JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Protocol
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
医学

צנתור עורקי ורידי הירך עבור דגימה דם, והתרופות ולחץ דם מודעת דרג מדידות הלב

Published: January 24, 2012
doi:
10.3791/3496
, ,
1Department of Pharmacology and Toxicology,Michigan State University

Summary

צנתור כרונית של כלי הדם עכברוש נדרשת לעתים קרובות מתן חומרים, יש לקבל דגימת דם על פני תקופה של זמן או ישירה מדידות לחץ דם בהכרה. צנתור עורקי הירך של מדידות חולדה המקביל לחץ דם החיה מודע יהיה הפגינו.

Abstract

בתחומים שונים של מחקר, גישה למערכת הדם במעבדה מחקרים הכרחי. מחקרים בחולדות תרופתי באמצעות צנתרים מושתל כרוניים היתר חוקר ביעילות אנושי לנהל חומרים, לבצע דגימה דם חוזרות ונשנות ומסייע מדידות ישירות מודע של לחץ דם וקצב הלב. לאחר קטטר הוא מושתל לטווח ארוך הדגימה אפשרי. חיים patency ו קטטר תלויה בגורמים רבים, כולל פתרון הנעילה בשימוש, משטר הסמקה חומר קטטר. סרט הווידאו הזה יהיה להדגים את המתודולוגיה של צנתור עורק הירך ואת ורידי של החולדה. בנוסף הווידאו תדגים את השימוש ורידי הירך צנתרים עורקי עבור דגימה דם, והתרופות ושימוש קטטר עורקי לקחת מדידות של לחץ הדם וקצב הלב מודעת עכברוש נעים בחופשיות. לקשור ולרתום מחוברת למערכת המסתובב יאפשר החיה להיות הובשימוש, יש דגימות שנלקחו על ידי החוקר, עם הפרעה מזערית החיה. כדי לשמור patency של הקטטר, תחזוקה יומי קפדני של קטטר נדרש פתרון באמצעות מנעול (100 U / ml heparinized מלוחים), מכונת הקרקע מזרק בוטה מחטים קצה ושימוש במסנני מזרק כדי למזער אפשרות של זיהום. זהיר עם טכניקות ניתוחיות aseptic, חומרים קטטר תקין וזהיר תחזוקה טכניקות קטטר, ניתן לקיים צנתרים פטנט ובעלי חיים בריא לאורך זמן (מספר שבועות).

Protocol

1. טרם החל הליך כירורגי הערה: לפני תחילת הליכים חיה לוודא שקיבלת את ההרשאה המתאימה דרך המוסד / ארגון. כמו עם כל הניתוחים הישרדות, לוודא כי הניתוח מבוצע בתנאים סטריליים ועל משככי כאבים ואנטיביוטיקה המתאים הדרוש משמשים לתוצאה מוצלחת. לפני תחילת הליך צנתור להעריך את צנתרים על ידי שטיפה אותם עם תמיסת מלח סטרילית כדי לוודא שהם פטנט. להרדים את העכברוש. הכן את העכברוש על ההליך הכירורגי. לגלח את הפרווה מאזורי כירורגי, אשר כוללים את החלק האחורי של הצוואר (בין השכמות) ובאזור הרגל הפנימית. שימוש בבטאדין ו לשפשף באתנול 70%, בהתאמה, לשפשף את האזורים כירורגית מגולח החל במרכז ולעשות כלפי חוץ לטאטא מעגלית. לחזור עלזה 3 פעמים עבור כל אזור, מסיימת עם טיהור סופי עם אתנול 70%. מניחים את החיה על משטח סטרילי לעטוף מקום סטרילי מעל אזורים כירורגית. (השימוש לחץ-n-Seal היא כורכת כירורגי אידיאלי ומאפשר החוקר לפקח על בעלי חיים ברחבי ההליך.) ודאו כי כל כלי ניתוח עבור ההליך הכירורגי היו מעוקרים. 2. הכנת תחומי כירורגי עבור מיקום צנתר עכברוש עם הנחת מועדים (על הבטן), לעשות כ ½ אינץ' (12 מ"מ) חתך אופקי בחלק האחורי של הצוואר ברמה של השכמות עם מספריים או סכין מנתחים, כך בוטה לנתח "כיס" תת עורית ב חזרה בערך בגודל של רבע. זה ישמש כאזור למקום כמות קטנה של צינורות אשר לפצות על גידול בעלי חיים ו / או התנועה, כלומר כך קטטר לא משך והוציאו מן העורק וכך זה היה מקוםד פנימה (לחלופין שלב זה יכול להתבצע באופן מיידי לפני המנהור את הקטטר). מניחים את החולדה על הגב שלה (המיקום פרקדן) ולעשות חתך באזור המפשעה [משוער חתך ½ אינץ' (12 מ"מ) לאורך הזווית הטבעית של הרגל האחורית. בלאנט לנתח כדי להפריד את רקמת החיבור (איור 1) (ניתן להשתמש קהה קצה מספריים, hemostats, צמר גפן וכו ') (בדרך כלל על ידי מחזיק מספריים היטה בוטה ו / או צמר גפן בזווית של 45 מעלות זה מבטיח את הלוקליזציה קל האזור ריבית) עד העורק עורק הירך ונחשפים. וריד הוא אדום כהה בצבע העורק היא ברורה בהיר יותר הווריד. העצב המשתרע לאורך העורק הוא לבנבן בטון. בלאנט לנתח באזור הרגל לעשות אזור קטן ופתוח מתחת לעור (כיס כלומר, בערך בגודל של רבע) לאורך הצד הפנימי של הרגל עבור מיקום סעיף קטן catheter (שוב לקחת לתנועה חיה חשבון צמיחה של החיה אם המיקום כרונית). מניחים את retractors לאזור החתך, כך שתוכל להציג באופן מלא את העורק לווריד. באמצעות טיפ נאה מלקחיים בעדינות להפריד בין העצב (בצבע לבנבן) כי הוא לאורך עורק הירך מן העורק לווריד. (איור 2) היזהר שלא לחתוך או נזק עצבי. הפרד את עורק ווריד כיחידה אחת, מנסה לחשוף כ ¼ קטע באורך סנטימטר (מ"מ 5-7) של עורקים / ורידים. חזור על התהליך להפריד את הווריד של העורק. שמור מכשירי ניתוח שלך (מלקחיים כלומר טיפ מצוין) בניצב לכלי נפרד את כלי במקביל. זה מסייע למנוע קריעה, לדקור או פגיעה בכלי. ידי הצבת מלקחיים טיפ מצוין בעדינות בין עורק ווריד מלמטה ולאט לאט פתיחת מלקחיים ולחזור זה, תוכלו להפריד את כלי לאט. הערה: אם אתה עושה דמעה או לראות כמהדימום להשתמש מטלית כותנה סטרילי ו / או 2 x 2 גזה והלחץ מקום על האזור עד שהדימום נפסק, ולאחר מכן להמשיך עם הניתוח. 3. תיעול צנתר מלוחים מקום סטרילי ספוג 2 x 2 גזה על החתך ולהפוך את החיה בבטן שלה. מניחים את פאן רוצ'סטר מלקחיים (מלקחיים ארוך וישר) לתוך החתך בגב שנעשה בעבר המדריך מלקחיים תת עורי במורד הגב לרמה של הירכיים [להבטיח את קצות hemostats הם הצביעה, (לא לכיוון השדרה ) כדי למנוע פציעה של חוט השדרה]. בסביבות באזור הירך לסובב את קצה hemostat כלפי החתך שנעשה באזור הרגל ולדחוף את קצה hemostats מתוך החתך ברגלו מוכן. בעדינות לתפוס את הקצה של צנתרים (לא סוף יהיה מוכנס לתוך העורק / וריד) עם המלקחיים ומשוך בעדינות את צנתרים דרך חלל שנעשהובסופו של דבר את החתך בצוואר. הנח את המזרק המתאים קצה קהה, המחט מלא הפרין U / ml 20 / מלוחים על סוף צנתרים בהתאמה ולמלא את צנתרים (לוודא שאין בועות אוויר) עם heparinized / מלוחים. שוב לבדוק צנתרים הם פטנט ונזק לא הגיע צנתרים. השאירו את מזרקים המצורפת בסוף קווי קטטר כדי להבטיח אוויר לא יכול להיכנס קווי קטטר ולהפוך את העכברוש על גבו שוב. 4. החדרת צנתרים לווריד עורק הירך ו (איור 3) מניחים דף מקופל של 4.0 סטרילית משי / חוט תחת וריד הירך ואז לחתוך את משי בסוף מקופל. יש עכשיו יהיה שתי פיסות משי תחת הווריד. או לחילופין, מקום 2 פיסות משי 4.0 תחת הווריד בנפרד. הפרד את משי שאתה תחת הווריד, חתיכה אחת לכיוון הרגל (קצה דיסטלי) והשני לכיוון הגוף. Tכלומר ליגטורה רופף בצד הקרוב לגוף, ולאחר מכן באמצעות hemostats קטן, אחוז משי למשוך לימד אבל לא להדק את הקשר. משוך את החלק השני של משי ככל האפשר לכיוון הרגל (סוף הדיסטלית) ועניבה זה לפקעת משולשת, אחוז משי עם hemostats קטנים למשוך לימד. שיטה זו תאפשר הווריד כדי להתמלא בדם, מה שמקל על מנת להפוך את החתך הדרוש החדרת צנתר (שלב 4). מקום 1-2 טיפות של לידוקאין לתוך הווריד. באמצעות מיקרו לנתח מספריים Vanna, לעשות חתך קטן בווריד כ ¼ דרך בזווית של 45 מעלות. מקום מצוין שקצהו מלקחיים (45 מלקחיים) לתוך החתך באמצעות זוג נוסף של מלקחיים; בזהירות להאכיל קטטר לווריד. בעדינות לפתוח את מלקחיים אשר ממוקמות לווריד, מכיוון שהדבר יאפשר לחוקר בעדינות למקום צנתר ורידי תחת מלקחיים לתוך הווריד. כאשר הקטטר מוחדר במלואו (approx. 6-7 ס"מ) (בעת ביצוע קטטר סימן מושם על קטטר כדי לסייע למנתח לזהות מתי את הקטטר מוחדר במלואו) (זה מציב את צנתר ורידי בתוך הבטן הווריד הנבוב), להדק את הקשר הקדמי סביב הווריד ו קטטר, קשירת קשר משולש (לוודא שהוא אינו occluding את הווריד). השתמש תפר משי ליד הרגל (ליגטורה האחורי) כדי להבטיח שוב את הקטטר (קשר משולש) ולהבטיח מיקום. לאט לאט למשוך בחזרה את המזרק עד שיש קצת דם גלוי הקטטר, אשר מסייע להבטיח את הקשרים תפר לא חזק מדי, וכי הקטטר הוא פונקציונלי. לאחר בדיקה, לוחץ על המתג עד דם גלוי כבר לא קטטר. הערה: ניתן להכניס 2 קטטר לווריד הירך במידת הצורך. חזור על שלבים 9-13 למקום קטטר בעורק הירך למעט החריגים הבאים: עניבה ממשי הקרוב הרגל (posterior) עם קשר משולש ולמשוך טאוght לפני בקשירת הקשר רופף ליד הגופה (קדמית) לפני ביצוע החתך עבור מיקום הקטטר. זה יאפשר העורק כדי למלא עם דם ומקלה לחתוך. ודא תפר הפרוקסימלי הוא משך לימד כדי לחסום את עורק לפני חיתוך העורק. זה יהיה למנוע אובדן דם כאשר החתך. הכנס את קטטר עורקי כ 5 ס"מ בעורק הירך (זה מציב את הקטטר באבי העורקים בבטן). כאשר הבטחת קטטר עם תפר, ודא תפר אינו הדוק מדי occluding את הקטטר. 5. כירורגי שיחת סיכום הפוך את אגורה כדי לולאה בגודל רבע של צנתרים ומניחים על החלק הפנימי של הרגל (הלולאה צריכה להתאים באזור זה היה בוטה גזור קודם לכן). לאחר הצבת שני צנתרים, לאבטח אותם עם 1-2 תפרים תפר של 5.0 כירורגית לתוך שכבת השריר. סגירת החתך עם Ethilon 4.0 עם sutur הלא רציפהes. הפעל את העכברוש על הבטן שלה לעשות עוד לולאה של צנתרים בערך בגודל של רבע מקום בכיס גזור מאחור. סגירת החתך עם תפר. באמצעות טיפת vetbond, לאבטח את צנתרים מאחור. קלאמפ צנתרים ליד החתך בחזרה עם hemostats מרופד ולהסיר את מזרקים מן הקצוות. התאם את העכברוש עם ז'קט לקשור סוג, כובע צנתרים (כדי לשמור על מנעול הפרין), ולהסיר את hemostats מרופד. – עבור תחזוקה לטווח ארוך הפתרון להחליף קטטר מלוחים עם הפרין U / ml 20 / מלוחים. 6. תחזוקה של צנתר (כפפות ועיקור יש ללבוש במהלך ההליך) הצמד את הקטטר עם מלקחיים מרופד. הסר את תקע קטטר. המקום מזרק היטה קהה עם פתרון נעילה על הקטטר. Unclamp מלקחיים. מלאו את הקטטר עם פתרון נעילה (נפח מראש determined, בדרך כלל 0.3 מ"ל). הצמד את הקטטר בזמן השטיפה כדי למנוע כל backflow של דם לתוך קצה הצנתר ולהסיר את המזרק. החלף את התקע קטטר. Unclamp מלקחיים בעדינות לדחוף את התקע מעט כדי להבטיח דם לא נמצא קצה הצנתר. 7. דגימת דם (כפפות ועיקור יש ללבוש במהלך ההליך) הצמד את הקטטר עם מלקחיים מרופד. הסר את תקע קטטר. אט אט לסגת פתרון לנעול באמצעות מזרק היטה להשליך בוטה. צרף מזרק הדגימה הקטטר ולאט לאט למשוך את המדגם. הצמד את הקטטר עם מלקחיים מרופד במקום מזרק עם פתרון נעילה על הקטטר מחדש למלא את הצנתר בתמיסת את המנעול. הצמד את הקטטר בזמן מילוי מחדש את הקטטר עם הפתרון. הכנס מחדש את תקע קטטר. הסר את מלקחיים מרופד בעדינות t הוא תקע קצת יותר. 8. עירוי תרופות הצמד את הקטטר עם מלקחיים מרופד. הסר את תקע קטטר. אט אט לסגת פתרון לנעול באמצעות מזרק היטה להשליך בוטה. צרף תרופה במזרק מלא עד קטטר ו להחדיר את החומר לתוך החיה. ניתן להשתמש שסתום 3 דרך, כמו גם ביניים אם זריקות מרובות נדרשים, וכן הוא מחייב עירוי נוזלים תוך פחות החיה. אפשר גם לצרף משאבת עירוי קבוע מזרק עם מסנן סטרילי עבור חליטות רציפה. קלאמפ עם מלקחיים מרופד במקום מזרק עם פתרון נעילה על הקטטר מחדש למלא את הצנתר בתמיסת את המנעול. הצמד את הקטטר בזמן מילוי מחדש את הקטטר עם הפתרון. הכנס מחדש את תקע קטטר. הסר את מלקחיים מרופד בעדינות את התקע מעט יותר. ה "> 9. לחץ דם ו קצב הדגימה הלב הצמד את הקטטר עורקי עם מלקחיים מרופד להסיר את התקע קטטר. הצמד את קו עורקי אל מתמר הלחץ. עקוב אחר ההוראות לייצור עבור שימוש בתוכנה לאיסוף בלחץ הדם. בתום תקופת מעקב לחץ דם, באמצעות מלקחיים מרופד מהדק את הקטטר ואת להתנתק מתמר. רוקן את הקטטר עם פתרון נעילה ולהחליף את התקע קטטר כפי שתואר לעיל. 10. נציג תוצאות למדוד נציג בלחץ הדם נלקח בעל חיים נע בחופשיות מודעת מוצג באיור 4. Phenylephrine (3 UG / kg, ד), 1 קולטן אלפא אגוניסט adrenergic, היה מנוהל לתוך עורק הירך לקו כדי להעלות את לחץ הדם, תוך מדידת לחץ דם מקו עורקי הירך. Phentolamine (4 מ"ג / ק"ג, ד),אנטגוניסט nonselective אלפא adrenergic, שנוהלה אז להוריד את לחץ הדם. באיור 1. דיסקציה בלאנט של רקמת גוף. עם העכברוש על גבו, יהיה לך עשה כ ½ אינץ' (12 מ"מ) חתך על הזווית של הרגל האחורית באמצעות מספריים קהים או hemostats תוכלו בוטה לנתח את רקמת החיבור לחשוף את עורק וריד הירך ו. באיור 2. ההפרדה של העורק הפמורלי ווריד מן הרקמה החיבורית. באיור 3. ההשמה צנתר. שימוש Vanna מיקרו לנתח מספריים במקום חתך קטן של כ ¼ הדרך באמצעות כלי בזווית של 45 מעלות (למעלה) ואת המקום קנס שקצהו מלקחיים לתוך החתך דואר ושימוש עוד זוג מלקחיים להאכיל את הקטטר אל כלי השיט (באמצע). לבסוף, עם השלמת ההשמה של הקטטר תפר את הקטטר במקום (התחתון). איור 4. למדוד לחץ דם נציג שנלקחו חיה נע בחופשיות מודע.

Discussion

צנתור עורקי וריד יש היסטורית שימשו הן בחריפות ו כרוניים לפקח על לחץ הדם, דם מדגם ולספק חומרים המודל הניסיוני חולדה חיה 1-4. היתרון העיקרי של אלה instrumentations כירורגית הוא שהיא מאפשרת נהלי ניטור, כולל דגימה הממשל דם סמים, לחץ דם ניטור, להתנהל עם הפרעות מינימליות ו / או סטרס לבעל החיים 1. חוקרים רבים כתבו פרוטוקולים יש מתודולוגיות ספציפי שבו המעבדה שלהם מבצעת את הליך כירורגי 5-8. וידאו ואיורים להדגים מה במעבדה שלנו יש למצוא כדי להצליח לגבי העורקים הירך ואת הליך צנתור ורידי.

חולדות משמשות עבור מספר רב של מחקרים מדעיים עקב גודלם הזעיר ונוחות בטיפול במעבדה. ישנם כמה מקומות שבהם כרוניתקטטר יכול להיות ממוקם בתוך חיה, כולל וריד הצוואר, אבי העורקים בבטן, העורק הראשי ואת עורק הירך, עד כמה שם. המיקום עכברוש הירך לתוצאות צנתור כרונית באורך מוגברת של patency קטטר והיה ההתאוששות המהירה של משקל טרום ניתוחית חיה לעומת מקומות אחרים קטטר 9.

חוקרים רבים השתמשו שכינת צנתרים לדגימה דם אקוטי כמו גם כרוניות 1-5,11-13. במחקרים רבים דם מרובים שואבת נדרשים של חיה ו cannulation צנתור חיצוני / הוא אחד מתודולוגיה כי יש יתרון בשל אופיו הלא טראומטי; יתר על כן אפשר לעשות את זה בעוד החיה מודע, ובכך אינה מוגבלת על ידי ההשפעה של חומרי הרדמה גם בעלי חיים ניתן לנוע בחופשיות 1,10. השיטה הטובה ביותר שבאמצעותו ניתן להשיג דגימות דם כדי למדוד את הורמוני הלחץ במכרסמים כבר התווכחו ארוכות 6,13. באשר Studi פרמוקוקינטייםes, צינתור של החיה מחקר אישורים ובדיקות דם חוזרות ונשנות באיפוק מינימלי כאשר באמצעות מערכת צנתר מושתל כרוני. בנוסף, מחקרים הראו ריכוזי הבסיס מופחת של אדרנלין, נוראדרנלין ודופאמין בפלסמה של חולדות נע בחופשיות (קטטר הצוואר) לעומת בעלי חיים טופלו (30 שניות) ו – או מאופק (5 דקות) 14. דרך נוספת שבאמצעותה להבחין עליית הלחץ הוא על ידי מדידת רמות פלזמה corticosterone. בעבר הוצע כי גם לאחר שלושה עד ארבעה ימים של התאוששות כירורגית פעמים כי רמות פלזמה corticosterone היו גבוהות ב החולדה cannulated כרוני 15. עם זאת, השיפורים האחרונים ב מתודולוגיה קבעו כי אין הבדלים ברמות הבסיס פלזמה corticosterone של חולדות וריד cannulated לעומת חולדות uncannulated 16. בנוסף, המתודולוגיה HPLC לניתוח corticosterone גם גילה כי corticosterone רמות גבוהות של מתח איפוק, אך יציב לאחר צנתור הצוואר 16.

שימוש נוסף של צנתור כרונית היא מדידת לחץ הדם וקצב הלב במכרסמים. ישנן שיטות רבות, שבהם מנוצלים כדי למדוד את לחץ הדם ואת קצב הלב בחולדה, אלה כוללים את פולשני השרוול זנב מתודולוגיות, נהלים radiotelemetry צנתרים שכינת ישיר. לכל שיטה יש את היתרונות והחסרונות שלה, אשר מתוארים בפירוט בפרסומים אחרים. שכינת מלאות נוזל צנתרים יכול להיות מושתלים לתוך העורקים מרובים בתוך החולדה. עורק הירך היא רק אחת העורק כי ניתן להשתמש באמצעי זה. במשך לחץ / לב אמצעים דם קצב, סוף דיסטלי של הקטטר מחוברת מתמר לחץ מכויל. קטטר ניתן שוכנו באביב מגן המחובר המסתובב על מנת לאפשר תנועה חופשית של בעלי חיים, או המצורפת surgi כפתורמושתל ומלקק את החיה. צנתרים שכינת יש את היתרון של מזעור הלחץ לטווח ארוך על החיה 17,18. בנוסף החומרים הם זולים, כיול קל אמצעים לחץ מתמשך לטווח ארוך אמצעים ניתן להשיג בתנאים של לחץ נמוך יחסית במשך שבועות רבים 19. היינו רשלנות אם לא היינו מזכירים כי ישנם חסרונות בשיטה זו, ובכלל, היא טכניקה כירורגית פולשנית, תחזוקה של הקטטר נדרש לשמור, patency פגיעה בעורק עקב השתלת קטטר לבין פוטנציאל הזיהום עד כמה שם.

עבור אמצעים כרוני של לחץ דם הקלטות ישירות צנתרים עורקים כרונית, מושתל יותר מאתגר מבחינה טכנית אך הם מדויקים יותר ניתן לעשות זאת באופן רציף מבלי לפגוע בבעלי חיים. זנב השרוול מדידות מדויקות פחות, אולם הם אינם דורשים ניתוח ניתן לחזור עלed. זנב השרוול מתודולוגיות דורשים טיפול, כמו גם חימום של בעל החיים כדי להרחיב את כלי הזנב כדי להקל על זיהוי של דופק 20. טיפול ואת עומס החום הוסיף יכול להשפיע על מדידות לחץ הדם, ולכן לא מספק אמצעים מדויק באמת. יתר על כן, הלא ישיר זנב השרוול השיטה אינה מתירה את דם קל הדגימה סימולטני או והתרופות.

דרך נוספת שבאמצעותה מודדים ישירה יכולה להיות מושגת היא באמצעות המתודולוגיה telemetric. טלמטריה מאפשר הקלטות באיכות גבוהה של לחץ דם (ואמצעים אחרים) ברציפות במשך תקופות זמן ארוכות בחיות נע בחופשיות המודע ללא ריסון או הרדמה 18. עם זאת, מכשירים טלמטריה בזמן אידיאלי הם יקרים מאוד. כאשר לעומת טלמטריה, הטבות צנתור כוללים: ירידה "ההתקנה" ואת עלויות התפעול, את היכולת לנהל בקלות סמים בקלות לקחת דגימות דם אצל בעלי חיים באופן חופשי לנוע מודע. Administratיון של תרופות וחומרים, וכן דגימות דם מן החי להשיג את המחקר ניתן לעשות זאת בזמן מינימלי מטריד את החיה, ובכך ממזערת את הלחץ על בעלי חיים ועל המאפשר למדוד מדויק יותר.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

המחברים מבקשים להודות ד"ר אנדרו קינג, PhD וקטרינה המלך על תרומתו של האיורים. מענק NIH: R00HL087927.

Materials

Name Type Company Catalog Number
Arterial Catheter Consumable SAI Infusion RFA-01
Venous Catheter Consumable Scientific Commodities, Inc. BB518-20 & BB31785-V/2
27g 1/2″ Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991113
23g 1/2″ Blunt Needle Equipment Integrated Dispensing Solutions, Inc. 9991109
PowerLab/8SP Equipment ADInstruments ML765
Quad Bridge Equipment ADInstruments ML118
LabChart 7.2 Software ADInstruments  
BP Transducer with stopcock & Cable Equipment ADInstruments MLT844
Single Channel Swivel Equipment Instech 375/22PS
Single Axis-Counter Balance Swivel Mount Equipment Instech CM375BP
Covance Infusion Harness Equipment Instech CIH105
Table Top Isoflurane Anesthesia Unit Equipment Protech International, Inc. 61020
Rodent Anesthesia Mask Equipment Protech International, Inc. RAM-02
Rodent Induction Chamber Equipment Protech International, Inc. RIC-01
Anesthesia Gas Filter Canister Equipment Protech International, Inc. 80120
Tabletop Laminar Flow Hood Equipment Sentry Air Systems, Inc. SS-200-WSL
Oster Golden A5 Equipment Oster Professional Products 78005-140
Fiber Optic Light with Dual Gooseneck Guide Equipment LW Scientific, Inc. ILL-1502-DGG1
Deltaphase Isothermal Pad Equipment BrainTree Scientific 39DP
Cotton-Tipped Applicators Consumable Solon Manufacturing Company 36200
Gauze Sponges 2″x2″ Consumable Kendall Curity 2146
5-0 Nylon Suture Consumable Ethicon 661G
4-0 Silk Suture Consumable Deknatel 8-S, 136075-0208
Tissue Adhesive Consumable 3M 1469SB
Splinter & Fixation Forceps Equipment George Tiemann & Company 160-55
Student Tissue Forceps Equipment Fine Science Tools, Inc. 91121-12
Micro Forceps/Bracken Forceps Equipment George Tiemann & Company 10-1942
Extra Fine Graefe Forceps Equipment Fine Science Tools, Inc. 11152-10
Olsen-Hegar Needle Holder Equipment Fine Science Tools, Inc. 12002-12
Student Halsted-Mosquito Hemostat Equipment Fine Science Tools, Inc. 91308-12
Rochester Pean Forcep Equipment Biomedical Research Instruments, Inc. 31-1640
Student Surgical Scissors Equipment Fine Science Tools, Inc. 91402-12
Dumont Forceps Equipment Fine Science Tools, Inc. 11251-35
Micro Dissecting Scissors Equipment George Tiemann & Company 160-210
Strabismus Scissors Equipment Fine Science Tools, Inc. 14075-11
Hartman Hemostat Equipment Fine Science Tools, Inc. 13003-10
Tissue Scissors Equipment George Tiemann & Company 160-150
Retractor Equipment Custom Made  
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Tabata, Y., Chang, T. M. Intermittent vascular access for extracorporeal circulation in conscious rats: a new technique. Artif. Organs. 6, 213-215 (1982).
  2. Chester, J. F., Weitzman, S. A., Malt, R. A. Implantable device for drug delivery and blood sampling in the rat. J. Appl. Physiol. 59, 1665-1666 (1985).
  3. Koeslag, D., Humphreys, A. S., Russell, J. C. A technique for long-term venous cannulation in rats. J. Appl. Physiol. 57, 1594-1596 (1984).
  4. Hall, R. I., Ross, L. H., Bozovic, M., Grant, J. P. A simple method of obtaining repeated venous blood samples from the conscious rat. J. Surg. Res. 36, 92-95 (1984).
  5. Burt, M. E., Arbeit, J., Brennan, M. F. Chronic arterial and venous access in the unrestrained rat. Am. J. Physiol. 238, H599-H603 (1980).
  6. Cocchetto, D. M., Bjornsson, T. D. Methods for vascular access and collection of body fluids from the laboratory rat. J. Pharm. Sci. 72, 465-492 (1983).
  7. Rigalli, A., E, D. L. V. . Experimental surgical models in the laboratory rat. , (2009).
  8. Waynforth, H. B. . F.P.A. Experimental and surgical tehcnique in the rat. , (2007).
  9. Yoburn, B. C., Morales, R., Inturrisi, C. E. Chronic vascular catheterization in the rat: comparison of three techniques. Physiol. Behav. 33, 89-94 (1984).
  10. Staub, J. F., Coutris, G. A technique for multiple, high-rate blood samplings via an external cannula in rats. J. Appl. Physiol. 46, 197-199 (1979).
  11. Steffens, A. B. A method for frequent sampling of blood and continuous infusion of fluids in the rat without disturbing the animal. Physiol. Behav. 4, 833-836 (1969).
  12. Thrivikraman, K. V., Huot, R. L., Plotsky, P. M. Jugular vein catheterization for repeated blood sampling in the unrestrained conscious rat. Brain. Res. Brain. Res. Protoc. 10, 84-94 (2002).
  13. Vahl, T. P. Comparative analysis of ACTH and corticosterone sampling methods in rats. Am. J. Physiol. Endocrinol. Metab. 289, E823-E828 (2005).
  14. Buhler, H. U., da Prada, M., Haefely, W., Picotti, G. B. Plasma adrenaline, noradrenaline and dopamine in man and different animal species. J. Physiol. 276, 311-320 (1978).
  15. Fagin, K. D., Shinsako, J., Dallman, M. F. Effects of housing and chronic cannulation on plasma ACTH and corticosterone in the rat. Am. J. Physiol. 245, E515-E520 (1983).
  16. Ling, S., Jamali, F. Effect of cannulation surgery and restraint stress on the plasma corticosterone concentration in the rat: application of an improved corticosterone HPLC assay. J. Pharm. Pharm. Sci. 6, 246-251 (2003).
  17. Fink, G. D., Bryan, W. J., Mann, M., Osborn, J., Werber, A. Continuous blood pressure measurement in rats with aortic baroreceptor deafferentation. Am. J. Physiol. 241, H268-H272 (1981).
  18. Van Vliet, B. N., Chafe, L. L., Antic, V., Schnyder-Candrian, S., Montani, J. P. Direct and indirect methods used to study arterial blood pressure. J. Pharmacol. Toxicol Methods. 44, 361-373 (2000).
  19. Wang, J., Tempini, A., Schnyder, B., Montani, J. P. Regulation of blood pressure during long-term ouabain infusion in Long-Evans rats. Am. J. Hypertens. 12, 423-426 (1999).
  20. Bunag, R. D. Facts and fallacies about measuring blood pressure in rats. Clin. Exp. Hypertens. A. 5, 1659-1681 (1983).

Tags

Femoral Arterial CatheterizationVenous CatheterizationBlood SamplingDrug AdministrationConscious Blood Pressure MeasurementHeart Rate MeasurementLaboratory StudiesPharmacological StudiesRat Catheterization MethodologyPatencyCatheter LifeLock SolutionFlushing RegimenCatheter MaterialTether SystemSwivel SystemDaily MaintenanceHeparinized SalineAseptic Surgical Techniques

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Jespersen, B., Knupp, L., Northcott, C. A. Femoral Arterial and Venous Catheterization for Blood Sampling, Drug Administration and Conscious Blood Pressure and Heart Rate Measurements. J. Vis. Exp. (59), e3496, doi:10.3791/3496 (2012).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image