratones Behaving
Summary
Se describe el diseño y montaje de microdrives en registros electrofisiológicos in vivo de las señales del cerebro del ratón. Uniendo paquetes de microelectrodos a los transportistas accionables resistentes, estas técnicas permiten grabaciones neuronales a largo plazo y estable. El diseño ligero permite un rendimiento conductual sin restricciones por el animal después de la implantación en coche.
Abstract
Registros electrofisiológicos State-of-the-art de los cerebros de los animales comportarse libremente permiten a los investigadores examinar simultáneamente los potenciales de campo locales (LFPs) de poblaciones de neuronas y los potenciales de acción de las células individuales, ya que el animal se dedica a experimentalmente tareas pertinentes. Microdrives crónicamente implantados permiten grabaciones del cerebro para durar por períodos de varias semanas. Unidades miniaturizados y componentes ligeros permiten estas grabaciones a largo plazo para los pequeños mamíferos, tales como ratones. Mediante el uso de tetrodos, que consisten en paquetes herméticamente trenzados de cuatro electrodos en el que cada cable tiene un diámetro de 12,5 micras, es posible aislar neuronas fisiológicamente activos superficiales en regiones del cerebro tales como la corteza cerebral, hipocampo dorsal, y subículo, así como regiones más profundas, tales como el cuerpo estriado y la amígdala. Además, esta técnica asegura, alta fidelidad grabaciones neuronales estables como el animal se enfrenta con una variedad de las tareas de comportamiento. Este manuscrito describe varias técnicas que han sido optimizados para grabar desde el cerebro del ratón. En primer lugar, se muestra cómo fabricar tetrodos, cargarlos en tubos accionables, y la placa de oro sus consejos con el fin de reducir su impedancia de mW a la gama kW. En segundo lugar, se muestra cómo construir un conjunto de microdrive personalizada para el transporte y movimiento de los tetrodos vertical, con el uso de materiales de bajo costo. En tercer lugar, se muestran los pasos para el montaje de un microdrive disponible comercialmente (Neuralynx VersaDrive) que está diseñado para llevar a tetrodos independientemente movibles. Finalmente, se presentan resultados representativos de los potenciales de campo locales y las señales de una sola unidad obtenidos en el subiculum dorsal de los ratones. Estas técnicas pueden ser fácilmente modificados para adaptarse a diferentes tipos de conjuntos de electrodos y los sistemas de registro en el cerebro del ratón.
Introduction
El uso de la técnica de microelectrodos para registrar las señales neuronales extracelulares in vivo tiene una larga tradición y se valora en neurociencia 1, 2. La capacidad para registrar la actividad eléctrica a partir de muchas regiones del cerebro en animales comportarse libremente es, sin embargo, una tecnología más reciente que se está volviendo cada vez más común como los paquetes de software para la adquisición, el análisis y la discriminación de las señales neurales se hace más sofisticada y fácil de usar 3, 4. Los avances tecnológicos en el lado de software también han ido acompañadas de reducciones en el peso y el volumen de los dispositivos implantables, que se han ampliado lo suficiente para grabar en pequeños mamíferos, como ratones. Mediante el uso de componentes ligeros (en su mayoría de plástico), los investigadores son capaces de construir microdrives que permiten el posicionamiento independiente de electrodos o tetrodos para apuntar una amplia variedad de regiones cerebrales 5-7. Incluso las estructuras cerebrales profundos, tales como laamígdala 6 y el cuerpo estriado 5, pueden ser dirigidos de forma rutinaria con la selección de un tornillo de accionamiento apropiadamente larga. Estas técnicas de grabación permiten a los investigadores para obtener señales neuronales de alta fidelidad y están en registro con la actividad eléctrica de las neuronas individuales registradas intracelularmente 8, 9. El uso de estos tipos de microdrives, hemos registrado con éxito las unidades individuales de los ratones de hasta dos meses después de la implantación 10. Además, la naturaleza de peso ligero de los dispositivos (aproximadamente 1,5-2,0 g) ha dado como resultado en el rendimiento de comportamiento que es comparable a los ratones no implantados en muchas tareas de comportamiento. En particular, hemos demostrado que los ratones implantados presentan el rendimiento normal en la novela tarea de reconocimiento de objetos 10 y el lugar tarea objeto (datos no publicados).
El uso de microdrives junto a varios tetrodos permite a los investigadores monitorear y analizar la actividad neuronal a nivel de redmientras que también se graba desde múltiples unidades individuales dentro del cerebro. Grabación con estos tetrodos tiene varias ventajas importantes para fines de identificación de la unidad y permite la adquisición de alta precisión y la discriminación de las múltiples unidades individuales 11. Se describe cómo fabricar y paquetes tetrodo oro placa y, posteriormente, a cargar en portaelectrodos accionables. Un tipo de soporte de la unidad que describimos está disponible comercialmente y el otro es un diseño simple, pero fácilmente ampliable, una unidad con capacidad para múltiples operadores y arreglos tetrodo sin una inversión significativa de recursos.
Protocol
Representative Results
Discussion
Hemos descrito un conjunto de técnicas para la construcción de microdrives ligeros y compactos para la grabación de la unidad extracelular y la actividad potencial de campo en ratones. Con la construcción de microdrives personalizados con bases Hecha de vidrio acrílico (metacrilato de metilo), el núcleo del sistema se puede adaptar fácilmente para múltiples unidades y para la orientación de una amplia gama de regiones neuronales. Hemos modificado con éxito el sistema de registro de múltiples dianas cerebrales…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Damos las gracias a Daniel Carpi por su ayuda y los primeros aportes a este proyecto. También agradecemos a Lucrecia Novoa por su ayuda con las ilustraciones y las imágenes. Este trabajo fue apoyado por el NIH / NIAID subvención programa 5P01AI073693-03.
Materials
| Name of Reagent/Material | Company | Catalog Number | Comments |
| 0.0005″ (12.5 μM) diameter Platinum-Iridium wire | California Fine Wire | CFW#100-167 | HML VG insulated www.calfinewire.com |
| 0.002″ (50 μM) diameter Stableohm 675 wire | California Fine Wire | CFW# 100-188 | HML insulated Ni-Cr |
| polyamide tubing | Polymicro Technologies | 1068150020 | 99 micron I.D., 166 micron O.D. www.polymicro.com |
| brass guides | World Plastics Inc | 3.3 x 6.6 mm | |
| Delrin blocks | World Plastics Inc | 3.13 x 2.5 mm | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 00-90 x 1/2 | drive screw www.jimorrisco.com |
| hex brass nuts | J.I. Morris Co. | 00-90 | |
| Fillister head brass screws | J.I. Morris Co. | 000-120 x 3/32 | EIB mount and ground screw |
| plexiglass acrylic | Canal Street Plastics | 5 mm thick, clear, www.cpcnyc.com | |
| cyanoacrylate | Krazy Glue | 2 g tube | |
| electronic interface board | Neuralynx | EIB-18 | www.neuralynx.com |
| non-cyanide gold solution | SIFCO | SIFCO 5355 | www.sifcoasc.com |
| VersaDrive 4 | Neuralynx | four tetrode model | |
| tetrode assembly station | Neuralynx | ||
| motorized tetrode spinner | Neuralynx | tetrode spinner 2.0 | |
| VersaDrive jig | Neuralynx | ||
| soldering iron | Radio Shack | 64-2802B | www.radioshack.com |
| nanoZ | Neuralynx | ||
| small bit drill/driver | Ram Products | Rampower 35 | with footpedal controller, www.ramprodinc.com |
| drill bits | Small Parts, Inc. | 3/32″ bits, www.smallpartsinc.com | |
| dissecting microscope | Olympus | SZ-60 | www.olympusamerica.com |
| heat gun | Alphawire | Fit gun 3 | use setting “1” only, www.alphawire.com |
| 26 AWG copper wire | Arcor Electronics | F26 | for ground wires, www.arcorelectronics.com |
| soldering flux | Eagle | 2 oz, #205 | |
| 0.02″ diameter solder | Kester | 24-6337-0010 | www.kester.com |
| benchtop vise | Vacu-Vise | Model 300 | |
| fiber optic light | Nikon | MKII | dual light arms, www.nikon.com |
| 5-min epoxy | Allied Electronics | 25 ml, www.alliedelec.com | |
| fine tweezers | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-4907, RS-5010 | INOX material, www.roboz.com |
| micro dissecting scissors | Roboz Surgical Instrument Co. | RS-5880 |
Table 1. Materials and reagents used for constructing tetrodes and microdrives.
References
- Recce, M. L., O’Keefe, J. The tetrode: a new technique for multi-unit extracellular recording. Soc. Neurosci. Abstr. 15, 1250 (1989).
- O’Keefe, J., Recce, M. Phase relationship between hippocampal place units and the EEG theta rhythm. Hippocampus. 3, 317-330 (1993).
- Chen, G., Wang, L. P., Tsien, J. Z. Neural population-level memory traces in the mouse hippocampus. PLoS ONE. 4 (12), e8256 (2009).
- Buzsáki, G., Anastassiou, C. A., Koch, C. The origin of extracellular fields and currents — EEG, ECoG, LFP, and spikes. Nat. Rev. Neurosci. 13 (6), 407-420 (2012).
- Tort, A. B., Kramer, M. A., et al. Dynamic cross-frequency coupling of local field potential oscillations in rat striatum and hippocampus during performance of a T-maze task. Proc. Nat. Acad. Sci. U.S.A. 105 (51), 20517-20522 (2008).
- Seidenbecher, T., Laxmi, R., et al. Amygdalar and hippocampal theta rhythm synchronization during fear memory retrieval. Science. 301 (5634), 846-850 (2003).
- Yamamoto, J., Wilson, M. A. Large-scale chronically implantable precision motorized microdrive array for freely behaving animals. J. Neurophysiol. 100 (4), 2430-2440 (2008).
- Harris, K. D., Henze, D. A., et al. Accuracy of tetrode spike separation as determined by simultaneous intracellular and extracellular measurements. J. Neurophysiol. 84 (1), 401-414 (2000).
- Henze, D. A., Borhegyi, Z., et al. Intracellular features predicted by extracellular recordings in the hippocampus in vivo. J. Neurophysiol. 84 (1), 390-400 (2000).
- Chang, E. H., Huerta, P. T. Neurophysiological correlates of object recognition in the dorsal subiculum. Front. Behav. Neurosci. 6, 46 (2012).
- Gray, C. M., Maldonado, P. E., et al. Tetrodes markedly improve the reliability and yield of multiple single-unit isolation from multi-unit recordings in cat striate cortex. J. Neurosci. Methods. 63 (1-2), 43-54 (1995).
- O’Keefe, J., Dostrovsky, J. The hippocampus as a spatial map. Preliminary evidence from unit activity in the freely-moving rat. Brain Res. 34 (1), 171-175 (1971).
- Wilson, M. A., McNaughton, B. L. Dynamics of the hippocampal ensemble code for space. Science. 261 (5124), 1055-1058 (1993).
- Buzsáki, G. . Rhythms of the Brain. , (2006).
- McHugh, T. J., Blum, K. I., et al. Impaired hippocampal representation of space in CA1-specific NMDAR1 knockout mice. Cell. 87 (7), 1339-1349 (1996).
- Resnik, E., McFarland, J. M., et al. The effects of GluA1 deletion on the hippocampal population code for position. J. Neurosci. 32 (26), 8952-8968 (2012).
- Cacucci, F., Yi, M., et al. Place cell firing correlates with memory deficits and amyloid plaque burden in Tg2576 Alzheimer mouse model. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105 (22), 7863-7868 (2008).
- Sigurdsson, T., Stark, K. L., et al. Impaired hippocampal-prefrontal synchrony in a genetic mouse model of schizophrenia. Nature. 464 (7289), 763-767 (2010).
- Engel, A. K., Moll, C. K., et al. Invasive recordings from the human brain: clinical insights and beyond. Nat. Rev. Neurosci. 6 (1), 35-47 (2005).
- Cash, S. S., Halgren, E., et al. The human K-complex represents an isolated cortical down-state. Science. 324 (5930), 1084-1087 (2009).
