Cette procédure décrit une méthode pour l'isolement et la culture de l'organe de Corti murin avec ou sans le limbe en spirale et les neurones du ganglion spiral. Nous démontrons également une méthode pour l'expression d'un gène rapporteur exogènes dans l'organe de Corti explant par électroporation.
Dans tous les mammifères, l'épithélium sensoriel de l'audition est situé le long de l'organe de Corti en spirale qui réside dans la cochlée en forme de conque de l'oreille interne (figure 1). Les cellules ciliées de la cochlée de développement, qui sont les cellules mécano du système auditif, sont alignés dans une rangée de cellules ciliées internes et trois (dans la base et la mi-tours) à quatre (dans le tour apical) des rangées de cellules ciliées externes qui couvrent la longueur de l'organe de Corti. Les cellules ciliées transduire sonores induites par des vibrations mécaniques de la membrane basilaire en impulsions nerveuses que le cerveau peut interpréter. La plupart des cas de surdité de perception sont causés par la mort ou un dysfonctionnement des cellules ciliées de la cochlée.
Un outil de plus en plus essentiel dans la recherche auditif est l'isolement et la culture in vitro de l'explant 1,2,9 orgue. Une fois isolés, les explants peuvent être utilisées de plusieurs manières de fournir des informations concernant normatives, anormal, ou de la physiologie thérapeutiques. L'expression des gènes, la motilité stéréocils, biologie cellulaire et moléculaire, ainsi que les approches biologiques pour la régénération des cellules de cheveux sont des exemples d'applications expérimentales de l'organe d'explants Corti.
Ce protocole décrit une méthode pour l'isolement et la culture de l'organe de Corti de souris néonatales. La vidéo d'accompagnement comprend des directions pas à pas pour l'isolement de l'os temporal du souriceaux, et l'isolement ultérieur de la cochlée, ligament spiral et organe de Corti. Une fois isolé, l'épithélium sensoriel peut être plaqué et cultivées in vitro dans son intégralité, ou comme un autre micro-disséqués isoler ce manque de la spirale et limbe des neurones du ganglion spiral. En utilisant cette méthode, les explants primaires peut être maintenue pendant 7-10 jours. Comme exemple de l'utilité de cette procédure, l'organe de Corti explants sera électroporation avec une gène rapporteur DsRed exogènes. Cette méthode permet une amélioration par rapport aux autres méthodes publiées, car elle fournit des indications reproductibles, sans ambiguïté, et par étapes pour l'isolement, la microdissection et culture primaire de l'organe de Corti.
Il ya plusieurs détails qui sont essentiels pour le succès de cette procédure. Plus le temps de l'isolement à l'os temporal organe de Corti d'incubation, plus les chances que les organes se joindre à la lamelle et aboutir à des cultures d'organes viables. Par conséquent, il est important de limiter la quantité de temps entre la dissection et de placer les organes dans l'incubateur. Le choix de l'antibiotique est également crucial, car de nombreux antibiotiques aminoglycosides sont ototoxiques et aboutira à la mort cellulaire des cheveux. Bien qu'il soit préférable de renoncer à l'utilisation des antibiotiques en tout, ce qui laisse ouverte la possibilité de contamination. Par conséquent, nous suggérons l'utilisation de 10 ug / ml d'ampicilline en règle générale à surmonter les problèmes de contamination potentielle.
L'aspect le plus gênant de ce fait, et d'autres procédures pour la culture primaire de l'organe de Corti, est la tendance des organes de flotter hors les plaques pendant l'incubation. Bien que les cultures d'organes flottants peuvent rester viables pendant 5-7 jours, il ya des inconvénients d'organes en culture flottante. Par exemple, des cultures d'organes flottants souvent se replier sur eux-mêmes après 4-5 jours de microscopie rendu problématique. Par la suite, l'intégrité structurale de l'organe peut être compromise par rapport aux organes qui ont été apposés sur la lamelle. Nous avons constaté que les techniques suivantes aident à s'assurer que l'organe de Corti ne flottent pas dans les milieux de culture, mais elle reste fixée à la lamelle. Premièrement, le manteau des lamelles de verre dans l'01:01 polyornithine / laminine complété avec 20% de FBS, comme décrit. La nuit d'incubation appelé dans le présent protocole est le temps minimum que la plaque doit être revêtue. Dans notre laboratoire, nous avons souvent manteau de toutes les plaques que nous avons besoin pour une semaine et les maintenir à 4 ° C jusqu'à ce que le jour avant de l'utiliser quand nous les passer à la pépinière pour une nuit d'incubation. Deuxièmement, après que les organes sont transportés vers les lamelles revêtues, d'orienter l'explant de sorte que les cils des cellules ciliées face. Cette orientation va faciliter l'adhérence de la membrane basilaire de la boîte de culture. Troisièmement, retirez le support dans le puits d'apposer l'explant au plat couché. Cela permettra d'assurer le contact entre la boîte de culture et de la membrane basilaire et de renforcer la capacité des explants d'adhérer au verre. Ce sera également aider à maintenir l'intégrité structurelle des rangées de cellules ciliées. Enfin, soigneusement goutte à goutte 2 gouttes de milieu de culture sur la surface de l'organe de Corti aide d'une pipette capacité de 200 ul et puis, lentement, remplissez le bien par égouttement le volume restant (sur un total 130 pi) sur le côté de la lamelle. Il est important de travailler rapidement pour assurer l'attachement de l'organe de Corti à la lamelle enduit. Depuis le début de la dissection à l'incubation des explants, il faut généralement 10 minutes pour un opérateur pratiqué pour compléter cet organe de Corti procédure d'isolement.
Dans ce protocole, nous présentons également une méthode pour l'isolement des micro-de l'épithélium sensoriel du limbe spirale de l'organe de Corti. Dans cette procédure, le limbe est disséqué en colimaçon loin de l'épithélium sensoriel utilisant 28G ½ aiguilles à insuline comme des outils de dissection. Le composé résultant de micro-isoler des rangées de cellules ciliées et leurs correspondants cellules de soutien (figure 3). L'épithélium sensoriel isolées peuvent ensuite être cultivées comme décrit dans le présent protocole. Cette procédure d'isolement de micro-devrait être comparé à la séparation enzymatique de l'épithélium sensoriel du tissu environnant 4. Chez les mammifères, ainsi que les espèces non-mammifères comme les poulets, la digestion des thermolysine isolée résultats organes vestibulaires de l'isolement des épithéliums sensoriels à partir des cellules mésenchymateuses sous-sol 4. Dans la cochlée de rat, les résultats de digestion thermolysine dans la séparation de la grande crête épithéliale, moins crête épithéliale et accompagne les épithéliums sensoriels de la membrane 5 sous-sol. Cependant, il est difficile de savoir si l'épithélium cochléaire sensorielle peut se rattacher à des plaques revêtues sans les cellules mésenchymateuses accompagnent. Alors que les micro-mécaniques d'isolation méthode et enzymatiques résultat de la méthode de digestion à la séparation de l'épithélium sensoriel du limbe en spirale, des avantages de la dissection micro-isoler au cours de la digestion thermolysine inclure un protocole relativement plus courte, moins cher réactifs, et le stress potentiellement moins de l'explant due aux effets de la digestion enzymatique. En outre, la membrane basale est laissée intacte dans cette démarche, qui peut renforcer l'attachement de l'épithélium sensoriel de la plaque de culture. Les inconvénients de cette méthode comprennent la nécessité de développer les compétences nécessaires pour cette dissection délicate et le potentiel des dommages mécaniques à l'épithélium sensoriel résultant de la dissection micro.
Comme exemple de l'utilité de cette procédure, nous présentons également un exemple de l'utilisation de l'organe deCultures Corti; l'électroporation de gènes exogènes dans la culture des explants. La procédure décrite ci-dessus électroporation est basé sur les méthodes antérieures de l'organe de Corti électroporation. Notamment, Zheng et Gao (2000) décrivent l'électroporation des organes isolés de rat de Corti où les explants sont maintenus en place par électroporation par une rainure moulée d'agarose et ensuite étalées sur revêtues de collagène 8-même glisser LabTek dans un milieu sans sérum 2. Un avantage de leur approche est que les organes sont orientés de telle sorte que les surfaces supérieures des explants face à la cathode, ce qui devrait théoriquement conduire à une répartition homogène de cellules par électroporation dans l'explant. Dans nos mains cependant, la méthode que nous décrivons améliorée sur cette procédure parce que l'organe de Corti est resté fixé à la lamelle pendant toute la procédure réduisant ainsi la manipulation de l'explant après l'électroporation. De plus, un pourcentage plus élevé d'organes de Corti est resté attaché à la lamelle en utilisant cette méthode présentée. Notre méthode est tirée de Jones, et al. (2006) qui utilise l'ajout du réactif Fugene 6 pour augmenter l'efficacité de l'expression des gènes après l'électroporation. Dans le protocole de Jones et al. (2006), les organes sont électroporées, incubé pendant 5 minutes avec 100 uL de réactif de transfection Fugene 6, et 6 plaqués. Notre méthode se distingue dans l'utilisation d'un ratio de 3:2 de Fugene 6 réactifs à l'ADN plasmidique, que nous avons trouvé empiriquement pour offrir un niveau optimal d'expression transgénique avec une toxicité minimale d'orgue. Nous n'utilisons pas non dilué Fugene 6 réactif, ce qui peut entraîner une toxicité pour les cultures. La configuration des électrodes dans notre protocole, ainsi que Jones et al. (2006), les résultats de l'expression génique primaire soit dans la spirale ou limbe épithélium sensoriel selon la position de la cathode. Bien qu'il existe des cellules DsRed positif sur le côté de la culture éloignée de la cathode, il ya une forte concentration de cellules transgéniques plus proche de la cathode. Afin d'assurer une expression complète du transgène dans les deux côtés de l'organe de Corti explant, le courant peut être inversé pour un deuxième train d'impulsions par simple inversion du conduit. Les résultats présentés dans le protocole d'expression du transgène robustes à travers l'organe de Corti (fig. 5).
Les auteurs tiennent à remercier Danielle Demêmes et Douglas Cotanche et pour leurs efforts en nous enseignant les méthodes pour l'isolement de l'organe de Corti. En outre, nous tenons à remercier Ismaël Stefanov-Wagner pour l'ingénierie des électrodes électroporateur; Sherry Lin pour son oeuvre d'art contribuent à l'animation vidéo, et Matthew Chana, Jason Howie Meeker, et Kendra Marshall ( www.goodfightproductions.com ) pour produire la vidéo. Ce travail a été financé par des subventions (R03DC010065-Parker; RO1DC007174-Edge; P30DC05209-IEMO Core Support d'audience de la recherche) de la NIDCD.
Material Name | Type | Company | Catalogue Number | Comment |
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Glass microscope coverslips | DYNALAB Corporation (Rochester, NY) | 2010 | 10mm diameter, circle #1, 1mm thickness, 1 ounce | |
4 ringed cell culture dish | Greiner Bio-One (Frickenhausen, Germany) | 627170 | Sterilized 35 X 10 mm cell culture dish with 4 inner rings | |
Poly-L-ornithine | Sigma-Aldrich Company (St. Louis, MO) | P4957 | 0.01% Solution | |
Laminin | BD Biosciences (Franklin Lakes, NJ) | 354232 | made in mouse | |
Fetal Bovine Serum | Invitrogen (Carlsbad, CA) | 26140-095 | Qualified | |
Operating scissors | Roboz Surgical Instrument Co. (Gaithersburg, MD) | RS-6806 | Straight, sharp-blunt length 5″ | |
#11 Scalpel Blade | Becton Dickenson (Franklin Lakes, NJ) | 372611 | ||
#4 Dumoxel forceps | Fine Science Tools (Foster City, CA) | 11241-30 | ||
#55 Dumostar fine forceps | Fine Science Tools (Foster City, CA) | 11295-51 | ||
Dulbecco’s Modified Eagle Medium | Invitrogen (Carlsbad, CA) | 10564-011 | High Glucose | |
Horse Serum | Invitrogen (Carlsbad, CA) | 2605088 | Heat Inactivated | |
Ampicillin Sodium Salt | Invitrogen (Carlsbad, CA) | 11593-027 | Irradiated | |
½ cc Lo-Dose Insulin Syringe | Becton Dickenson (Franklin Lakes, NJ) | 329465 | U-100 28G½ | |
Fugene 6 Transfection Reagent | Roche (Mannheim, Germany) | 11-815-091-001 | ||
Polystyrene test tube | Fisher Scientific (Pittsburgh, PA) | 14-956-5A | ||
Laminar flow hood | The Baker Company (Stanford, ME) | Model SG603a | SterileGARD III Advanced Class II Biological Safety Cabinet |
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Opti-MEM I Reduced-Serum Medium | Invitrogen (Carlsbad, CA) | 31985 | ||
Reporter plasmid | Clontech (Mountain View, CA) | 632539 | pCMV DsRed-Express 2 | |
Electroporator | BioRad (Hercules, CA) | 165–2662 | BioRad Gene Pulser Xcell |